动物实验技术操作训练
动物实验的基本知识和操作技术

动物实验的基本知识和操作技术第⼆章动物实验的基本知识和操作技术第⼀节实验动物药理学实验常⽤的动物有蛙、蟾蜍、⼩⽩⿏、⼤⽩⿏、豚⿏、家兔、猫和⽝等。
常根据实验⽬的和要求选⽤不同的实验动物。
由于不同的动物具有不同的特点,故所选⽤的动物应能较好地反映试验药物的选择性作⽤,并符合节约的原则。
(⼀)、实验动物的选择原则1、尽量选择与⼈体结构、机能、代谢及疾病特征相似的动物;2、选⽤的实验动物的解剖、⽣理特点应符合实验⽬的;3、根据⼈与实验动物对同⼀刺激的反应差异,选⽤具有明显反应的动物;4、根据⽣物医学研究必须达到的精确度,选⽤结构功能简单⼜能反映研究指标的动物;5、选⽤患有⼈类类似疾病的近交系或突变系动物;6、选⽤与实验设计、技术条件、实验⽅法等相适应的标准化动物;7、在不影响实验⽬的与结果的前提下,选择最易获得、最经济、便于操作管理的动物;8、供实验⽤的动物应具备质量合格证。
(⼆)、常⽤实验动物的特点1、蛙和蟾蜍离体⼼脏能较持久地有节律地搏动,常⽤于观察药物对⼼脏的作⽤;坐⾻神经和腓肠肌标本可⽤来观察药物对周围神经、神经肌⾁或横纹肌的作⽤;蛙的腹直肌还可以⽤于鉴定胆碱能药物的作⽤。
2、⼩⽩⿏是实验室最常⽤的⼀种动物。
易于⼤量繁殖,且价廉,适⽤需要⼤量动物的实验,如药物筛选、半数致死量测定、药物效价⽐较、抗感染、抗肿瘤药物及避孕药物的研究等。
3、⼤⽩⿏与⼩⽩⿏相似。
⼀些在⼩⽩⿏⾝上不便进⾏的实验可选⽤⼤⽩⿏,如药物抗炎作⽤的实验常选⽤⼤⽩⿏踝关节制备关节炎的模型。
此外,也可⽤⼤⽩⿏直接记录⾎压、作胆管插管,或⽤⼤⽩⿏观察药物的亚急性或慢性毒性。
⼤⽩⿏的⾎压和⼈相近,且稳定,现常⽤于抗⾼⾎压药物实验。
4、豚⿏是实验室常⽤动物之⼀。
对组织胺很敏感,容易致敏,常⽤于平喘药和抗组胺药的实验。
对结核菌亦敏感,故也⽤于抗结核药的研究。
此外还⽤于离体⼼脏及平滑肌实验,其乳头肌和⼼房常⽤于电⽣理特性及⼼肌细胞动作电位实验,研究抗⼼律失常药物的机理。
实验动物与动物实验方法教案

实验动物与动物实验方法教案一、教学目标1. 了解实验动物在科学研究中的重要性。
2. 掌握实验动物的选择原则及动物实验的基本方法。
3. 培养学生的实验操作能力和科学研究素养。
二、教学内容1. 实验动物的概念与分类2. 实验动物的选择原则3. 实验动物的饲养与繁殖4. 动物实验的基本方法5. 实验动物伦理与福利三、教学方法1. 讲授法:讲解实验动物的概念、分类、选择原则及实验动物伦理与福利。
2. 演示法:展示实验动物图片,介绍实验动物的特点。
3. 实践操作:引导学生参与动物实验,培养实验操作能力。
4. 小组讨论:探讨实验动物在科学研究中的重要性及实验动物伦理问题。
四、教学准备1. 教材或教学资源:《实验动物学》、《实验动物与动物实验方法》等。
2. 实验动物图片及视频资料。
3. 实验动物模型或实物。
4. 动物实验器材与用品。
五、教学过程1. 导入:介绍实验动物在科学研究中的重要性,引发学生兴趣。
2. 实验动物的概念与分类:讲解实验动物的定义,介绍实验动物的分类及特点。
3. 实验动物的选择原则:讲解实验动物选择的原则,如遗传背景、生长发育、疾病模型等。
4. 实验动物的饲养与繁殖:介绍实验动物的饲养管理及繁殖技术。
5. 动物实验的基本方法:讲解动物实验的设计、实施与数据分析。
6. 实验动物伦理与福利:介绍实验动物伦理原则,如减少痛苦、合理利用等。
7. 实践操作:引导学生参与动物实验,培养实验操作能力。
8. 小组讨论:探讨实验动物在科学研究中的重要性及实验动物伦理问题。
9. 总结与反馈:总结本节课的重点内容,收集学生反馈意见,为后续教学做好准备。
10. 作业布置:布置相关思考题,巩固所学知识。
六、教学评估1. 课堂问答:通过提问了解学生对实验动物概念、分类和选择原则的掌握情况。
2. 实验操作:评估学生在动物实验中的操作技能和实验设计能力。
3. 小组讨论:评价学生在讨论实验动物伦理与福利时的表现,包括批判性思维和团队协作能力。
动物实验技术操作训练课件

②动作轻柔,以免引起损伤性尿闭。 ③注意膀胱插管不要插入过深。
第二十七页,共31页。
2.输尿管插管术(视频)
(1)输尿管插管操作要点:
①在耻骨联合上方备皮,做一3~5cm的切口,沿腹白线打 开腹腔,暴露膀胱,将膀胱向下方翻开,可见白色输尿管。
第二十五页,共31页。
六、腹部手术 1.膀胱插管术(视频)
(1)膀胱插管操作要点:
①在耻骨联合上方备皮,做一3~5cm的切口,沿腹白线打
开腹腔,暴露膀胱,将膀胱向下方翻开,可见白色输尿管。
②结扎尿道口。
③膀胱底部剪一小口,插入导管,与切口处的膀胱壁结扎固 定。
第二十六页,共31页。
(2)注意事项
2.药品: 25%氨基甲酸乙酯溶液(乌拉坦)
第五页,共31页。
[实验方法]
一、家兔的捉拿与称重
1.家兔的捉拿
右手抓住家兔颈背部皮肤, 轻轻将家兔提起,迅速以左手 托住其臀部,使家兔体重主要 落左掌心上,以免损伤动物颈 部。
图1 正确捉拿家兔
注意点: 家兔一般不咬人,但脚
爪锐利,在挣扎易抓伤捕捉 者,所以捕捉时要特别注意 其四肢。
①于气管一侧小心分离颈总动脉约3cm穿两线备用。 ②远心端结扎、近心端用动脉夹夹紧。 ③用眼科剪与血管呈45℃的角度从远心端开始在向心一侧 剪开管壁的1/3。 ④插管前导管和压力换能器的肝素化。 ⑤插管后结扎固定。
第二十四页,共31页。
(2)注意事项
①分离动脉时不要损伤动脉的小分支,以免造成出血。 ②颈总动脉剪口不宜过大或过小,过大易于使颈总动脉插断, 过小导管不易插入。 ③动脉导管的插入端要光滑,不能过尖,以防刺破动脉壁, 引起大出血。 ④未扎紧动脉插管前不要松动动脉夹。
实验十二 家兔手术技术训练实验报告

实验十二家兔手术技术训练一.实验目的1.学习和掌握家兔的常用手术技术和麻醉技术;2.掌握家兔的气管插管术3.实践家兔的腹部手术技术,并找到输尿管4.学习家兔的开颅术。
二.实验原理1.麻醉在慢性实验或急性在体实验中,施行手术之前必须将动物麻醉。
麻醉可使动物在手术或实验过程中减少疼痛,保持安静,保证实验的顺利进行。
麻醉剂的种类繁多,作用原理不尽相同,在应用时需根据动物的种类以及实验或手术的性质慎重加以选择。
麻醉必须适度,过深或过浅均会给手术或实验带来不良影响。
麻醉的深浅可从呼吸,某些反射的消失,肌肉的紧张程度和瞳孔的大小加以判断。
常用刺激角膜以观察角膜反射。
适宜的麻醉状态是呼吸深慢而平稳,角膜反射与运动反应消失,肌肉松弛。
本实验中家兔的麻醉采用耳缘静脉注射法。
兔耳的外缘血管为静脉,中央的血管为动脉。
注射前需在注射部位剪毛,用左手食指和中指夹住耳缘静脉近心端,使其充血(亦可用动脉夹夹住),并用左手拇指和无名指固定兔耳。
用右手持注射器将针头顺血管方向刺入静脉,刺入后再将左手食指和中指移至针头处,协同拇指将针头固定于静脉内,便可缓缓注射。
如注射阻力过大或局部肿胀,说明针头未刺入血管,应拔出重新刺入。
首次注射应从静脉的远心端开始,以便进行反复注射。
2.动物的固定急性在体实验的手术过程中,必须将麻醉动物固定,以限制动物的活动,保证实验或手术的顺利进行。
实验中最常使用的动物固定方法有两种:背位固定法和腹位固定法,其中关键性的固定部位是头部和四肢。
本次家兔的实验使用背部固定法:(1)头部的固定因为无动物头夹,取线绳代替,即将线绳拉紧动物的门齿,固定于手术台前端的直棒上,以达到固定头部的目的。
(2)四肢的固定在头部固定之后,固定四肢。
四肢用绑带固定,先将绑带打结,再进动物前肢的腕关节和后肢踝关节,将绑带收紧,后肢的绑带可直接拉紧分别扎于手术台两侧的木钩上。
除特殊要求外,前肢的固定方法应为:将两前肢平放在胸部的两侧,再把捆绑前肢的两条绑带从动物背部交叉穿过,并压在对侧前肢的前臂上,最后拉紧绑带,固定于手术台两侧的木钩上。
第二章 动物实验的基本操作与技术

第二章动物实验的基本操作与技术动物实验方法是多种多样的,在医学的各个领域内都有其不同的应用,其中一些基本方法都是共同性的,如动物的选择、抓取、固定、麻醉、脱毛、给药、采血、采尿、急救、处死、尸检等,不管是从事何种课题的医学研究都要用这套基本方法,因此,动物实验基本方法,已成为医学科技工作者必须掌握的一项基本功。
第一节实验动物的抓取固定方法一、小鼠抓取固定方法小鼠温顺,一般不会咬人,抓取时先用右手抓取鼠尾提起,置于鼠笼或实验台向后拉,在其向前爬行时,用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤(见图2-1之一),将鼠体置于左手心中,把后肢拉直,以无名指按住鼠尾,小指按住后腿即可(图2-1之二)。
有经验者可直接用左手小指钩起鼠尾,迅速以拇指和食指、中指捏住其耳后颈背部皮肤亦可。
这种在手中固定方式,能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。
如进行解剖、手术、心脏采血和尾静脉注射时,则需将小鼠作一定形式的固定,解剖手术和心脏采血等均可使动物先取背卧位(必要时先行麻醉),再用大头针将鼠前后肢依次固定在腊板上。
尾静脉注射时,可用小鼠尾静脉注射架固定(图2-2),先根据动物大小选择好合适的固定架,并打开鼠筒盖,手提鼠尾巴,让动物头对准鼠筒口并送入筒内,调节鼠筒长短合适后,露出尾巴,固定筒盖即可进行尾静脉注射或尾静脉采血等操作。
图2-1 小鼠的抓取固定方法图2-2 小鼠尾静脉注射方法二、大鼠的抓取固定方法大鼠的抓取方法基本同小鼠,只不过大鼠比小鼠牙尖性猛,不易用袭击方式抓取,否则会被咬伤手指。
抓取时为避免咬伤,可带上帆布手套。
如果进行腹腔、肌肉皮下等注射和灌胃时,同样可采用左手固定法,只是用拇指和食指捏住鼠耳,余下三指紧捏鼠背皮肤,置于左掌心中,这样右手即可进行各种实验操作。
也可伸开左手之虎口,敏捷地从后一把抓住。
若做手术或解剖等,则需事先麻醉或处死,然后用细棉线绳活结缚腿,背卧位绑在大鼠固定板上;尾静脉注射时的固定同小鼠(只需将固定架改为大鼠固定盒)。
动物实验的基本操作技术实验报告

动物实验的基本操作技术实验报告实验报告一、实验目的1.学习毒理学实验中有关动物实验的基本操作技术2.掌握健康小鼠的外观检查方法、性别鉴定、捉拿和固定方法、小鼠灌胃给药与小鼠腹腔注射给药等技术3.掌握小鼠颈椎脱臼法处死方法、小鼠脏器系数的概念及其测定方法、病理学意义4.熟悉小鼠的标记、小鼠解剖步骤及正常脏器观察5.了解实验动物的被毛去除方法、实验动物粪、尿的收集、小鼠血液样本采集方法二、实验材料和器材1.动物:小鼠2.器材:鼠笼、天平、注射器、灌胃针、止血钳、手术剪、平皿、托盘、烧杯若干。
三、实验方法1.对小鼠进行观察观察的指标主要包括:小鼠的体型、发育情况;毛发是否清洁浓密有光泽,是否顺贴不蓬乱;行动是否迅速,反应是否灵敏;眼睛是否明亮有神,瞳孔是否清晰等圆;天然孔道是否干净、有无分泌物。
2.小鼠的捉拿右手提起鼠尾,放在鼠笼盖或其他粗糙面上,向后方轻拉,小白鼠则将前肢固定于粗糙面上。
此时迅速用左手拇指和食指捏任小白鼠颈背部皮肤,并以小指与手掌尺侧夹持其尾根部,固定于手中。
3.小鼠性别鉴定主要观察肛门与生殖器之间的距离。
雄性大鼠的距离较大,雌性的距离较小,且成年雄鼠尾部可见睾丸,成年雌鼠可见乳头。
4.小鼠称重打开电子天平,待读数显示稳定后,将平皿置于天平上,去皮;将小鼠置于平皿中,待读数显示稳定后,读数得25.95g。
5.小鼠灌胃1)准备灌胃针头,将注射器针头拔下,更换为灌胃针头;根据小鼠的体重,按0.1ml/10g 灌胃量计算:V=25.950*0.1/10=0.26ml用注射器取0.26ml液体(自来水);2)按“三-2-1)”的方法抓住小鼠,使其头、颈和身体呈一直线;3)灌胃针头从小鼠的嘴角进入,压住舌头,抵住上颚,轻轻向内推进,进入食管后会有一个刺空感,进入食道后即可推注药液,然后原方向将灌胃针抽出。
6. 腹腔注射1)吸取液体(自来水),将针头向上,吸取一段气体后,再缓慢排除气体,以达到取出气泡的效果。
实习二 动物实验的基本操作技术
实习二动物实验的基本操作技术一、实训目的:掌握常用实验动物的捉拿、保定方法,为临床诊疗工作打下基础。
二、器材准备:灌胃导管,一次性注射器,小鼠灌胃器,药勺,酒精棉球,脱脂棉,生理盐水,实验动物(家兔、小白鼠)三、方法步骤1、兔的捉拿和保定方法:连同耳部抓取兔颈背部毛皮一起提起,然后用另一只手托住兔臀部使其体重主要落在这只手上。
兔一般不咬人,但其爪锐利,当挣扎时,极易抓伤操作人员,故应防避其四肢的活动。
另外,不能只提兔双耳或双后腿,也不能仅抓腰、提背部皮毛,以避免造成耳、肾、颈椎的损伤或皮下出血.麻醉后的兔的保定一般采用盒式保定架或台式保定架,这类保定方法适用于采血、注射、外科手术等。
绑缚兔四肢时,应将粗棉带打成活结,不能系死结,以免在紧急情况下迅速松绑困难,造成动物四肢骨折或其它部位的损伤。
上图家兔抓取方法中,1、2、3均为不正确的抓取方法(1.可损伤两肾,2.可造成皮下出血,3.可伤两耳),4、5为正确的抓取方法。
颈后部的皮厚可以抓,并用手托兔体。
附:毛巾保定法(1)将兔置于一条大毛巾的中央,用毛巾的一角确实地裹住兔的颈部和一条前腿,用毛巾的另一角再确定裹住兔。
只把头留在外面2.小鼠的捉拿、保定捉拿小鼠的方法是,从笼盒内将小鼠尾部捉住并提起,放在笼盖(或表面粗糙的物体)上,轻轻向后拉鼠尾,在小鼠向前挣脱时,用左手(熟练者也可用同一只手)拇指和食指抓住两耳和颈部皮肤,无名指、小指和手掌心夹住背部皮肤和尾部,并调整好动物在手中的姿势。
这类捉拿方法多用于灌胃以及肌肉、腹腔和皮下注射等。
如若进行心脏采血、解剖、外科手术等实验时,就必须要固定小鼠。
使小鼠呈仰卧位(必要时先进行麻醉),用橡皮筋将小鼠固定在小鼠实验板上。
如若不麻醉,则将小鼠放人保定架里,固定好保定架的封口。
注意事项:抓取实验动物时注意安全,不要被动物咬伤。
小鼠实验技能培训
小鼠实验技能培训
小鼠实验技能培训通常包括以下内容:
1. 实验安全:在进行小鼠实验之前,接受实验安全培训是非常重要的。
这包括了解如何正确使用实验设备和器械,如何处理实验废弃物,以及如何避免实验室事故。
2. 小鼠的基本知识:了解小鼠的生物学特征、行为习性和饲养要求对于成功进行实验至关重要。
你需要学习如何识别不同的小鼠品系,如何正确饲养和照顾小鼠,以及如何进行小鼠的标记和识别。
3. 实验技术:小鼠实验涉及各种技术,如注射、采血、解剖等。
你将接受培训,学习如何正确执行这些操作,以确保实验的准确性和可靠性。
此外,还将学习如何进行实验数据的记录和分析。
4. 伦理考虑:在进行小鼠实验时,必须遵守相关的伦理规范。
培训将涵盖动物福利、伦理审查和实验设计的原则,以确保实验过程符合伦理要求。
5. 实践操作:培训过程中会提供实践操作的机会,让你亲自动手进行小鼠实验。
这将帮助你熟悉实验步骤,提高操作技能,并增强自信心。
通过参加小鼠实验技能培训,你将获得进行小鼠实验所需的知识和技能。
这将为你在生物医学研究、药物研发等领域的工作奠定坚实的基础。
机能学实验-动物实验技术操作训练
通过参与实验,培养学生对科学研究的兴趣和热情,激发他们的创新思维。
实验步骤简介
1
步骤一
准备实验材料和设备,确保实验环境的安全和准备工作的完善。
2
步骤二
对选择的动物进行充分的饲养和观察,了解其生理特征和行为习性。
3
步骤三
进行实验操作训练,掌握实验过程和技术要点。
动物选择与养护
选择合适的实验动物
实验技术
掌握实验中常用的技术设备 和仪器的使用,如显微镜、 离心机、试管架等。
安全操作
了解实验中的安全操作规程 和注意事项,保证实验操作 的安全和无风险。
实验数据收集与分析
数据收集 数据分析
记录观察结果和实验数据,整理和归纳数据, 准确采集实验结果。
运用统计方法和数据分析工具,对实验数据进 行处理和解读,得出科学结论。
风险与伦理考虑
安全风险
评估实验过程中的各项风险,并采取相应的安全措施,确保实验操作的无风险。
伦理问题
遵循科学伦理原则,对动物福利和实验过程中可能涉及的伦理问题进行综合考虑。
结论与展望
总结实验结果和研究成果,讨论实验的局限性和改进之处,并展望未来的研究方向和应用价值。
机能学实验-动物实验技 术操作训练
介绍机能学实验的重要性,以及动物实验技术操作训练的目的和益处,让学 生了解实验的基本概念和技能。
实验目的
1 深入理解机能学
通过动物实验,学会运用实验技术来验证和应用机能学的理论知识。
2 提升实验操作技能
通过实践,培养学生的实验操作能力,并增强他们的实践能力和综合素质。
根据实验需求和研究目的,选 择适合实验的动物种类,如实 验鼠。
科学养护动物
动物生理与代谢调节技术实验实训
理解动物生理与 代谢调节的基本
概念
学会使用动物生 理与代谢调节技 术进行实验操作
掌握动物生理与 代谢调节的基本
原理和方法
提高实验操作技 能和实验数据分
析能力
掌握实验仪器的基本操作 方法
学会使用实验设备进行实 验操作
掌握实验数据的采集和处 理方法
学会撰写实验报告和总结 实验结果
实验操作规范: 遵守实验操作 规程,确保实
验安全
实验结果准确 性:实验结果 与预期结果相 符,数据准确
实验报告撰写: 实验报告完整, 条理清晰,数
据详实
团队合作与沟 通:与团队成 员有效沟通, 共同完成实验
任务
数据准确性:数据的采集、处理和 分析是否准确无误
实验结果分析:实验结果是否合理, 分析是否深入透彻
单击此处输入你 的项正文
实验材料:动物模型、 试剂、仪器设备等
单击此处输入你 的项正文
实验步骤: a. 动物模型 的制备和选择 b. 实验数 据的采集和处理 c. 实验
结果的分析和解释
a. 动物模型的制 备和选择
b. 实验数据的采 集和处理
c. 实验结果的分 析和解释
实验注意事项: a. 遵守实 验操作规程 b. 确保实验数 据的准确性和可靠性 c. 注
实验操作:按照操作流程进行实验,注 意操作规范和仪器使用安全
数据记录:准确记录实验数据,注意数 据的准确性和完整性
实验后处理:清洗仪器,整理实验数据, 撰写实验报告
注意事项:遵守实验室规章制度,注意 安全防护,避免操作失误导致实验失败 或人员受伤
数据采集:确保数据的准确性、完整性和代表性 数据处理:遵循科学、严谨、客观的原则,避免主观臆断 数据分析:运用统计学方法,对数据进行深入分析 数据展示:采用图表、图形等方式,清晰、直观地展示数据结果 数据保存:妥善保存原始数据和分析结果,便于后续查阅和验证
- 1、下载文档前请自行甄别文档内容的完整性,平台不提供额外的编辑、内容补充、找答案等附加服务。
- 2、"仅部分预览"的文档,不可在线预览部分如存在完整性等问题,可反馈申请退款(可完整预览的文档不适用该条件!)。
- 3、如文档侵犯您的权益,请联系客服反馈,我们会尽快为您处理(人工客服工作时间:9:00-18:30)。
六、腹部手术 1.膀胱插管术(视频)
(1)膀胱插管操作要点:
①在耻骨联合上方备皮,做一3~5cm的切口,沿腹白线 打开腹腔,暴露膀胱,将膀胱向下方翻开,可见白色输尿 管。
②结扎尿道口。
③膀胱底部剪一小口,插入导管,与切口处的膀胱壁结 扎固定。
26
(2)注意事项
①因腹壁与腹腔内脏紧贴,作腹壁切口时一定提 起腹壁,以免伤及腹腔内脏。
13
(5) 麻醉意外
①麻醉过量 实验动物会出现两种情况,一是呼吸、心搏 骤停或间断等情况:二是动物全身皮肤色表紫,呼吸运动浅而 慢。要密切观察动物生命体征的变化,做好实施各项抢救工 作的准备。
②麻醉过浅 动物可能出现挣扎、尖叫等表现,需要及时 地追加麻醉药物,但一次追加不宜超过总量1/3,并密切观 察动物是否已达到麻醉的基本状态。
17
五、颈部手术
1.气管插管术(视频)
图7 切皮运刀方法 用手术刀时,先用手或器械使两侧组织牵拉紧张情 况下,以刀刃作垂直的轻巧的切开,不要作刮削的动 作。
18
甲状软骨
倒“T”形切口
“Y”形气管插管结扎线头
结扎线
图8 气管插管示意图
19
(2)气管插管术操作要点:
①颈部正中切开皮肤,钝性分离暴露气管、穿线备用。 ②于气管中段第三或第四软骨环上向头端作一纵向倒“T” 形切口。 ③将气管导管由切口向胸部方向插入气管腔内。 ④在气管软骨环之间进行结扎,并将棉线固定于插管分叉 处。
②动作轻柔,以免引起损伤性尿闭。 ③注意膀胱插管不要插入过深。
第四次实验 动物实验的基本操作训练
Basic Operation in Animal Experiment
1
[实验目的]
1.学习捉拿家兔的正确方法和固定。 2.掌握常用手术器械的正确使用方法。 3.学习动物实验的基本操作技术,包括麻醉、 切口与止血、气管插管术、神经分离术、颈 动脉插管术、输尿管插管术、膀胱插管术。
11
(3)耳缘静脉注射要点:
①充分暴露耳背外缘耳缘静脉。 ②左食指、中指轻夹耳根部使静脉充盈。 ③注射点的选择。 ④从远心端以30℃角度进针刺入静脉后顺血管平行方向深 入1cm。 ⑤左手拇指、食指在刺入部位将针头与兔耳固定。 ⑥注意注入速度和密切观察家兔的反应。 ⑦注射完后注意止血。
12
(4)麻醉效果 动物呼吸平稳深慢 角膜反射迟钝或消失 肢体肌肉松弛 皮肤夹捏反射消失
图6 家兔仰卧固定法
15
2.注意事项
(1)活结的打法; (2)颈部必须放正拉直,且不要超过铁杆; (3)缚绳要紧扎于兔板两侧的木钩上,防止家 兔挣扎时挣脱缚绳; (4)拉出舌头,以免阻塞呼吸道。
16
四、止血
1.压迫止血法 用温热盐水纱布或棉球压迫止血。 2.钳夹止血法 对准出血点迅速、准确钳夹,一般细 小血管用此法。 3.结扎止血法 较大的血管出血,用血管钳夹住出 血点,结扎止血。
20
(3)注意事项
①颈部皮肤切口,皮下组织和颈前肌肉群的分离均在一 定要沿正中线进行。
②分离肌肉时,要顺着肌肉的走向钝性分离,而且动作 须轻柔,止血钳插入不宜过深,以防损伤深层的食管和血 管。
③插管之前先用蘸有生理盐水的棉球,挤尽水分后进行 清理气管内的血液和分泌物,以保证气道通畅。
④插管时动作轻柔,若见插管内有血,应取出插管擦净 血液,再进行插管。
图3 家兔耳缘静脉(红色箭头)
9
4.家兔耳缘静脉注射方法 (1)助手按下图的方式将家兔固定
助手的一侧上肢弯 曲与同侧的躯干夹住家 兔的后半部位,同时该 侧的手托住家兔的腹部, 另一只向上抓住家兔的 颈背部。
图4 家兔耳缘静脉麻醉前固定
10
(2)注射方法(视频) 静脉穿刺意外(视频)
图5 家兔耳缘静脉注射方法
①于气管一侧小心分离颈总动脉约3cm穿两线备用。 ②远心端结扎、近心端用动脉夹夹紧。 ③用眼科剪与血管呈45℃的角度从远心端开始在向心 一侧剪开管壁的1/3。 ④插管前导管和压力换能器的肝素化。 ⑤插管后结扎固定。
24
(2)注意事项
①分离动脉时不要损伤动脉的小分支,以免造成出血。 ②颈总动脉剪口不宜过大或过小,过大易于使颈总动脉 插断,过小导管不易插入。 ③动脉导管的插入端要光滑,不能过尖,以防刺破动脉 壁,引起大出血。 ④未扎紧动脉插管前不要松动动脉夹。
21
2.颈部神经分离术(视频) 迷走神经 减压神经
交感神经 颈总动脉
图7 血管神经鞘示意图
(最粗、明亮)
(较细)
(最细、常与
交感神经贴在
一起)
22
(2)神经分离术操作要点:
①暴露神经的手法。 ②仔细辨认神经,用玻璃分针轻轻分离神经。 ③分离神经的先后顺序。
23
3.颈总动脉插管术(视频) (1)颈总动脉插管术操作要点:
14
三、固定方法 1.仰卧固定
头部用一根粗棉线拉住兔 的两只门齿后栓在兔板的铁 柱或固定于钩上。两前肢平 直放在胸腰部两侧,用粗棉绳 的一端缚扎腕关节以上部位, 缚绳从背后左右交叉穿过,压 在对侧前肢的前臂上,再紧扎 于兔板两侧的木钩上,两后肢 左右分开, 缚绳扎踝关节以上 部位,另一端分别固定于兔板 后两侧的木钩上,
肢。
6
可损伤两肾 可造成皮下出血 可损伤两耳
图2 错误捉拿法7Fra bibliotek2.家兔的称重
将家兔放在婴儿秤上,待家兔安静的时候 观察体重并记录。 注意点:
(1)调零 (2)切勿使劲按压称面
8
二、家兔的麻醉
1. 药品:25%氨基甲酸乙酯(又名:乌拉坦) 2. 参考剂量:1g∕kg ,相当于4ml∕kg 3. 给药途径:耳缘静脉
2.药品: 25%氨基甲酸乙酯溶液(乌拉坦)
5
[实验方法]
一、家兔的捉拿与称重
1.家兔的捉拿
右手抓住家兔颈背部皮肤, 轻轻将家兔提起,迅速以左 手托住其臀部,使家兔体重 主要落左掌心上,以免损伤 动物颈部。
图1 正确捉拿家兔
注意点:
家兔一般不咬人,但脚爪
锐利,在挣扎易抓伤捕捉者,
所以捕捉时要特别注意其四
2
[实验对象]
健康家兔,雌雄不拘,体重2.0~2.5Kg
3
[实验内容]
1.家兔的捉拿、麻醉与固定 2.颈总动脉、神经分离术 3.气管插管 4.动脉插管 5.膀胱插管 6.输尿管插管
4
[实验器材和药品]
1.器材: 兔手术台、哺乳类手术器械一套、三通、动
脉夹、动脉插管、气管插管、输尿管插管、膀 胱插管、纱布、棉线、注射器、绑腿带、污物 杯。