根际微生物测定
应用显微镜技术观察植物根际菌群的生长和发育状况
应用显微镜技术观察植物根际菌群的生长和发育状况植物根际菌群是指生存在植物根部的微生物群落，它们与植物呈现出一种共生、互利共赢的状态。
根际微生物在植物健康生长中发挥着重要作用，包括助于植株吸收土壤中的养分，保护植物免受病原体和有害微生物的侵害，以及调节植物的生长和发育，等等。
因此，研究植物根际菌群的生长和发育状况对于有效利用土壤资源、提高农作物产量以及构建可持续的生态系统是十分必要的。
应用显微镜技术对植物根际菌群的观测及分析已成为研究该领域的重要手段之一。
下面将从显微镜技术的种类、适用范围以及应用前景等方面进行论述。
一、显微镜技术种类及原理1. 光学显微镜光学显微镜是利用物体对光的吸收、透射和反射特性以及光的波长和相位差，对物体进行放大和成像的一种显微镜。
光学显微镜结构简单、使用方便、光学成像清晰，是一种被广泛运用于观测植物根际内微生物形态和数量分布的显微镜技术。
2. 电子显微镜电子显微镜是利用电子束对物体与电子的相互作用进行观察的高分辨率显微镜。
相对于光学显微镜，电子显微镜具有更高的放大倍数和更高的分辨率，可以观察到更小的微生物结构和更细微的形态特征。
在植物根际微生物构型观察以及纳米级微生物形态分析等方面具有重要应用价值。
3. 激光共聚焦显微镜激光共聚焦显微镜是一种光学放大技术，与传统的光学显微镜不同，它利用光的聚焦效应从而获得更高的空间分辨率和时空分辨率。
在观察植物根际内极小的微生物结构如细菌类的形态分析，以及在动态分析组织显微环境变化特性等方面有优势。
二、显微镜技术在研究植物根际菌群中的应用1. 观测植物根际微生物群落应用显微镜技术可以清晰地观测植物根系内微生物的分布情况和群落结构，包括细菌、真菌、线虫和原生动物等。
这有助于揭示植物与微生物共生关系的生态及生物化学机制。
2. 研究微生物的形态特征和数量变化通过显微镜观察和计数分析，可以获得微生物的形态特征和数量分布。
这对于分析微生物在植物根际群落的动态变化行为和数量统计等信息的获取十分重要。
4植物根系和根际的研究方法
第4章植物根系和根际的研究方法第一节植物根系的研究方法植物根系具有吸收和输送养分和水分、合成植物激素和其他有机物质、储存营养物质以及支撑植物使之固定于土壤中等多方面的作用。
它是植物与外界环境之间进行物质交换的主要器官，因此它与植物营养有着密切的关系。
但植物根系的研究比地上部分的研究要困难的多。
一、根系研究方法（一）钉板法：常用。
1、钉板的制作：小板：50cm×50cm，钉长5cm，钉距5cm。
大板：60cm×100cm，钉长5cm，钉距5cm。
2、取样3、清洗4、根系摄影与测定（二）容器法：容器种植主要研究根系生理或生态学特性。
条件容易控制。
1、容器大小与根系体积适应2、种植盒的制作：（三）玻璃壁或玻璃管法：用探头观察根系生长情况。
（四）多孔膜法：尼龙纤维多孔膜(孔径0.3m)二、根系测定方法（一）根系形态特征及其测定方法根系形态特征包括根系体积、几何形状、长度、分布深度、根密度、分枝状况、根重、根表面积、根毛数量和根尖数等。
根系形态与养分、水分的吸收能力有密切关系。
在植物营养研究中，常用的根形态参数主要有根重、根长、根表面积、根密度、根毛和根尖数等。
1、根重根重对于表征根的总量是一个很好的参数，植物吸收养分的数量和速率通常用单位根重作参量。
根重分为根干重和根鲜重两种。
根干重对于养分和水分吸收不是个理想的参数，因为老而粗的根所占的重量很大，而吸收养分和水分的能力很小。
但当了解植物地下部的生产力时，干重常作为估计的标准。
在估算根/冠比（R/S）时，也要用根干重。
测定根干重的方法，一般采用烘干重量法。
在105o C条件下烘干10-20h或在60-70o C下烘干20h，称重。
根鲜重是个理想参数，在植物营养研究方面很有应用价值。
养分吸收大多用根鲜重作参量。
根鲜重容易测定，但准确程度与根外粘附水分有关，故受操作影响较大。
2、根长根长被定义为单位土壤表面积上根系的总长度（L A ），计算公式为：L A ＝ 当根长测定后，如已知根的平均直径，则可以推算根系表面积和根体积，也可用于计算养分吸收速率。
植物根际微生物组的研究进展
植物根际微生物组的研究进展邵秋雨，董醇波，韩燕峰*，梁宗琦（贵州大学生命科学学院生态系真菌资源研究所，贵州贵阳 550025）摘要: 根际微生物组 (rhizosphere microbiome)，是植物从其种子库土壤微生物组中有选择性地招募在根际聚集的动态微生物集群。
随着近年来高通量测序技术、宏基因组学等的飞速发展，根际微生物组与植物宿主及土壤微生物组间的紧密联系引起了全球关注和研究热潮。
根际微生物组被视作植物第二基因组，其与植物间的互作极为复杂，有正相也有负相。
植物通过从土壤微生物组中招募到根际的某些组分获得积极反馈。
正确管理植物根际微生物组不仅能促进宿主营养吸收、抵抗病虫害及适应环境胁迫，还可能促进健康土壤的形成，增强土壤生态系统的服务功能。
对根际微生物组的定义、驱动因素、研究方法及其与农业生产的关系4个方面进行综述，并重点关注了根际微生物组与植物宿主间的互作过程，以期为更好的开发利用这类生物资源提供新思路。
关键词: 根际微生物组；根系分泌物；农业生产；模式微生物群落Research progress in the rhizosphere microbiome of plantsSHAO Qiu-yu, DONG Chun-bo, HAN Yan-feng*, LIANG Zong-qi( Institute of Fungus Resources, Department of Ecology, College of Life Sciences,Guizhou University, Guiyang 550025, China )Abstract: Rhizosphere microbiome refers in particular to the dynamic microbial consortium that are selectively recruited by plants from the soil microbiome of their seed banks and gathered in the rhizosphere. With the rapid development of high-throughput sequencing technology and metagenomics in recent years, the natural close relationship among rhizosphere microbiome, plant host and soil microbiome have attracted global attention and become research upsurge. The rhizosphere microbiome, regarded as the second genome of plants, has very complex interactions with plants in positive and negative. Many studies have shown that plants can obtain positive feedback by recruiting certain members of the rhizosphere from the soil microbiome. The correct regulation of the rhizosphere microbiome can not only promote the nutrition absorption, resist plant diseases and insect and help the host to adapt environmental stress, but also promote the formation of healthy soils and enhance the service function of soil ecosystem. This paper reviewed the definition, driving factors, research methods of rhizosphere microbiome and the advances in relationship between rhizosphere microbiome and agricultural production. And the interaction between rhizosphere microbiome and plant host was focused. The purpose of the review is to provide new ideas for better exploitation and utilization of these biological resources.Key words: rhizosphere microbiome; root exudates; agricultural production; standard microbial model早在1904年，德国学者Hiltner就提出了“根际”一词，将其用以描述受植物根系影响的狭窄土壤带[1]。
新造地马铃薯根际固氮解磷微生物的分离与鉴定
新造地马铃薯根际固氮解磷微生物的分离与鉴定王惟帅;杨世琦;杨正礼【摘要】[目的]揭示马铃薯根际土壤固氮解磷菌类群,分析其固氮酶活性和溶磷能力,为利用新造地作物根际促生菌提供依据.[方法]以采自延安市安塞区新造地的马铃薯根际土壤为供试样品,采用Ashby培养基和无机磷培养基分离纯化马铃薯根际固氮解磷菌,以16S rDNA基因分析马铃薯根际微生物类群组成,以乙炔还原方法测定其固氮酶活性,以溶菌圈法和钼蓝比色法测定其溶磷能力.[结果]从延安新造地马铃薯根际土壤中分离并筛选到9株固氮解磷菌,经鉴定分别属于假单胞杆菌属(Pseudomonas)、克雷伯氏菌属(Klebsiella)、红球菌属(Rhodococcus)、节杆菌属(Paenarthrobacter)、芽孢杆菌属(Bacillus)、贪噬菌属(Va riovorax)、肠杆菌属(Kosakonia)和副球菌属(Paracoccus)等8个属;9株固氮解磷菌均具有固氮和溶磷特性,其固氮酶活性在11.88～95.08 nmol/h,其中菌株N34的固氮酶活性最高,且与其他菌株的固氮酶活性差异显著;9株固氮解磷菌株溶磷能力存在一定的差异,溶磷能力为22.05～54.9 mg/L,其中菌株N46的溶磷能力最好,7d累积溶磷能力达到54.9 mg/L.[结论]分离纯化得到的9株固氮解磷菌均具有一定的固氮解磷能力,可用于开发马铃薯功能菌肥.【期刊名称】《西北农林科技大学学报（自然科学版）》【年(卷),期】2019(047)008【总页数】8页(P127-133,143)【关键词】新造地;固氮解磷微生物;固氮酶活性;溶磷能力;延安【作者】王惟帅;杨世琦;杨正礼【作者单位】中国农业科学院农业环境与可持续发展研究所,北京100081;农业部农业环境与气候变化重点开放实验室,北京100081;中国农业科学院农业环境与可持续发展研究所,北京100081;农业部农业环境与气候变化重点开放实验室,北京100081;中国农业科学院农业环境与可持续发展研究所,北京100081;农业部农业环境与气候变化重点开放实验室,北京100081【正文语种】中文【中图分类】S154.38+1延安属黄河中游丘陵沟壑区，土壤母质疏松，植被覆盖率低，由于长期的不合理开发利用，导致土质退化、水土流失等问题[1]。
植物根际促生细菌(PGPR)分离筛选与鉴定
植物根际促生细菌(PGPR)分离筛选与鉴定杨蓉;房世杰;杨文琦;侯敏;詹发强;侯新强;张慧涛;龙宣杞;崔卫东【摘要】[目的]从不同作物根际土壤中筛选对黄瓜和番茄有明显促生效应的植物根际促生细菌(PGPR).[方法]从番茄、黄瓜、茄子、辣椒四种蔬菜作物的根际土壤中进行分离,测定菌株的促生能力,获得优势广适菌株,再根据菌体形态、培养特征及16S rDNA部分序列分析进行鉴定.[结果]共分离得到24株细菌菌株,经平皿初筛,分别筛选出对黄瓜幼苗、番茄幼苗生长有显著促生作用的细菌11和5株,再经营养钵促生实验筛选出2株对黄瓜、番茄幼苗均具有显著促生作用的PGPR菌,经16S rDNA序列分析,分别为芽孢杆菌属(Bacillus)和布克霍尔德氏菌属(Burkholderia).[结论]所筛选细菌对黄瓜和番茄幼苗有显著促生作用,为进一步构建PGPR广适菌群提供了菌株资源.%[Objective] The purpose of this project was to screen out effective plant growth - promoting rhizobacteria strains ( PGPR) for cucumber and tomato from different vegetable rhizosphere soil. [ Method ] PGPR strains were isolated from rhizosphere soil of tomato, cucumber, eggplant and capsicum/chilli based on growth - promoting effect investigation by petri dish preliminary screening and nutrition pot experiment. The selected efficient and broad adaptive strains were then identified by morphological, physiochemical, and 16S rDNA analysis. [Result]24 strains of PGPR were screened primarily, and 11 strains and 5 strains of them could obviously promote the growth of cucumber and tomato respectively. 2 strains of them were proved to be efficient for both vegetable by nutrition pot experiment, and were subsequently identified as Bacillus sp. and Burkholderia sp. respectively. [ Conclusion ] The 2screened strains could remarkably promote the growth of cucumber and tomato seedlings which could be strain material for broad adaptive PGPR library.【期刊名称】《新疆农业科学》【年(卷),期】2011(048)012【总页数】6页(P2337-2342)【关键词】植物根际促生菌;分离;筛选;鉴定【作者】杨蓉;房世杰;杨文琦;侯敏;詹发强;侯新强;张慧涛;龙宣杞;崔卫东【作者单位】新疆农业科学院微生物应用研究所,乌鲁木齐830091;新疆农业大学农学院,乌鲁木齐830052;新疆农业科学院科研管理处,乌鲁木齐830091;新疆农业科学院微生物应用研究所,乌鲁木齐830091;新疆农业科学院微生物应用研究所,乌鲁木齐830091;新疆农业科学院微生物应用研究所,乌鲁木齐830091;新疆农业科学院微生物应用研究所,乌鲁木齐830091;新疆农业科学院微生物应用研究所,乌鲁木齐830091;新疆农业科学院微生物应用研究所,乌鲁木齐830091;新疆农业科学院微生物应用研究所,乌鲁木齐830091【正文语种】中文【中图分类】S188+.20 引言【研究意义】植物根际促生菌（plant growth - promoting rhizobacteria，PGPR）指生存于植物根际、根表，并能直接或间接地促进或调节植物生长的微生物[1]。
植物根际促生菌的筛选及鉴定
植物根际促生菌的筛选及鉴定植物根际促生菌（Plant Growth Promoting Rhizobacteria，简称PGPR）在农业生物技术领域具有重要意义。
这些微生物在与植物根系的相互作用下，能够促进植物的生长和健康。
为了更好地利用这些有益的细菌，我们需要对它们进行筛选和鉴定。
植物根际促生菌的筛选筛选植物根际促生菌，一般需要以下步骤：采集根际土壤：从健康的植物根系周围采集土壤样品，这是PGPR的丰富来源。
富集培养：将采集的土壤样品进行处理，然后将其接种到特殊培养基上进行富集培养，以增加目标微生物的数量。
初筛：将富集培养后的菌液进行平板划线分离，得到单菌落。
根据菌落的形态、大小、颜色等特征进行初步筛选。
复筛：对初筛得到的菌株进行进一步鉴定和筛选。
这包括对菌株的生长情况、产抗生素能力、铁载体活性、解磷能力、诱导植物抗性等方面的测定。
分子鉴定：通过基因测序技术，对筛选得到的菌株进行分子水平上的鉴定。
根据16S rRNA基因序列的相似性，确定菌株的分类学地位。
植物根际促生菌的鉴定植物根际促生菌的鉴定一般包括以下步骤：形态观察：观察菌落的形状、大小、颜色、质地等特征，初步判断菌株的种类。
生理生化试验：对筛选到的菌株进行生理生化试验，如氧化酶、过氧化氢酶、糖醇发酵等，以确定菌株的生理生化特性。
抗生素产生试验：通过抗生素产生试验，可以初步判断菌株是否具有抗菌活性。
铁载体活性测定：通过测定菌株的铁载体活性，可以确定菌株在植物根际中的定殖能力。
解磷能力测定：测定菌株的解磷能力，可以评估它们在促进植物吸收土壤磷素方面的作用。
诱导植物抗性试验：通过测定菌株诱导植物抗病性能力，可以评估它们在提高植物抗病性方面的作用。
分子鉴定：采用基因测序技术，对筛选得到的菌株进行分子水平的鉴定。
通过对16S rRNA基因序列进行分析，可以确定菌株的分类学地位。
植物根际促生菌的筛选和鉴定是开发利用这些有益微生物的关键步骤。
通过形态观察、生理生化试验和分子鉴定等方法，我们可以准确地确定这些微生物的种类和特性，为将来的应用提供科学依据。
微生物测序做根内和根际的
微生物测序做根内和根际的
微生物测序做根内和根际的采样方法如下：
- 根际土壤样本取样方法：
- 作物类（含草地等矮小植物）：
1. 采集植物植株，去除根部大块土壤，置于冰上运输至实验室。
2. 晃动根部，去除根部松散的土壤后，使用无菌刷子从根部收集残留土壤。
3. 同一样方多点取样土壤样本等量混合均匀后，液氮速冻，置于-80℃冰箱保存。
- 林木类：
1. 采集地面下10-20cm根际土壤，置于冰上运输至实验室。
2. 过2-5mm孔径无菌筛网。
3. 同一样方多点取样土壤样本等量混合均匀后，液氮速冻，置于-80℃冰箱保存。
- 植物内部微生物取样方法：
1. 依据实验设计，进行样方设置，每一样方进行多点取样，同一样方点等量混匀成一个样本。
2. 对植物组织进行表面消毒操作，液氮速冻后，研磨成粉，即可用来进行核酸的提取。
在采样过程中，应注意取样器具的消毒灭菌处理，并尽可能减少人为的污染。
如需获取更详细的采样方法或操作步骤，请补充相关背景信息后再次提问。
基质栽培黄瓜根际细菌多样性及促生细菌的筛选
山东农业科学 ２０２２，５４（４）：６９～８１ＳｈａｎｄｏｎｇＡｇｒｉｃｕｌｔｕｒａｌＳｃｉｅｎｃｅｓ ＤＯＩ：１０．１４０８３／ｊ．ｉｓｓｎ．１００１－４９４２．２０２２．０４．０１１基质栽培黄瓜根际细菌多样性及促生细菌的筛选周方园，高云霄，赵晓燕，张广志，谢雪迎，张新建（齐鲁工业大学（山东省科学院）生态研究所／山东省应用微生物重点实验室，山东济南 ２５００１３） 摘要：根际微生物是筛选作物有益菌的重要来源，以往主要从土壤栽培的健康作物根际分离有益菌。
但近年来栽培基质广泛使用，因此，有必要从基质栽培的作物根际筛选有益菌，为未来开发适应基质栽培的菌剂提供材料和技术支持。
本研究使用高通量测序技术对基质栽培的黄瓜根际细菌进行多样性检测，使用ＴＳＢ培养基从中分离细菌并结合１６ＳｒＲＮＡ进行鉴定，随后通过固氮、解磷、产吲哚乙酸、产铁载体、产ＡＣＣ脱氨酶平板定性筛选促生菌株，最后通过盆栽试验验证促生菌株活性。
结果表明，基质栽培黄瓜根际细菌分属于５门６纲１６目２３科５０属，其中丰度较高的属包括假苯基杆菌属（Ｐｈｅｎｙｌｏｂａｃｔｅｒｉｕｍ）、假单胞菌属（Ｐｓｅｕｄｏ ｍｏｎａｓ）、食酸菌属（Ａｃｉｄｏｖｏｒａｘ）、黄杆菌属（Ｆｌａｖｏｂａｃｔｅｒｉｕｍ）、砂单胞菌属（Ａｒｅｎｉｍｏｎａｓ）、新草螺菌属（Ｎｏｖｉｈｅｒ ｂａｓｐｉｒｉｌｌｕｍ）、嗜甲基菌属（Ｍｅｔｈｙｌｏｐｈｉｌｕｓ）、类芽孢杆菌属（Ｐａｅｎｉｂａｃｉｌｌｕｓ）、芽孢杆菌属（Ｂａｃｉｌｌｕｓ）等。
通过分离得到４８株细菌，共２６个种，从中筛选到促生细菌共１６株，其中固氮菌４株、解磷菌３株、产吲哚乙酸菌３株、产ＡＣＣ脱氨酶菌９株、产铁载体菌８株。
黄瓜盆栽试验表明，上述１６株细菌中Ｄ１０、Ｃ４、Ｃ９可显著提高根干重；菌株Ｃ９、Ｆ４、Ｄ１０、Ｃ４等可显著提高茎干重；菌株Ｃ４可显著提高根茎比；菌株Ｃ９、Ｄ１０、Ｆ４、Ｃ４等可显著提高植株干重；菌株Ｄ１０、Ｃ４、Ｃ９等可显著提高壮苗指数。
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——细菌的测定一、试剂：
将牛肉青3.0g、蛋白栋1.0g、琼脂粉15.0g放到1000mL水混匀用氢氧化钠调节PH值为7.0，分装于灭菌的三角瓶中，塞上棉塞，高压灭菌备用，用前先将培养基融化，并冷却到45℃。
二、步骤：
称取新鲜土样30.00克放入500毫升的三角锥瓶中，倒入无菌水270mL，然后放在摇床上震荡20分钟，静置5分钟，即制成10-1土壤悬液，随后吸取1毫升上清液放入装有9毫升灭菌水的试管中，吹吸三次使其完全混合均匀，从而制成了10-2土壤悬液，又在该试管中吸取1毫升土壤悬液放入装有9毫升灭菌水的试管中从而制成了10-3土壤悬液，依次类推直到制成10-6土壤悬液然后待用。
在无菌操镜台中摆放好已灭菌的培养皿，用接种针吸取梯度土壤悬液1毫升置于培养皿中央，然后用灭菌量杯量取15毫升培养基倒入培养皿中，转动培养皿，使土壤悬液与培养基完全混合均匀，然后标上接种时间、接种样。
培养时间为3天，依据细菌形态特征记下每皿细菌数量。
三、计算：
每克干土含细菌菌数的计算方法：用记录下来的菌落平均数乘以该稀释度的稀释倍数就得到每克鲜土的菌数，按常规方法求出鲜土重和干土重的比值，再折算出每一克干土的菌数：
N= a*u*鲜土重/干土重
N：每一克干土的菌数；
a：培养皿中的平均菌落数；
u：稀释倍数。
——真菌的测定一、试剂：
将蛋白栋5.0g、琼脂粉20.0g、葡萄糖10g、磷酸氢二钾1.0g、七水硫酸镁0.5g放到1000mL水混匀分装于灭菌的三角瓶中，塞上棉塞，高压灭菌备用，用前先将培养基融化，并冷却到45℃。
二、实验步骤：
称取新鲜土样30.00克放入500毫升的三角锥瓶中，倒入无菌水270mL，然后放在摇床上震荡20分钟，静置5分钟，即制成10-1土壤悬液，随后吸取1毫升上清液放入装有9毫升灭菌水的试管中，吹吸三次使其完全混合均匀，从而制成了10-2土壤悬液，又在该试管中吸取1毫升土壤悬液放入装有9毫升灭菌水的试管中从而制成了10-3土壤悬液，依次类推直到制成10-6土壤悬液然后待用。
在无菌操镜台中摆放好已灭菌的培养皿，用接种针吸取梯度土壤悬液1毫升置于培养皿中央，然后用灭菌量杯量取15毫升培养基倒入培养皿中，转动培养皿，使土壤悬液与培养基完全混合均匀，然后标上接种时间、接种样。
培养时间为5天，依据真菌形态特征记下每皿真菌数量。
三、计算：
每克干土含真菌菌数的计算方法：用记录下来的菌落平均数乘以该稀释度的稀释倍数就得到每克鲜土的菌数，按常规方法求出鲜土重和干土重的比值，再折算出每一克干土的菌数：
N= a*u*鲜土重/干土重
N：每一克干土的菌数；
a：培养皿中的平均菌落数；
u：稀释倍数。
根际微生物的测定
——放线菌的测定一、试剂：
将可溶性淀粉10.0g、琼脂粉15.0g、磷酸氢二钾3.0g、七水硫酸镁0.5g、氢氧化钠0.5g、七水硫酸亚铁0.01g放到1000mL水混匀，用氢氧化调节PH值为7.8，分装于灭菌的三角瓶中，塞上棉塞，高压灭菌备用，用前先将培养基融化，并冷却到45℃。
二、实验步骤：
称取新鲜土样30.00克放入500毫升的三角锥瓶中，倒入无菌水270mL，然后放在摇床上震荡20分钟，静置5分钟，即制成10-1土壤悬液，随后吸取1毫升上清液放入装有9毫升灭菌水的试管中，吹吸三次使其完全混合均匀，从而制成了10-2土壤悬液，又在该试管中吸取1毫升土壤悬液放入装有9毫升灭菌水的试管中从而制成了10-3土壤悬液，依次类推直到制成10-6土壤悬液然后待用。
在无菌操镜台中摆放好已灭菌的培养皿，用接种针吸取梯度土壤悬液1mL置于培养皿中央，然后用灭菌量杯量取15毫升培养基倒入培养皿中，转动培养皿，使土壤悬液与培养基完全混合均匀，然后标上接种时间、接种样。
培养时间为7---14天，依据放线菌形态特征记下每皿放线菌菌落数量。
三、计算：
每克干土含放线菌数量的计算方法：用记录下来的菌落平均数乘以该稀释度的稀释倍数就得到每克鲜土的菌数，按常规方法求出鲜土重和干土重的比值，再折算出每一克干土的菌数：
N= a*u*鲜土重/干土重
N：每一克干土的菌数；
a：培养皿中的平均菌落数；
u：稀释倍数。