百合的组织培养综述
百合的组织培养技术
百合的组织培养技术1植物名称百合(lilium brownii var. viridulum)2材料类别鳞茎、珠芽、叶片、花器官等3外植体消毒将洗净的外植体材料放于无菌瓶中，先用70%-75%的酒精消毒10-60s，用无菌水冲洗1次；再用饱和的漂白粉上清液消毒5min，用无菌水冲洗1次；再用0.125%的HgCI2消毒5-10min，用无菌水冲洗1次；再用饱和漂白粉的上清液消毒10-20min，用无菌水冲洗6-7次即可获得无菌的外植体材料。
4外植体培养条件（1）诱导培养基：MS+6-BA 1.0mg/L+NAA 0.1mg/L；（2）增殖培养基：MS+6-BA0.5mg/L+NAA 0.5mg/L；（3）生根培养基：1/2MS+NAA 0.1mg/L；以上所有培养基的pH均为5.8-6.0，培养温度为（24±2）℃，光照为800-1200lx，每天光照12h左右。
５外植体的生长与分化5.1诱导培养：鳞茎切块接种于诱导培养基上，大约20天后便可在切口处产生白色小鳞茎凸起，这时便可进行继代培养。
5.2增殖培养：将萌发的小鳞茎切成数块接种于增殖培养基上，约30天后即可抽出叶片形成幼苗。
5.3生根培养：将已经抽叶的幼苗转入生根培养基中大约10天便可看到有根开始长出。
5.4炼苗及移栽：当幼苗的根生长到0.5cm长度左右时即可进行炼苗，在室温下炼苗2天，然后除去封口膜继续炼苗3-5天，然后将组培苗取出，用自来水洗净苗根部的培养基，移栽入基质或者田园土中，放入人工气候室中进行培养，每天进行浇水，约10-15天后即可移栽入大田中。
注：百合组培苗移栽以春秋季节成活率较高，冬夏季较差。
6意义百合是百合科百合属的一种多年生草本植物，不仅是世界著名的观赏花卉，而且具有食用、药用价值。
传统的百合繁殖方法具有繁殖系数小、多代繁殖种性易退化等缺点，对百合生产的数量和质量造成了一定的影响。
组培技术的应用能够克服以上缺点，并且提高的繁殖速度，是今后生产中一种有效的繁殖途径。
百合的组织培养技术综述
百合的组织培养综述（辛文龙，200674010152）摘要对百合的分布和组织培养的进展状况及组织培养在百合育种中的应用作了综述。
特别罗列了百合组织培养中所选用的外植体类型和一些组培材料的最佳分化、生根培养基配方；阐述了组织培养中常见的一些问题；并介绍了百合组织培养在其育种中的应用。
关键词百合；组织培养；百合(Lilium.spp.)是百合科(Iiliaccae)百合属(Lilium)多年生草本植物。
我国是百合植物的原产地，早在1400多年以前就有人工栽培，食用、观赏和药用百合的栽培利用历史十分悠久。
百合除具有观赏价值外，大多数可以食用、药用，是上等的滋补佳品。
传统的白合繁殖方法主要采用常规分球、分珠芽鳞片扦插、鳞片包埋等。
但采用这些方法繁殖，繁殖系数较小，特别是经多代分殖以后，常造成种性退化，甚至病毒积累，影响百合的产量和质量。
利用组织培养技术，能够迅速去除病毒和更新品种，加快了百合的快速繁殖速度，缩短了百合的生育周期。
在百合杂交育种中也存在着基因库贫乏、种间杂交不亲和等局限性，而组织培养中的胚培养、花药培养等技术则可克服这些弊端。
现将目前百合组织培养及育种方法做简单总结。
1百合的分布全世界百合约有90多个种，主要分布在北半球的温带和寒带地区，少数种类分布在热带高海拔地区，南半球没有野生种分布。
中国是百合种类分布最多的国家，也是世界百合起源的中心。
据调查，中国约有47个种18个变种，占世界百合总数的一半以上，其中有36个种15个变种为中国特有种；日本有15个种，其中9个种为日本特有种；韩国有11个种，其中3个为特有种；亚洲其他国家和欧洲共有约22个种；北美洲约有14个种。
2百合的组织培养外植体类型2.1外植体的选择2.1.1鳞片百合鳞片作为外植体具有容易获得、分化能力强、对培养基要求不严等优点是目前百合组织培养中普遍采用的外植体。
主要是通过调节生长素和细分裂素的比例来诱导其组织产生不定芽和再生植株。
百合初代培养实训报告
一、实训目的本次实训旨在通过学习百合初代培养的方法和技巧，掌握百合组织培养的基本原理和操作流程，提高对植物组织培养技术的理解和应用能力。
同时，通过对百合初代培养过程中的各个环节进行实践操作，培养自己的动手能力和团队协作精神。
二、实训内容1. 百合组织培养概述百合（Lilium）是百合科百合属多年生草本植物，具有较高的观赏价值。
百合组织培养技术是一种无性繁殖方法，通过将百合的外植体接种到培养基上，使其在无菌条件下生长、分化，最终形成完整的植株。
2. 百合初代培养方法（1）外植体选取选取百合鳞茎或叶片作为外植体。
鳞茎选取饱满、无病虫害的健康鳞茎；叶片选取叶尖或叶缘部位。
（2）外植体消毒将外植体放入70%酒精中浸泡30秒，然后用无菌水冲洗3-5次。
将消毒后的外植体放入0.1%的氯化汞溶液中浸泡5-10分钟，再用无菌水冲洗3-5次。
（3）接种将消毒后的外植体接种到含有不同植物激素的培养基上。
培养基成分：MS培养基+6-BA 0.5mg/L+NAA 0.1mg/L。
（4）培养条件将接种后的培养基放入培养箱中，温度设置为25℃±2℃，光照强度为1000勒克斯，每天光照12-14小时，空气相对湿度保持在70%-80%。
3. 百合初代培养过程（1）愈伤组织诱导接种后3-5天内，外植体开始生长，形成愈伤组织。
愈伤组织呈白色、质地松软。
（2）芽分化愈伤组织培养7-10天后，开始分化出芽。
芽分化过程中，可适当调整培养基中植物激素的比例，以促进芽的分化。
（3）生根芽分化后，将芽转移到含有NAA 0.1mg/L的培养基上，促进生根。
生根过程中，芽可逐渐转移到生根培养基中。
（4）移栽当百合植株长到2-3片叶时，可将其移栽到营养土中。
三、实训结果与分析1. 百合初代培养结果通过本次实训，成功诱导出百合愈伤组织，并分化出芽和根，最终形成完整的植株。
2. 实训结果分析（1）外植体选取对百合初代培养效果有较大影响。
鳞茎外植体诱导愈伤组织的效果优于叶片外植体。
百合组织培养快速繁殖
百合组织培养快速繁殖组织培养是进行植物快速繁殖的常规手段,通过组织培养可以快速获得无病毒植株,对繁殖珍贵花卉品种是简易而有效的方法。
本研究通过组培快繁再生体系的建立、试管鳞茎的增、大再分化及移栽后的生理检测对东方百合“西伯利亚”、“索邦”和铁炮百合“白天堂”的快速繁殖进行了系统的研究。
以鳞片和试管苗叶片为外植体,通过直接诱导不定芽再生的方式,对启动培养、增殖培养、生根移栽等组织培养快速繁殖各个环节的影响因素进行了分析。
研究结果表明:1、MS基本培养基中附加适宜浓度配比的NAA与6-BA可诱导不定芽再生,再生频率在80%以上。
2、试管苗叶片下部分化能力较强,是建立高频快速增殖体系的首选材料:“西伯利亚”和“白天堂”再生芽的能力要强于“索邦”;用NAA或IBA与KT组合诱导不定芽增殖效果较好,再生频率在86%以上,适宜“白天堂”“西伯利亚”“索邦”试管苗增殖的激素配比分别为NAA 0.2mg/L+KT 0.4mg/L、NAA 0.1mg/L+KT0.2mg/L、IBA 0.1mg/L+KT 0.2mg/L。
3、百合试管苗具有较强的生根能力,在继代增殖的同时就可达到生根的目的。
4、以珍珠岩:土(3:1)为移栽基质,选取鳞茎直径≥1cm的试管苗移栽,成活率在95%以上。
培养基添加物对百合快繁体系影响的研究结果表明:培养基中添加30g/L蔗糖和3mg/L多效唑分别为促进“索邦”和“西伯利亚”生长的最佳培养基。
在添加60g/L蔗糖和3mg/L多效唑的培养基中“白天堂”试管鳞茎的增大及再分化效果最佳。
在上述最佳培养基中,各供试品种出瓶直径均在1cm以上,东方百合增殖系数可达8以上。
活性炭可以提高试管苗的质量,浓度在4～10g/L时,“白天堂”、“索邦”及“西伯利亚”试管鳞茎生长情况较好。
将移栽成活的健壮试管苗移栽入土后进行多效唑叶面喷施,研究结果表明:以500mg/L多效唑处理5周,百合叶片的气体交换特性得到明显改善、叶绿素、可溶性糖、可溶性蛋白含量均有所提高,组织含水量减少,对试管苗移栽入土后的生长发育起到了显著的促进作用。
百合的组织培养
百合的组织培养一、百合叶片的组织培养(一)外植体百合鳞茎。
(二)灭菌方法取百合花茎于洗涤灵液中浸泡20min, 自来水冲洗20 min, 离花茎叶片基部上下各0.2cm 左右, 剪取0.5cm 带叶片茎段。
自叶片基部留叶片长1.5~ 2.0cm, 剪去以上大部叶片, 于0.1% 农用链霉素水溶液中浸泡1h, 自来水冲洗20 min; 无菌条件下, 75% 酒精处理2~ 3s; 0.1% 升汞溶液处理3~ 4 min, 无菌水洗5~ 6 遍, 备用接种。
(三)发育途径将叶片茎段接种于诱导分化培养基, 待诱导出芽后将芽接种于增殖培养基, 最后增殖芽进行生根诱导。
(四) 培养基以MS 和LS 为基础培养基, 细胞分裂素采用BA, 生长素采用NAA, 以二者不同浓度和比例制成诱导分化培养基和芽增殖培养基, 探求基础培养基MS 和LS 及不同浓度激素及其配比对新普百合诱导分化和不定芽增殖的效果。
生根培养基采用LS, 培养基中添加不同浓度生长素、活性炭, 研究生长素浓度及活性炭对生根苗的影响。
培养基均添加琼脂7g / L。
在103kPa、121℃条件下灭菌15min。
(五)培养条件培养室温度( 25±1℃) , 相对湿度60%~ 70% , 光强1800~ 2500lx , 光照每天12h。
(六)讨论愈伤组织的诱导及不定芽的分化设计8 种起始诱导培养基, 每种培养基接种50 片叶。
接种后, 在适宜培养基上, 15 天左右可见叶片基部膨大隆起, 继而生出黄绿色愈伤组织,20 天左右可长至0.5cm3 , 并生出绿色芽点后分化出芽, 50 天左右可长至2~ 3cm。
统计愈伤组织及不定芽诱导状况。
结果表明, 经50 天的培养后, 单一使用细胞10分裂素的处理效果不佳, 愈伤组织诱导率、不定芽分化率均较低。
因此在新普百合的诱导培养中需细胞分裂素( BA) 和生长素( NAA) 配合使用。
当BA 浓度较高时, 有利于愈伤组织的形成, 不利于不定芽的分化。
百合的组织培养技术综述_蒋细旺
文章编号:0439-8114(2004)01-0078-05百合的组织培养技术综述蒋细旺1,司怀军2(11江汉大学医学与生命科学学院,湖北武汉 430056;21甘肃农业大学农学院,甘肃兰州 730070)摘要:对20世纪90年代以后的百合组织培养技术进行了综述,包括百合外植体的准备、百合的快速繁殖技术等。
还对百合种质资源离体保存和百合的组织培养技术在百合育种中的应用作了论述。
关键词:百合;组织培养;育种中图分类号:S68211;Q94311;Q81311+2 文献标识码:A 百合(L ili um.spp)是全世界著名的观赏花卉之一。
中国是世界百合种质资源的分布中心,约有47个种、18个变种,占世界百合属总数的一半以上。
其中36个种、15个变种是我国特有的珍稀种类[1]。
百合除具有观赏价值外,大多数可以食用、药用,是上等的滋补佳品。
但由于人类、非人类的影响,使一些分布地区窄或生态适应性弱的百合种的生存受到严重威胁。
传统的百合繁殖方法主要采用常规分球、分珠芽鳞片扦插、鳞片包埋等。
但采用这些方法繁殖,繁殖系数较小,特别是经多代分殖以后,常造成种性退化,甚至病毒积累,影响百合的产量和质量。
利用组织培养技术,能够迅速去除病毒和更新品种,加快了百合的快速繁殖速度,缩短了百合的生育周期。
在百合杂交育种中也存在着基因库贫乏、种间杂交不亲和等局限性,而组织培养中的胚培养、花药培养等技术则可克服这些弊端。
自1957年Robb[2]首次发表了百合的组织培养文章后,到现在成功的百合组织培养方法已有40多种[3]。
本文将20世纪90年代以来百合的组织培养研究现状并结合我们的一些经验进行综述。
1 外植体的准备111 外植体的选择百合的许多器官、组织都可作为外植体,如鳞片、根尖、叶片、子房、种子、花梗、花瓣、珠芽、花柱、花丝、花药、胚、腋芽、芽尖等。
用百合鳞片作外植体比较多,但不同部位的鳞片对分化有差异,王刚等[4]认为兰州百合鳞片产生芽的能力从强到弱依次为外层、中层、内层。
百合组织培养课件
通过组织培养获得的种苗是脱 病毒的，降低了病虫害的风险
。
缺点
成本高
组织培养技术需要专业的设备和实验 室，同时需要专业的技术人员进行操 作，因此成本较高。
技术要求高
组织培养技术需要较高的技术水平， 操作不当容易导致失败。
变异可能性
虽然组织培养可以获得遗传稳定的种 苗，但也有一定的变异可能性。
Part
05
百合组织培养的前景展望
百合组织培养的发展趋势
高效繁殖
通过组织培养技术，实现百合快速、高效繁 殖，满足市场需求。
基因工程
结合基因工程技术，实现百合优良性状的遗 传转化和分子育种。
品种改良
利用组织培养技术进行百合品种改良，提高 抗病性、抗逆性和观赏品质。
资源保护
通过组织培养保存珍稀、濒危百合品种资源 ，保护生物多样性。
对百合组织培养的期望和建议
加强基础研究
深入开展百合组织培养的基 础理论研究，提高技术水平 。
推广应用
加强百合组织培养技术的推 广应用，促进科技成果转化 。
政策支持
政府应加大对百合组织培养 产业的支持力度，推动产业 发展。
国际合作与交流
加强国际合作与交流，引进 国外先进技术和管理经验， 提升我国百合组织培养的国 际竞争力。
实验材料
健康无病虫害的百合鳞茎 。
实验操作步骤
消毒处理
将百合鳞茎放入消毒液中 浸泡一定时间，然后取出 晾干。
观察与记录
定期观察外植体的生长情 况，记录生长数据和照片 。
外植体切割
用镊子将百合鳞茎切割成 适当大小的小块，作为外 植体。
接种与培养
将外植体放入已配置好的 培养基中，在适宜的温度 和光照条件下进行培养。
最新百合组培实验报告
最新百合组培实验报告实验目的：本次实验旨在探究百合组织培养的最佳条件，以实现高效繁殖和遗传改良。
通过对比不同培养基、激素浓度和培养环境对百合组织生长的影响，确定最适合的培养参数。
实验材料：1. 百合种球2. MS培养基3. 植物生长调节剂（生长素和细胞分裂素）4. 无菌水5. 培养皿和培养箱6. 75%酒精和0.1%硝酸银用于消毒7. 称重天平和移液器实验方法：1. 种球消毒：选取健康无病虫害的百合种球，用75%酒精浸泡10分钟，再用0.1%硝酸银溶液消毒5分钟，最后用无菌水冲洗3次。
2. 组织切割：在无菌条件下，将种球切成约1平方厘米的小块。
3. 培养基制备：按照MS培养基配方，添加不同浓度的生长素和细胞分裂素，制备出一系列实验组。
4. 接种：将处理好的百合组织块接种到培养基上，每个培养基接种3块组织。
5. 培养条件：将接种好的培养皿放入培养箱中，设定温度为25°C，光照周期为16小时光照/8小时黑暗。
6. 数据记录：每天观察记录组织生长情况，包括生长速度、形态变化和任何异常情况。
实验结果：经过两周的培养，发现在添加了适量生长素和细胞分裂素的MS培养基上的百合组织生长最为良好。
其中，生长素浓度为0.5mg/L，细胞分裂素浓度为1.0mg/L的培养基上，百合组织的增殖率最高，且无明显变异现象。
结论：本实验确定了百合组织培养的最佳激素浓度，为百合的快速繁殖和遗传改良提供了科学依据。
未来工作将进一步探索其他影响因素，如培养环境的湿度、光照强度等，以优化培养条件，提高百合组织培养的成功率。
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百合的组织培养
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摘要：百合的离体培养是目前为止百合迅速繁殖的最有效方法，下文对百合的外植体选择和处理、离体培养的器官发生途径、和组织培养中容易出现的问题进行综述。
并对百合组织培养的未来发展做出展望。
关键词：百合；外植体；组织培养；器官发生
百合是百合科百合属，多年生草本球根植物。
是著名的观赏花卉，可食用，有很高的利用价值。
利用组织培养进行繁育是百合无毒化和商品化的必要途径。
百合的传统繁殖方式主要有珠芽繁殖、小子球繁殖、鳞片繁殖3种方式。
由于百合的常规繁殖率低，易感染病毒，所以对繁殖技术提出了更高的要求，人工繁殖技术对百合具有重要的意义。
1、百合组织培养的特点和优势
培养条件可人为控制，进行周年生产。
植物组织培养中采用的植物材料是经过精挑细选的，他们生长的培养基及小气候环境都是人为控制的对其生长最有利的，摆脱了大自然中四季、昼夜气温频繁变化甚至是灾害性气候等外界不利因素的影响。
并且条件均一，便于稳定地进行周年生产。
生长周期短,繁殖率高,成本较低。
人为控制的条件可以满足其快速生长的需要，所以生长快，培养周期比其它繁殖方式短很多。
虽然组织培养先期投资较大，需要一定的设备及能源消耗，但是在百合开始批量生产之后，相对于有性繁殖来说成本低廉的多。
管理方便，便于工厂化生产和自动化控制植物。
组织培养可以在工厂高密度培育，并可以通过机械进行培育，与传统的盆栽相比，省去了中间一系列繁杂劳动。
培养材料来源广泛。
由于植物细胞具有全能性，在生产实践中, 单个细胞、小块组织等经离体培养均可再生形成完整植株。
由于取材少，培养效果好，对于新品种的推广和良种延续还有灭毒等都有重大的实践意义。
另外，百合组织培养具有很高的应用价值。
百合可以进行远缘杂交，但由于生理代谢等方面的原因，常使杂种胚早期败育，而不能得到相应的杂种植物。
而通过组织培养，可使其顺利生长，得到远缘杂交品种并讲品种延续下去，从而选育出园艺新品种。
此外还可采用愈伤组织诱变、花粉培养等多种方法来进行花卉育种。
在传统的人工培育的过程中，当百合靠有性繁殖法繁殖时，因受病毒感染，会造成病毒逐代传递积累，产量和质量不断下降。
而选取新生的无毒组织进行组织培养，可以培养得到脱毒苗，这为后代保持优良性状提供了保证。
2、百合外植体的选择和处理
叶片、鳞片、茎段、根是目前百合组织培养中普遍使用的外植体。
从理论上来讲，各种植物的体细胞都具有全能性，即每一个细胞都有分化形成完整的植株的能力，但是越是具有全能性的部位，组织培养的成功率越高。
潘佑找等人的实验中，以兰州百合的鳞片、叶片、根等不同部位为外植体进行再生植株的培养，发现不同外植体的不同部位分化能力存在差异，实验结果表明，鳞片的分化能力最强，所以鳞片是所用最多的外植体；同时，同一器官的不同部位分化能力也不同，鳞片中以下部分化能力最强，根以基部分化能力最强。
所以，可以根据想要选择的器官发生途径来选择外植体的器官和部位。
外植体一定要经过灭菌处理，才可以进行再生培养。
选择无病斑的鳞片或根等，清洗干净，然后进行灭菌处理，在超净工作台上，先用75％的酒精溶液消
毒10～15秒，接着用无菌水冲洗两次，用无菌水冲洗后，再用1％的升汞处理，并再次用无菌水处理。
用剪刀将所需部位剪为一厘米左右的小块，然后用镊子将材料小心接种到培养瓶上培养。
全程注意灭菌。
由于鳞片直接与泥土接触，带菌较多，灭菌较困难，所以鳞片较珠芽、叶片、花丝等灭菌步骤较为复杂。
3、器官发生途径
器官发生就是由愈伤组织的部分细胞在形态结构上发生特化，使之与正常
的愈伤细胞有所不同，或者由外植体的部分细胞不经愈伤阶段而直接转化形成原形成层细胞，再进行分化。
形成初生芽和初生根等，进而形成一个完整的植株，因为芽和根都是整个植物体的一种器官,所以这一过程叫做器官发生。
愈伤组织途径是外植体经过植物的生长调节剂后，线形成愈伤组织，再经器官分化形成许多芽体，达到大量繁殖的目的。
这种途径是目前使用最广泛的途径，6BA和2,4－D组合诱导愈伤组织的成功率较高，实验证明，最理想的诱导百合
愈伤组织分化的培养基为MS＋6BA＋NAA。
然后根据要诱导生根或是生芽，通过
调整植物激素配比进行控制。
不定芽途径是通过诱导形成大量腋芽，从而获得大量的幼小植株。
这种途径产生变异的机会较小，所获得的苗的品质也较为均匀。
不定芽的最佳培养基为MS＋6BA＋NAA。
胚状体途径是通过诱导植物体细胞或组织产生胚状体，再由胚状体发育成大量植株。
这种途径较易产生变异。
百合不同的外植体以及鳞片不同部位的材料分化成小植株的能力存在较大差异。
百合组织培养中，有4条途径形成胚状体。
一是外植体表面形成大量愈伤组织，然后再遇上组织表面产生胚状体；二是在外植体已分化组织中，由少数薄壁细胞转变成分生组织，形成胚状体；三是由外植体表面已分化细胞形成胚状体；四是在愈伤组织内部产生分化中心，形成一个或者多个胚状体。
将胚状体包装进胶质的“人工种皮”中，创造一个与种子结构相似的人工种子，这种技术已经在广泛的应用中了。
小鳞茎途径是百合的一种较为独特的器官发生途径。
用激素诱导小鳞茎产生的合适部位为花的下端，改变激素的种类含量诱导外植体的生根或者继代。
还有一种是花粉胚发生，花粉胚是由小孢子或其分裂产物等单倍体细胞产生的体细胞胚，可以发育成单倍体植株。
但是它起源于一个非合资细胞，经过胚胎发生或胚胎发育形成胚状结构。
4、组织培养中出现的问题
百合进行组织培养的时候，培养了一段时间之后很容易相继出现污染，比较常见的是在培养基中有可见的菌落，一些容易培养的菌类生长迅速，会很快蔓延整个组培瓶。
这些污染基本是由百合自带的细菌和接种时掺杂的细菌造成的。
特别是很容易出现污染的鳞片。
另外，在组织培养中有些不易培养，或是在植物内部寄生或共生的菌类或病原菌，由于在继代培养时没有表现出来或只有很微弱的表现，将会对整批植株造成重大的威胁。
为了减少百合组织培养中污染的发生，减少病原微生物对百合的影响，培养基要严格灭菌，操作过程中要进行严格消毒。
如果发现污染，要及早进行处理。
对于百合被菌体污染，利用抗生素这是目前较常用的方法。
使用抗生紊时需对症下药，要决定最小抑制浓度。
并确定使用的抗生索不会对植物造成病害或突变，确定抗生素在培养基上是否有作用需要多种混合或者交替使用以确定其会起
作用，并避免抗药性。
一般分生组织生长较快，来不及被感染，所以用分生组织培养的再生植株可以有效的避免潜在性污染。
另外，利用培养基中高盐或高糖的浓度在培养基可抑制部分微生物生长。
在植物的愈伤组织培养过程中，褐化现象也极为常见，尤其是愈伤组织的继代培养中。
引起褐变的原因是外植体在培养过程中体内的多酚氧化酶被激活，细胞里的酚类物质氧化成棕褐色的醌类物质，严重影响外植体的脱分化和器官分化，最后变褐而死亡。
预防百合组培褐化的措施有三种：选择适宜的外植体及最佳培养基，继代培养时及时转移，暗箱培养。
5、展望
百合作为一种观赏植物，其观赏性方面可以继续改进。
组织培养不仅可以涉及更多的观赏性强的百合品种，同时，可以通过杂交、诱导、甚至是基因改造来获得新品种，然后用组织培养的方式将品种保留下去。
参考文献：
1、李莜帆百合组织培养和植株再生安徽农业科学报
2、周春华百合组织培养研究进展北方园艺 2013（4）：193～195
3、王建力花卉组织培养技术发展概述园林科技 2009（1）：9～11
4、李莜帆几种百合组织培养及体细胞胚发生技术的研究
5、刘广军植物组织培养技术在现代花卉生产中的应用安徽农学通报
2011（17）：92～93。