微生物标本的采集方法.
微生物检验标本的正确采集及注意事项
微生物检验标本的正确采集及注意事项正确采集临床微生物标本，直接影响到微生物培养鉴定结果。
可靠的检验结果可以指导临床诊断治疗，为临床科学用药和成功的感染控制提供依据，是正确、合理使用抗菌药物，延缓细菌耐药，减少抗菌药物滥用和监测医院感染的第一步，也是最重要的一步。
为此应正确采集各种细菌学标本。
一、血液标本的采集1、采集方法（1）75%酒精清洁局部皮肤。
（2）待皮肤干后，再用2%—2.5%碘酒从穿刺点中心部位开始消毒，范围不应小于5cm（直径），且不能用手指触摸消毒后的皮肤。
（3）皮肤碘酒干后（约1min），穿刺采集血液，采血量成人5-10ml，婴幼儿1-5ml。
（4）采血后立即在床旁接种培养瓶，并迅速轻摇，充分混匀防止凝固，但又不可剧震以防溶血。
2、注意事项（1）怀疑菌血症应尽早采血，体温上升（38.5℃）采血可提高阳性率，但也要防止因等待而延误时机。
（2）对已经使用抗菌药物，而又不能停药者，也应在下次用药前采血。
切忌不要在静滴抗菌药物的静脉处采取血标本，也不能从静脉导管及动脉插管中取血。
（3）培养基与血液之比以10:1为宜，以稀释血液中的抗生素，抗体等杀菌物质；有人主张对接受抗菌药物治疗的病人，培养基与采血量之比可为20:1或大于这个比例。
（4）近年研究表明，将血液注入血培养基前，更换针头反而易导致污染。
（5）每例至少采血两次，间隔0.5-1h，以利于提高阳性率和区分感染菌与污染菌。
（6）疑为细菌性心内膜炎及布鲁氏病的病人，以肘动脉或股动脉采血为宜，除在发热期采血外，并要多次采血（24h 3-4次）和增加采血量（可增加10ml）。
（7）采血后立即送检，如不能立即送检可置室温，而不能放置冰箱。
（8）如临床表现很似败血症，而血培养多次阴性者，提示考虑厌氧菌和真菌感染的可能。
二、骨髓的采集1、采集方法在病灶部位或髂前（后）上脊处严格消毒后抽取骨髓1ml，注入血培养瓶内。
2、注意事项（1）骨髓内含有大量的单核巨噬细胞系统的细胞，因而骨髓培养对伤寒病人的诊断较血培养优越。
微生物标本的正确采集
微生物标本的正确采集正确采集微生物标本是进行病原学检查的关键步骤，因为只有采集到合适的标本，才能够准确、客观地检测出病原菌，为诊断和治疗提供科学依据。
以下是一些采集微生物标本的正确方法：一、注意清洁和消毒在采集标本前，必须对手部进行清洁和消毒，以减少污染的可能性。
使用肥皂和水清洁手部，或者使用酒精消毒剂消毒手部。
同时，还需要对采集标本所使用的器械进行消毒，确保无菌操作。
二、选择正确的标本类型不同的微生物感染会有不同的症状和体征，因此需要根据患者的具体情况选择正确的标本类型。
例如，对于呼吸道感染，可以使用鼻咽拭子、痰液等；对于胃肠道感染，可以使用大便标本等。
三、正确采集标本1.采集前准备：了解患者的病史和症状，确定需要采集的标本类型，准备好采集所需的器械和消毒用品。
2.采集方法：根据不同的标本类型，采用正确的采集方法。
例如，对于痰液标本，需要让患者用力咳嗽，将痰液咳出并放入收集器中；对于大便标本，需要让患者取适量的大便放入收集器中。
3.采集量：采集的标本量应该足够，以便进行实验室检测和分析。
一般来说，采集的标本量应该不少于检测所需量的两倍。
4.采集时间：采集标本的时间也有讲究。
例如，对于呼吸道病毒的检测，最好在患者发病的早期采集标本；对于肠道病毒的检测，最好在患者发病后一周内采集标本。
5.保存方式：采集完标本后，需要妥善保存。
一般来说，应该将标本保存在适当的介质中，如保存液或培养基中，以保持标本的活性和完整性。
同时，还需要注意温度和湿度等环境因素对标本的影响。
四、避免污染和交叉感染在采集标本的过程中，必须严格遵守无菌操作原则，避免污染和交叉感染。
例如，在采集痰液标本时，应该让患者先用清水漱口，再用无菌棉签擦拭咽部，以减少口腔和咽部的细菌污染。
同时，还需要注意实验室内的清洁卫生和消毒工作，确保实验室内的空气和环境符合要求。
五、及时送检采集完标本后，需要及时送检。
一般来说，应该将标本尽快送到实验室进行检测和分析。
临床微生物标本采集方法
一、采样前准备
1、当日术毕，按常规对手术间所有物表 及地面进行湿式清洁和擦拭。
2、检查净化空调系统运作是否正常，当 日完成手术间清洁后，调节空调系统处 于待机状态，次晨打开系统运行30min。 自净后采样。
二、采用平板沉降法 1、采样时间: 在净化空调开启30min进行采样，采样时洁净 手术室大门应保持关闭，以维持手术室正压 状态和洁净度。 2、采样护士准备： 在采样前应洗手（或手消毒）
采样时平板应从科室最靠内的房间放置， 依次向外布放，每个手术间也是从最靠 里的位置放置平板，最后放置最靠门的 采样点。采样点分布均匀，收取平板顺 序相反。
5、布点要求： 百级手术间，手术区（手术台两侧0.9m以内，两 端0.4m内）呈对角线，东南西北中5点，周边区 （距墙1m，每边2个）8点，共需13个培养皿；千 级手术间，手术区（手术台两侧0.6m以内，两端 0.4m以内）呈单角线3点，周边区（距1机，长边 2个，短边1个）6点，共需9个培养皿；万级手术 间:手术区（手术台4边，0.4m以内）呈对角线3点， 周边区（距离1m每边1个）4点，共需7个培养皿。 检测时可做一次空白对照和模拟操作。模拟操作 将一个对照皿打开后立即封盖，两个对照结果必 须为阴性，整个操作过程应符合无菌要求。
将用于革兰染色的标本置于无菌标本杯中
将用于培养的标本置于需氧运送培养基中， 密闭保存
分别标注患者及标本信息，30min内送检，否则置4℃冰 箱冷藏，24h内送检
四、使用中紫外线灯辐照度值测定法
方法：紫外线强度照射指示卡测定法
物品准备：标尺、紫外线强度照射指示卡
放好标尺，开启紫外线灯
开启紫外线灯5min后，将指示卡置于紫外线灯下垂直距离1m处， 有图案一面朝上
临床微生物标本采集方法
微生物学标本采集与处理程序
微生物学标本采集与处理程序1. 引言微生物学标本的采集和处理是微生物学研究中至关重要的一环。
正确的采集和处理程序能够保证标本的质量和准确性，从而确保后续的实验和分析的可靠性。
本文档旨在介绍一套标准的微生物学标本采集与处理程序，以帮助研究人员在实验室中进行规范的操作。
2. 标本采集2.1 选择合适的采集根据所研究的微生物类型和标本特点，选择合适的采集。
常用的采集包括离心管、培养皿、尿液收集等。
确保采集清洁无污染，并在使用前进行灭菌处理。
2.2 标本采集技巧在采集标本前，确保双手清洁并穿戴好防护手套。
根据标本类型，采取适当的采集方法，例如：- 血液标本：通过静脉采血或采用穿刺器采集足跟血。
- 粪便标本：采用干燥的收集新鲜便样，并确保不混入尿液、水或其他污染物。
- 尿液标本：清洁外阴部，使用无菌尿杯收集中段尿液。
- 喉拭子标本：使用标本采集棒轻轻刮取喉部后壁表面。
- 污水标本：根据采样点不同，采用合适的和采集方法。
2.3 标本标识标本采集完成后，将标本上贴上标识标签，标明采集日期、采集者姓名、标本类型等关键信息。
确保标识清晰、不易脱落。
3. 标本处理3.1 标本转运采集完成后，及时将标本转运至实验室。
对于需要特殊处理的标本，应按照相应的要求进行转运，确保样本稳定和安全。
3.2 标本处理前的准备在处理标本前，仔细阅读实验操作指南，准备必要的试剂和材料。
同时，确保实验室工作台面清洁无菌。
3.3 标本处理步骤根据实验要求，进行标本处理的步骤。
可能的步骤包括标本培养、PCR扩增、生物化学检测等。
根据具体情况，确保每一步骤的操作规范和无菌。
3.4 标本处理后的处理标本处理完成后，将废弃物正确处理，如进行灭菌消毒或遵守实验室废物管理规定。
4. 结论微生物学标本采集和处理程序的规范操作对于研究可靠性和实验结果的准确性至关重要。
研究人员应遵循本文档中的程序和指南，确保标本采集和处理的质量和准确性，从而提升微生物学研究的可信度和可靠性。
微生物检验标本的正确采集及注意事项
微生物检验标本的正确采集及注意事项正确采集临床微生物标本，直接影响到微生物培养鉴定结果。
据相关统计：微生物标本的检测误差来源：80%来源于分析前20%来源于分析中和分析后其它检验样本的检测误差来源：45%分析前10%分析中（仪器））45%分析后.检验标本采集质量控制的重要性,分析前的误差来源所占比例的这个数据是惊人的，在我们的大型医院都存在这个问题，而在我们医院应该不会低于这个数据。
可靠的检验结果可以指导临床诊断治疗，为临床科学用药和成功的感染控制提供依据，是正确、合理使用抗菌药物，延缓细菌耐药，减少抗菌药物滥用和监测医院感染的第一步，也是最重要的一步。
为此应正确采集各种细菌学标本。
一、血液标本的采集1、采集方法（1）75%酒精清洁局部皮肤。
（2）待皮肤干后，再用2%—2.5%碘酒从穿刺点中心部位开始消毒，范围不应小于5cm （直径），且不能用手指触摸消毒后的皮肤。
（3）皮肤碘酒干后（约1min），穿刺采集血液，采血量成人5-10ml，婴幼儿1-5ml。
（4）采血后立即在床旁接种培养瓶，并迅速轻摇，充分混匀防止凝固，但又不可剧震以防溶血。
2、注意事项（1）怀疑菌血症应尽早采血，体温上升（38.5℃）采血可提高阳性率，但也要防止因等待而延误时机。
（2）对已经使用抗菌药物，而又不能停药者，应在抗菌药物浓度最低时采集也即在下次用药前采血。
切忌不要在静滴抗菌药物的静脉处采取血标本，也不能从静脉导管及动脉插管中取血。
（3）培养基与血液之比以10:1为宜，以稀释血液中的抗生素，抗体等杀菌物质；有人主张对接受抗菌药物治疗的病人，培养基与采血量之比可为20:1或大于这个比例。
（4）近年研究表明，将血液注入血培养基前，更换针头反而易导致污染。
（5）每例至少采血两次，间隔0.5-1h，以利于提高阳性率和区分感染菌与污染菌。
（6）疑为细菌性心内膜炎及布鲁氏病的病人，以肘动脉或股动脉采血为宜，除在发热期采血外，并要多次采血（24h 3-4次）和增加采血量（可增加10ml）。
实验动物病原微生物检测中的标本采集技术
实验动物病原微生物检测中的标本采集技术实验动物的病原菌和寄生虫多定植于身体的特定部位，检测时需从相应部位采样以提高检出率，因此实验动物的细菌学、真菌学和寄生虫学检测涉及的标本种类众多，且采样方法和样品的制备各不相同。
一、细菌和真菌检测时的标本采集（一）皮毛、鳞屑标本将动物进行吸入麻醉（乙醚等）后适当保定，待检部位用75%乙醇消毒，直接用灭菌接种刀、镊刮取皮毛、鳞屑少许。
（二）呼吸道分泌物标本将动物麻醉后仰卧保定，并使四肢舒展固定。
用75%乙醇从腹股沟到颈部进行逆毛涂刷消毒，沿腹正中线从腹部以下至下颌剪开皮肤，使腹部、胸部以及颈部肌肉全部暴露，无菌分离颈部肌肉暴露气管，于咽部以下5mm左右气管上剪一“V”形口，插入无菌接种针由下至上直达咽部轻轻转动数下，沾取气管分泌物。
如分泌物过少，可将咽部及部分气管剪下增菌培养。
（三）回盲部内容物标本将动物麻醉后仰卧保定，并使四肢舒展固定。
用75%乙醇从腹股沟到颈部进行逆毛涂刷消毒，沿腹正中线从腹部以下至下颌剪开皮肤，使腹部、胸部以及颈部肌肉全部暴露，无菌剪开腹部肌肉暴露回盲部，在回盲部剪一小口，用接种环伸入直接挑取适量内容物。
如内容物过少，可剪下包括回盲部在内的一段肠组织适当剪碎后作增菌培养。
（四）粪便标本将粪便前段弃去，取中段粪便，加适量PBS或培养液匀浆后接种，如为稀软便可直接接种。
（五）肛拭标本将灭菌棉签用生理盐水或培养液浸润后，轻轻插入动物肛门深处3～4cm，缓缓转动后取出。
（六）病灶组织分泌物及浓汁标本标本用于直接接种时，保定动物并对病灶周围用75%乙醇消毒，用接种环直接沾取分泌物或脓汁进行接种，或取下少量病变组织（对已死亡动物）于培养基表面接触后再划线接种；标本用于制备涂片时，可于载玻片上滴加适量灭菌生理盐水，挑取少量脓汁与之混匀且风干，火焰上固定，或取适量病灶分泌物与生理盐水混匀涂抹成相对较浓的涂片。
二、检测体内寄生虫的标本采集和制备体内寄生虫寄生于肠道、血液和组织内，检测时须根据不同的寄生部位采集相应标本。
微生物标本采集
微生物标本采集在医学和生物学领域，微生物标本采集是一项至关重要的工作。
它是准确诊断疾病、开展科学研究以及监测环境微生物状况的基础。
正确的标本采集方法和流程能够确保所采集的样本具有代表性和可靠性，从而为后续的检验和分析提供有力的支持。
微生物标本的种类繁多，包括血液、尿液、痰液、粪便、脑脊液、脓液、拭子等。
不同类型的标本采集方法和注意事项各有不同。
首先，我们来谈谈血液标本的采集。
这通常需要在严格的无菌条件下进行。
采血部位一般选择肘正中静脉，采血前要对皮肤进行彻底的消毒。
采血过程中，要注意避免溶血，因为溶血可能会影响检测结果的准确性。
采血的量也需要根据具体的检测项目来确定。
比如，进行血常规检查时，通常采集 2 毫升左右的血液；而进行血培养时，则需要采集更多的血液，一般为 10 毫升左右。
尿液标本的采集也有讲究。
对于常规的尿液检查，一般采用中段尿采集法。
患者需要先清洁尿道口周围的皮肤，然后开始排尿，将前段尿弃去，收集中段尿。
如果是进行 24 小时尿蛋白定量检测，则需要患者在规定的 24 小时内将所有尿液收集到一个干净的容器中，并加入防腐剂。
痰液标本对于呼吸系统疾病的诊断具有重要意义。
患者需要在清晨起床后，先用清水漱口，然后用力咳出深部的痰液，避免混入唾液。
对于无法自主咳痰的患者，可以通过吸痰的方式获取痰液标本。
粪便标本的采集相对简单，但也需要注意一些细节。
患者应尽量选取含有黏液、脓血或异常部分的粪便，如果进行寄生虫卵检查，需要在不同部位多点取样。
脑脊液标本的采集则是一项较为复杂和危险的操作，通常需要由专业的医生在严格的无菌条件下进行腰椎穿刺来获取。
脓液标本采集时，要先对局部皮肤进行消毒，然后用无菌注射器抽取脓液。
在进行微生物标本采集时，有一些通用的原则和注意事项。
首先，采集的时间要恰当。
例如，对于发热患者，在发热初期或发热高峰时采集血液标本，更容易检测到病原体。
其次，采集的部位要准确。
要根据感染的可能部位和疾病的特点选择合适的采集部位，以提高检测的阳性率。
微生物标本的采集
伤口微生物标本采集法（一）——表面伤口微生物标本的采集
慢创中心吴帅
在压疮的整个治疗中，创面分泌物的培养是其中不可或缺的一个环节，下面具体介绍分泌物培养的留取方法及注意事项。
采集方法：
（1）用无菌生理盐水充分冲洗，以去除表面的渗出物、坏死组织和残留的敷料纤维，确保伤口是干净的。
（2）用无菌棉拭子擦涂创面的边缘和基底，应用10点取材法沿数字走“之”字形涂抹，拭子要不停转动，并以一定压力擦拭创面，确保拭子吸收足够的伤口渗液。
（3）拭子放在运送培养基中立即送检。
注意事项：
（1）采样时为了减少定植菌的混入，建议先轻轻擦去创面处皮肤表面的脓液，擦拭时如使用棉球容易使棉絮遗留在伤口内，因此建议使用完整的无菌方纱。
（2）为了不混入消毒液影响细菌生长，应该采用无菌生理盐水充分冲洗，避免使用消毒液擦拭伤口表面。
（3）焦痂不应用于细菌培养，要去除坏死和失活的组织，再做培养，因为细菌最多在坏死和正常组织之间。
（4）采集压疮边缘的脓性分泌物，不要采集创口周围的渗液。
（5）如果渗液较多，能抽出液体来，就尽量使用穿刺的方法采集标本，棉拭子对细菌有一定的抑菌作用。
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物表监测结果范围
1、Ⅰ类、Ⅱ类环境：≤5cfu/cm2
2、Ⅲ类、Ⅳ类环境：≤10cfu/cm2
☂ GB15982-2012 《医院消毒卫生标准》
4.1.1
三、手消毒效果监测
1、采样时间：在接触病人和从事
医疗活动前进行采样或消毒后立即 采样 2、采样面积及方法（棉拭方法） 被检人五指并拢，用含相应中和 剂无菌洗脱液（5ml)的棉拭子在双 手指
☂消毒液监测标准范围
1、使用中灭菌剂：无菌生长
2、使用中皮肤黏膜消毒液：≤10cfu/ml
3、其他使用中消毒液：≤100cfu/ml
六、紫外线强调监测方法
1、日常记录：使用后进行消毒时间累积，使用超过
1000小时的应加强监测或更换建立紫外线消毒使用登记本 ，每周用75%酒精擦拭灯管并记录
使下呼吸道感染病原诊断成为难题
◎ 细菌（包括防线菌与奴卡菌，厌氧菌与分枝杆菌） ◎ 真菌（包括肺孢子菌） ◎ 病毒 ◎ 支原体、衣原体与立克次体 ◎ 原虫 ◎ 寄生虫
☂痰标本采集——自然咳痰标本 患者清晨起床后，用清水或冷开水反复漱口去除
过量的口腔细菌，有假牙者应取下假牙 先轻咳，咳出口腔中的痰液弃去，再用力深咳， 从气管咳出呼吸道深部的痰，直接吐入清洁、无 菌的容器中 无痰可用3%---5%NaCI 5ml雾吸约5min导痰 也可用物理疗法。体位引流等法取痰
☂操作注意事项：从静脉采血，不建议从动脉采血 用注射器无菌穿刺取血后，勿换针头（如果行第二次 穿刺，应换针头）直接注入消毒后的血培养瓶 血抽到培养瓶后，轻轻颠倒混匀以防血液凝固，立即 送检，切勿冷藏！ ④多次采血应在不同部位的血管穿刺以排除皮肤菌丛污 染的可能。除非无法作静脉穿刺取血，否则不应从留置 导管内取血。 ⑤抽血前应将标签贴于血培养瓶颈上，标签内容包括病 人基本信息、采血时间、采血部位。注意不要把标签贴 在培养瓶条形码上，否则仪器无法识别。
如因怀疑CRBSI移除皮下埋置式静脉输液港，港内容物及导 管尖端作定量培养。
☂血培养常见错误
※ 培养瓶放冰箱 ※ 瓶橡胶塞上小盖未打开直接穿刺 ※ 抽血后未及时混匀血液凝固
五、如何正确运送标本
1、运送培养基温度应适当 2、原则：保持细菌活力 3、血培养、脑脊液标本：应及时送检；不能及时送检的 标本应置温箱或室温中，切不能放入冰箱中保存（除病毒、 霉菌、分支杆菌培养样本置4℃) 4、痰、尿等标本：如不能及时送检可置冰箱，以抑制细 菌生长，但时间不能超过6h.
物体表面采样--斑贴法
☂斑贴法：按无菌操作方法将5cm×5cm的无菌滤纸
用灭菌生理盐水浸湿，均匀贴附与物体表面，1min取下放
入盛有25ml灭菌生理盐水试管中，充分振摇1min，作适
量稀释后，接种于普通营养琼脂平板上作菌落计数，同样 得出物品表面每平方厘米的细菌数
二、消毒物品表面的监测：
4、Ⅲ、 Ⅳ类环境、监测标准：儿科病房、母婴同室、妇产科检查室、 人流室、治疗室、换药室、消毒供应中心、血液透析中心(室)、急诊 室、化验室、各类普通病房、感染疾病科门诊及其病房，空气中的细 菌菌落总数≤4CFU／(5min· 直径9cm平皿)
G B50333-2013《医院洁净手术部建筑技术规范 》3.0.2-2
☂血培养次数和采血时间
※采血培养应该尽量在使用抗菌药物之前进行，在患者发 热期间越早越好，以发热高峰前1h内或病人寒战和发热开 始时采集为宜。在10分钟内与不同部位采集外周血2~3份
培养（有助于判断是污染还是感染，提高检出阳性率）
※注意报阳时间，阳性瓶数。
※在采取血培养后的2---5天内，不需要再重复采取血培养，
因为进行治疗后的2---5天血液中的感染细菌不会马上消失。
四、对可疑中心静脉导管相关血流感染
1、保留导管 2、外周静脉血一份，中心静脉导管血1分， 不用弃去导管起始部分的血液。 3、拔除导管： 4、2个外周静脉血、导管尖端5cm
(在进行中心静脉导管血和周围静脉血培养时应记录报阳时间）
☂血管内导管尖段标本的采集、送检程序 用75%酒精清洁导管周围皮肤 无菌操作移动导管，剪取尖端末端5cm,直 接置入无菌试管内或直接置入血平板内。 立即送检（不超过15min),防止干燥
六、各种标本储存的环境
☂标本采取后应该立即送检，如不能立即送检，储
存的环境要求：
※ 储存环境标本来源4℃冰箱----痰、尿液、粪便、活检
组织、气枪冲洗物、导尿管、心包积液、脓和伤口分泌物等
※ 室温（25℃）---血液培养、脑脊液、泌尿生殖道、
眼、耳、鼻、喉、血管导管尖、体液、厌氧菌培养标本。
美国的理念
几种下呼吸道直接采集的标本
◎ 经气管穿刺吸引 ◎经胸壁针刺吸引 ◎经支气管镜采样 支气管肺泡灌洗 经支气管镜直接吸引 ◎开胸肺活检 ◎经人工气道吸引分泌物
☂痰标本采集——吸痰
吸痰：无法咳痰或不合作者、人工气道者，戴好无 菌手套，无菌集痰器分别连接吸引器和无菌吸痰管。 按吸痰法将痰吸入无菌集痰器内，加盖送检 经支气管镜直接吸引： 注意严格无菌操作
1、采样时间：消毒处理后4小时内进行采样 2、采样面积：被采面积＜100平方厘米，取全部表面； ≥100平方厘米，取100平方厘米。 3、采样方法：
用5cm*5cm的标准灭菌规格板放在被检消毒物品表面，
用含相应中和剂无菌洗脱液（5ml)的棉拭子在规格板内横竖 往返均匀涂擦各5次并随之转动采样棉拭子，剪去手接触部 位，将棉拭子投入王景洗脱液中，立即送检。 小型物体表面的结果计算用cfu/件表示。
手监测标准范围
1、外科手消毒：≤5cfu/cm2
2、卫生手消毒：≤10cfu/cm2
☂ GB15982-2012《医院消毒卫生标准》4.2
四、空气消毒效果监测
1、采样时间段：在消毒处理后，操作前进行采样 2、采样方法：按面积定数、打开、盖搭皿体边缘 3、采样高度：距地面1.5米（80-150㎝） 4、布点方法：室内面积≤30㎡，设内、中、外对角线三点; 室内面积＞30㎡设4角及中央5点均距墙壁1米 5、收取方法：由外往里逐一收取，避免穿过培养皿从里往 外收取
二、尿标本的正确采集——清洁中段
尿标本
☂应保证尿液在膀胱内至少停留4h以上。最好留取早晨清 洁中段尿标本 ☂方法：患者睡前少饮水，清晨起床后先用肥皂水清洗会 阴部，女性应用手分开大阴唇，男性上翻包皮，仔细清洗， 再用清水冲洗尿道口周围；开始排尿，将前段尿排出，弃 去，不要停顿，直接将中段尿10---20ml直接排入专用的 无菌容器中，立即送检。容器内是无菌的，所以打开容器 盖后，应拿在手中，不要随意乱放。记录留取标本的时间， 保证在留取标本后1小时内送至检验科
微生物标本采集技术
临床微生物 环境微生物
感染办
张瑞芳
正确的微生物标本采集和运送，是准确的病 原学诊断的前提
基本原则
1、及时采集微生物标本作病原学检查
2、在抗菌药物使用前采集标本 3、采样时严格执行无菌操作 4、采样后立即送检 5、棉拭子标本宜用运送培养基 6、标本容器须灭菌处理，但不得使用消毒剂 7、送检标本时应注明来源和检验目的 8、混有正常菌群的标本，不可置肉汤培养
☂ Ⅰ类环境：洁净手术室Ⅰ、Ⅱ、Ⅲ、 Ⅳ级：
Ⅰ级 手术区≤0.2cfu/30min. ￠90皿 周边区 ≤0.4cfu/30min. ￠90皿（100级）6号手术间 Ⅱ级 手术区≤0.75cfu/30min. ￠90皿 周边区 ≤1.5cfu/30min. ￠90皿 Ⅲ级 手术区≤2cfu/30min. ￠90皿 周边区 ≤4cfu/30min. ￠90皿（10000级）5号手术间 Ⅳ级≤6cfu/30min. ￠90皿
一、物体表面采样
☂物体表面细菌总数的检测评价
▲ 被污染程度 ▲ 主要依据 ▲ 消毒效果
物体表面采样--涂抹法
☂涂抹法：将5cm×5cm的标准灭菌规格板，放在被检测物品
表面，用浸有无菌生理盐水的棉拭子在规格板内来回均匀涂抹整个方 格，并随之转动棉拭子，剪去手接触部分，将棉拭子放入盛有10ml生 理盐水的试管中，充分振摇1min,作适量稀释后，接种于普通营养琼 脂平板上进行计数，然后根据平板上菌落数得出物品表面每平方厘米 的细菌数
4、注意事项：做好自身防护尤其是眼睛； 检测卡要闭光保存。
七、高度危险性医疗器械
☂手术器械、穿刺针等：无菌生长
GB15982-2012《医院消毒卫生标准》4.3 不推荐医院常规开展灭菌物品的无菌检查
八、中度危险性医疗器械：
☂呼吸机管路、口表等：≤20 cfu/件，
不得检出致病性微生物
1970年以前，美国的医院定期对空气和环境表面（如地面、 墙壁、台面）进行培养。到了1970年，CDC和美国医院协 会（AHA）主张停止对环境的常规培养，因为医院感染发
生率与空气或环境表面中总的微生物污染水平不相关。且ห้องสมุดไป่ตู้
环境表面或空气中微生物含量的允许水平也没有有意义的 标准。1970---1975年，美国有25%的医院减少了这种常 规的环境培养工作--------一个已经持续的趋势。
五、消毒液监测
1、采样方法：用无菌注射器按无菌操作方
法:10ml培养基吸取1ml被检消毒液；5ml培养基 吸取0.5ml被检消毒液，加入培养剂中混匀。 2、消毒液标准： 使用中灭菌用消毒液：无菌生长 使用中皮肤黏膜消毒液染菌量：≤10cfu／ml 其他使用中消毒液染菌量：≤100cfu／ml
1、监测时间：每季度一次