活细胞成像设备的选择

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活细胞成像技术的使用教程

活细胞成像技术的使用教程

活细胞成像技术的使用教程活细胞成像技术是一种能够观察和记录活细胞在活体条件下的实时动态的图像技术。

这种技术在生物医学研究、药物发现、细胞生物学和生物工程领域得到了广泛应用。

本文将介绍活细胞成像技术的基本原理、常用的成像方法和实验步骤,以及一些常见的应用案例。

一、基本原理活细胞成像技术基于显微镜成像原理,通过将活细胞标记或转染成荧光染料、标签蛋白或荧光蛋白,利用显微镜观察和记录这些标记物的荧光信号。

荧光信号可以直接显微镜观察或使用专门的成像设备进行采集和记录。

活细胞成像技术依赖于荧光标记物的特异性和稳定性。

常用的荧光染料或标签包括荧光染料,如荧光素、达菲红和荧光素酮;标签蛋白,如绿色荧光蛋白(GFP)、红色荧光蛋白(RFP)和黄色荧光蛋白(YFP)等。

这些荧光标记物会与特定的生物分子结合,如细胞器、蛋白质、DNA或RNA等。

荧光标记物与目标结合后,通过激发荧光染料吸收光,产生特定波长的荧光信号。

这些信号可以通过荧光显微镜进行实时观察和记录。

二、常用成像方法1. 荧光显微镜荧光显微镜是观察荧光信号的主要工具。

它包括激发光源、滤光片、物镜、荧光探测器和成像系统。

激发光源选择合适波长的激光或白炽灯,滤光片选择对目标荧光信号具有高透射率的滤光片,以减少背景干扰。

荧光探测器可以选择光电倍增管或CCD相机等,用于接收和记录荧光信号。

成像系统可以是显微镜附件或独立的荧光成像仪。

2. 皮肤窗准备法皮肤窗准备法是一种常用的动物模型实验方法,可以观察和记录活细胞在活体动物皮肤上的实时图像。

在这种方法中,通过手术将活体动物的皮肤上形成一个窗口,并标记活细胞,然后使用荧光显微镜观察和记录细胞的活动和变化。

这种方法可用于研究细胞迁移、细胞分裂、血管生成等生物过程。

三、实验步骤1. 准备样品根据实验需要选择合适的细胞系,培养到合适的生长状态。

根据实验目的选择适当的荧光标记物或标签蛋白,将其转染到细胞中。

确保标记物与目标分子结合后的效果和细胞生理状态正常。

TCB9-2活细胞工作站

TCB9-2活细胞工作站

活细胞高速共聚焦成像分析系统背景为适应目前对活细胞成像速度的要求,高速活细胞共聚焦显微镜应运而生,它们大大提高了成像速度,在取得高质量图像的同时,尽量保护样品,减少荧光淬灭,捕捉活细胞长时间动态变化,在生物学中得到广泛应用。

分类(根据扫描单元不同)(一)碟片式共聚焦1、高灵敏度、高分辨率的EMCCD2、YOKOGAWA CSU22/10共聚焦扫描单元3、电动载物台、快速聚焦单元4、细胞培养小室共聚焦扫描单元EMCCD电动载物台细胞培养小室分类(根据扫描单元不同)特点:1、高灵敏度2、高速成像3、低光毒性、光漂白4、多种实验技术应用分类(根据扫描单元不同)(二)点扫描式共聚焦1、PMT2、点扫描共聚焦单元3、电动载物台、快速聚焦单元4、细胞培养小室特点:高分辨率1)细胞迁移与细胞骨架2)细胞分裂与细胞周期3)细胞信号转导4)组织分化与发育5)囊泡和蛋白运输6)生理学和神经科学7)钙离子信号研究8)蛋白质与DNA相互作用9)宿主与病原体相互作用10)癌症研究11)药理研究12)生物物理研究T 细胞,绿色颗粒为HIV 病毒可以精确的跟踪需要观察的细胞记微管蛋白,红色标记染色体Determining the position of the cell division planeVol 424, 1074 -1078 (28 August 2003)T-cell engagement of dendritic cells rapidly rearranges MHC class II transportVol.418、No.6901(29 Aug.’02)细胞核囊泡和微管囊泡运输模式动物4D成像、追踪分析--3D+T光诱导动力学(Photokinesis)020060010001400C e l l C o u n t M itochondrial M ass-3-2-1123456400800120016002000T a crineF C C PA ce ta m in o p h e n L o g co m p o un d [礛]M i t o c h o n d r i a l M a s s 020040060080010001200140016001800200000.030.10.3131030Staurosporine [µM]C e l l n u m b e r a n d n u c l e i a r e a [-]什么是高内涵(HCA)细胞成像分析技术?高内涵细胞成像分析系统由三个部分组成:全自动高速显微成像,全自动图像分析和数据管理。

活细胞高速共聚焦成像系统使用说明

活细胞高速共聚焦成像系统使用说明

活细胞工作站使用指南1. 开机顺序:1) 分为上下两列开关:先下列按照一、三、二、四、五的顺序打开,上列依顺序由下向上打开;2) 打开激光器开关;3) 打开电脑;4) 打开气瓶,顺时针缓慢拧开,压力阀上调一小刻度即可;5) 小室加水,要用超纯水(如小瓶没水,请到各自实验室填充);6) 选择合适的适配器(33mm 培养皿或玻片)后,将细胞放入小室,盖好小室上层小盖。

2. 打开软件。

桌面——双击Volocity ——出现 界面1) 新建文件夹(为了保证每次数据的安全性及有序性,要求每次试验都建立新的文件夹)方法:点击 Creat a new library 图标——选择新建文件夹路径(C:\Ultraview \ioz\当时月份的文件夹)——输入文件名(名称格式为 本人姓名+年月日)——点击 Creat ——进入软件界面2) 打开已有的文件夹进行数据处理点击 Open a existing library 图标——选择新建文件夹路径(C:\Ultraview \ioz\当时月份的文件夹\目标文件名)——点击 Open ——进入软件界面3. 软件界面及显微镜界面构成:2) 显微镜界面:图2:显微镜正面示意图(学生可操作的部分有两部分):图44. UltraVIEW VoX 图像采集简要操作流程1) 将样品放入小室,盖好小室上层小盖;2) 打开软件,单击图1 第三部分中的“video preview ”图标,点击图1 第六部分中的⑦打开明场光路;3) 选择合适的物镜后在显微镜下调整样品对焦;4) 点击图2.第一部分中的“L100”将显微镜光路切换至共聚焦成像模式;5) 选择合适的激光通路6) 依次调节各路激光的激光功率,敏感度(sensitivity )及曝光时间(exposure time );激光功率最大一般控制在40%左右,如果荧光较弱,敏感度可以拉的很大,但曝光时间一般最大控制在500ms 左右。

3D数字共聚焦活细胞成像分析系统

3D数字共聚焦活细胞成像分析系统
6
双相机检测器。
7
LCD触摸彩色显示器,分辨率1920x1080像素。
8
显微图像控制与分析软件。
9
图像工作站
9.1
外部PC,配备Microsoft Windows 10操作系统,英特尔i7-8700处理器,32G DDR4内存,512G硬盘,NVDIA Quadro P1000独立显卡。
9.2
输出端口:多个USB 0和USB 2.0端口以及DVI(或HDMI)端口,支持直接输出至USB和连接至大屏幕。
2.12
原装活细胞模块的上盖不少于3层,包含一层透明玻璃用于明场成像,一层茶色玻璃,用于明场和荧光同时成像,一层全黑塑料,用于纯荧光成像。
2.13
触摸屏或鼠标控制的X-Y精密扫描载物台,可移动范围≥120mm × 80 mm,亚微米级别分辨率,具有长时间稳定性。
2.14
载物台速度可调,移动速度需满足:具有3档移动速度:慢速(小于等于30 μm/s)、中速(小于等于60 μm/s)和快速(小于等于100 μm/s),重复精度小于1 μm。
2.20
获取的图像需满足:可输出单色和彩色图片JPEG,TIFF或RAW图像格式,普通图像分析软件即可打开,也可输出延时AVI和实时录像AVI格式视频文件。
2.21
成像速度需满足:96孔板单通道扫描≤1.5 min/板,3通道扫描≤4.5 min/板。
2.22
操作和自带分析软件需支持至少中文和英文语言,且不限安装次数。
2.2
具有至少5位电动物镜转盘,包含4-100x,仪器可支持1.25-100×,并可配置1.25-100×各种高NA值物镜以及油镜。
2.3
相差环需满足:至少适用于4×、10×、20×、40×物镜。

FRET暨活细胞显微成像系统

FRET暨活细胞显微成像系统

荧光共振能量转移(FRET)影像系统Olympus(北京)销售服务有限公司上海分公司PDF created with pdfFactory Pro trial version 荧光共振能量转移(FRET)影像系统一、研究目的随着生命科学研究的不断深入, 光学显微镜使我们理解了细胞结构和有关功能。

但是分子 生物学研究已经显示了分子事件,例如信号传导和基因翻译,需要蛋白质的装配成特殊的大 分子复合体等。

对各种生命现象发生的机制,特别是对细胞内蛋白质间相互作用的研究变得尤 为重要。

传统的生物物理或生物化学方法例如亲和色谱法或免疫沉淀反应法和近来的酵母双杂 交、磷酸化抗体、免疫荧光、放射性标记等方法等,都需要破碎细胞或对细胞造成损伤,无 法做到在活细胞生理条件下实时地对细胞内蛋白质-蛋白质间相互作用进行动态研究。

而基于强度的影像技术FRET方法,使得研究活细胞内的这些相互作用变得容易了,荧光 共振能量转移( FRET)是用于对生物大分子之间相互作用定性、定量检测的一种有效方法。

根 据所基于的荧光显微镜配置不同而有不同的应用侧重,可在多细胞,单细胞,细胞膜,细胞 器等不同层次对生物大分子间的相互作用距离,动力学特性等进行研究。

二、FRET的原理和实现方法FRET的原理和发生的基本条件:1. 2. 3. 4. 发色团之间的距离在10A到100A 。

供体D的荧光光谱和受体A的吸收光谱足够多的重叠。

供体D的量子产率和受体A的吸收系数足够大。

D和A的跃迁偶极矩有最佳的相对取向,或者两者之一有一定的快速旋转的自由度。

FRET的实现方法:1) 稳态方法(基于供体、受体的三通道计算校准) 供体荧光的减弱-主要的方法 受体荧光的增强 激发光谱和吸收光谱的比较 2) 3) 光漂白方法 (Pb-FRET) 时间分辨方法(TR-FRET) 供体荧光的衰减 受体荧光的增长PDF created with pdfFactory Pro trial version FRET 特点:1) 动态实验,采集速度快 / 高速Shutter、高速CCD 2) 3) 4) 维持活细胞活性-CO2培养箱、恒温培养箱、恒温板 尽量减少光毒性,减少光照时间 保证长时间观察奥林巴斯 FRET 系统组成:1、显微镜 2、光源、高速荧光激发光切换控制和电动光闸 3、电动 XY 载物台 4、环境控制 5、高灵敏度冷 CCD 6、多种部件同时工作的控制软件 7、图像分屏器——DualView三、Olympus FRET系统详细技术参数一)显微镜:Optics 光学性能Ø 光学系统(Optical System): 奥林巴斯 2005 年最新推出的 UIS2 无限 远光学系统(UIS2 Infinity optical system) (UIS2 光学系统具有的高光 透过率和全光谱范围的色差校正,及高信噪比的特点,非常适合荧光 方面的研究,可以说是目前最先进的光学系统之一) 光路设计: V型光路把反射时的光线损失减少到最小程度,保证最大光 通过量System Flexibility系统适应性Ø Ø Ø 光口: 双层多光口设计(奥林巴斯首创)保证了输入/输出灵活性,提 供 6 条射入/射出光路,最多可同时接 4 路采集原像的图像获取系统。

活细胞成像工作站-丁香通-你的实验室采购专家

活细胞成像工作站-丁香通-你的实验室采购专家

活细胞成像⼯作站-丁⾹通-你的实验室采购专家MetaMorph 活细胞成像分析系统 MM-LCI在维持细胞长时间存活过程中,必须保证在观察过程中给细胞最⼩的刺激(光毒性、光漂⽩等)和获得尽可能清晰的细胞图像。

MetaMorph活细胞系统结合多种先进技术,呵护细胞,清晰呈现。

在进⾏长时间的活细胞成像和观察中,需要保证活细胞⽣存所需最基本的温度、湿度、CO2等条件,以确保细胞正常⽣长代谢MetaMorph活细胞成像系统,在保证细胞⽣长存活的同时,能够最⼤限度的降低细胞损害,并能获得清晰的细胞多维图像,满⾜活细胞各个⽅⾯观察和研究的需要。

优化⾼效的⼯作流程能够清晰呈现细胞图像,并获得⽆偏移的分析结果。

■精准、清晰新的反卷积提供了实时的反卷积功能■充分保护活细胞降低细胞光照射,为细胞提供保护,获得细胞最真实的影像■从宏观到细节同时获得相同细胞的微观和宏观图像■从平⾯到⽴体4D浏览,获知细胞的所有结构随时间发⽣的位移变化和转移过程,获得前所未有的深层细胞信息获取准确清晰的细胞图像■精准、清晰新的反卷积提供了实时的反卷积功能■充分保护活细胞降低细胞光照射,为细胞提供保护,获得细胞最真实的影像准确、清晰充分保护细胞■灵活的光学系统MetaMorph 活细胞系统能够配合Leica 、Nikon 、Olympus 、Zeiss 显微镜,结合各品牌显微镜的成像优势,获得⽆以伦⽐的成像效果。

■3D 反卷积和实时反卷积捕获的荧光图像通过强⼤的3D 反卷积和实时反卷积提⾼⽔平和Z 轴的分辨率,获得更⾼的信噪⽐和图像质量,并能恢复由于光学系统导致的信号损失。

■⾼精度的载物台系统采⽤⾼精度回馈电路XY 载物台系统,速度快,精度⾼,最⼩步进可达20nm ,适合活细胞连续观察过程中的精确定位,⽀持多孔板、玻⽚、培养⽫等各种样品。

实时反卷积使⽤前后的图像对⽐■远红外⾃动对焦及防漂移系统能够快速聚焦找到细胞,同时对细胞⽆光毒性和光漂⽩作⽤。

活体成像技术-活细胞成像

活体成像技术-活细胞成像

整体水平和组织水平研究方法活体成像技术活体成像技术,即可见光成像技术,是在小动物活体内细胞和分子水平上进行生物学行为研究的一项技术,是近年来发展最快的生命科学和药物学的研究方法,是最直接观察细胞和分子在体内行为的一项新兴技术。

多模式活体成像是当今可见光成像的最新技术潮流,不仅由荧光、生物发光和同位素三种成像方法构成完整的功能成像体系,还有X光成像提供结构成像,二者相叠加,实现特异性信号的精确定位,真正体现活体成像技术的两大技术优势—空间上的分布和时间上的变化。

对于生命科学和药物学等研究而言,了解横向空间上的分布和纵向时间上的变化尤其重要。

要了解所研究对象的特性,就必须掌握其进入体内后在各脏器和组织的分布情况,就必须进行精确的定位,现阶段这一点必须借助X光成像系统来实现。

同时,还必须掌握所研究的对象在时间上的变化,即代谢情况。

这一点,包括两种含义,即要了解同一器官不同时间量上的变化,也要了解不同时间点不同脏器内分布的变化,同样离不开精确的定位。

1.肿瘤方面的应用(应用的成像技术:X光、荧光、发光)例一:使用荷有4T1luc肿瘤细胞的小鼠模型;肿瘤细胞稳定表达生物素酶,通过生物发光技术显示肿瘤位置;用CY5.5近红外荧光染料标记VEGF(血管内皮生长因子)的单链抗体,静脉注射后,采用荧光成像技术显示抗体体内分布和代谢信息。

活体成像表明,这种抗体可以特异性结合到肿瘤细胞上,成为一种新的肿瘤标示物。

Marina V Backer1, Zoya Levashova, NATURE MEDICINE 2007, 13(4):504-509例二:前列腺癌的生物发光成像:深层的前列腺癌成像,辅以肾造影剂显示的膀胱显影,进行精确的肿瘤定位。

例三:肺癌的生物发光成像:深层脏器的生物发光成像。

B, time course for the in vivo imaging of primarytumor and tumor metastasis (arrows) in xenografts of PC-3 and DU145transfected with DsRed2、药学研究的应用(使用X光、同位素和荧光三种模块)例一:CCPM是一种新型的荧光染料,可以用作肿瘤细胞的特异性标示;DTPA 则为常见原料药。

一设备名称技术参数及功能要求

一设备名称技术参数及功能要求

一设备名称技术参数及功能要求一、设备名称、技术参数及功能要求:(一)、活细胞显微成像系统1、研究级倒置荧光显微镜:*1.1光学系统:1.1.1、采用ICCS色差、反差双重矫正无限远光学系统,高分辨率、高反差、高色还原。

1.1.2、国际标准的45mm物镜齐焦距离;1.1.3、可建立明场、相差、荧光以及DIC等多种观察方式;1.1.4、不用化学药品的绿色环保防霉技术。

*1.2主机:根据人机工程学原理设计的主机,1.2.1、高效率V型光路设计,性能优越;光程短,有利于镜下观察以及成像1.2.2、全金属结构,稳定性强,避免由于震动对观察的影响1.2.3、主要工作部件一体化设计,从而避免或减少由于机体受热,各部件受热不均造成的影像漂移*1.3调焦机构:显微镜内置电动调焦驱动马达,最小步进:10nm,调焦行程:10mm,同轴、独立的粗微调焦手柄,防漂移设计,调焦限位,电动的从聚焦位置移出/复位功能。

1.4透射光照明系统:1.4.1、显微镜透射光源:超长寿命高亮度卤素灯。

1.4.2、根据所用物镜,光源自动匹配适当亮度。

1.4.3、聚光镜:工作距离≥26mm;数值孔径≥0.551.5荧光系统:1.5.1、复消色差荧光光路,显微镜内置高速电动光闸,实现快速荧光开/关控制。

1.5.2、长寿命金属卤化物灯荧光光源,使用寿命≥2000h。

1.5.3、六位电动滤色镜转盘,含蓝/绿/红/红外5个带通激发滤色镜组件,带光陷阱技术以消除杂散光。

1.6目镜筒360度自由旋转;上下自由翻转1.7目镜一对:10X,视场数≥23mm。

1.8六位电动物镜转换器,具有自动齐焦功能。

*1.9全套微分干涉(DIC)附件,针对每颗物镜的优化设计,每颗物镜对应一个DIC棱镜。

1.10物镜:针对共聚焦显微镜应用优化的高分辨率、高透过率平场复消色差物镜:1.10.1、5X,增强反差型平场荧光物镜5X,数值孔径≥0.16;1.10.2、10X,增强反差型平场荧光物镜,数值孔径≥0.30;1.10.3、20X,超长工作距离相差荧光物镜,数值孔径≥0.4,1.10.4、40X,超长工作距离相差荧光物镜,数值孔径≥0.60;*1.10.5、20X,平常复消色差物镜,数值孔径≥0.8;*1.10.6、40X,平常复消色差物镜,数值孔径≥0.95;1.11可通过触控屏、机身按钮和共聚焦软件控制显微镜并显示工作状态。

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为活细胞研究设计光学显微系统时,首要考虑的是检测器的敏感度(对信号乃至噪音的检测),图像获取的速度,以及在此基础上标本的可行性。

对于固定细胞的成像,曝光时间及光强度相对来说都很高,这时可能会造成光漂白;然而对于活细胞成像,上述光的影响必须去除。

几乎在所有情况下,活细胞显微镜都会在尽可能高的图像质量与尽可能好的细胞活性之间取得一个平衡。

对于此类实验,时间及空间上的分辨率需要设定在能满足实验要求的水平上,而不是给予过度的光照或设定过多采样时间点。

基本上,一个理想的活细胞成像系统必需有足够的敏感度,来满足在弱荧光条件下仍能得到高图片质量;同时,系统也必需足够快,以记录整个动态过程。

另外,这个系统还需要有足够高的分辨率以捕捉样品细节,并且能够准确的实时测量每个微小的光强变化。

然而不幸的是,要改善上述的任意一条都需建立在牺牲其它性能的基础上。

因此现在还不能够设计出一个可以满足所有要求的活细胞成像体系。

研究人员现在只能在尽量减低不重要的信息的遗失的同时,尽可能的获得最优的重要参数。

这样,显微镜的配置最终取决于成像的要求,对于样品在实验期间活性的要求,进行标记的难度水平,以及仪器的可用性等实际因素。

如图一(Figure 1)所示为一台倒置研究级显微镜,它配有四个相机接口,并可满足对培养的组织的研究。

在四个接口上分别配有四个不同的相机,每一个都用来获取不同的图像。

在大多数情况下,这种显微镜的分光设计是100%进入相机或以80:20的比例同时分配给相机和目镜。

在弱光成像时,研究人员必需确保将最敏感的相机接在100%分光口上。

在图一中,彩色CCD(Full color CCD)接在显微镜的底部(a),它从物镜接受的光信号不经过棱镜或反光镜的反射。

这样的相机通常用来进行多色荧光或明场拍摄。

显微镜右侧连接高效的电子倍增电荷偶联设备(Electron Multiplying Charge Coupled Device,EMCCD)(b),它通常用来检测极弱的荧光信号。

接在显微镜左侧的相机(c)配有一个高量子效应的感应器,可以感应700-1000nm 波长范围内的光,所以这个相机可以用来进行微分干涉相称(differential interference contrast,DIC)观察方法下厚标本的红外线照明成像。

最后,对于高分辨率的单色荧光成像,如全内反射荧光或其它荧光技术,图一中的显微镜在前部(d)配备了Peltier-cool 相机。

这个相机最小像素点为6μm,适合于此类成像的需求。

如图一中的配置非常昂贵,但是它能满足用户所有的成像要求。

进行活细胞成像的光学显微镜需要宽光谱增称模块。

大多数的研究者使用荧光显微镜,通常还会配合一种或多种透射光技术。

其中荧光技术包括了传统的宽视场落射荧光,激光扫描共聚焦,真空碟片共聚焦,场扫描共聚焦,多光子,全内反射(TIRF),荧光关联光谱,荧光寿命成像(FILM),光活化,镭射陷阱等技术。

相应的成像技术有光谱成像,多色成像,共定位,时间序列,荧光光漂白恢复,(FRAP,FLIP,FLAP),荧光共振能量转移(FRET),荧光散斑显微镜,膜片钳技术等,以上这些技术通常要配合一种或多种基础成像技术。

当荧光与明场,DIC,霍夫曼调制相称(HMC),相差等技术相结合时,荧光技术作为探针,可用于定位.对于绝大多数的活细胞成像来说,显微镜的配置都需要满足一些特定的需要以保证试验能够成功进行。

除了显微镜与数字成像系统,活细胞成像还需要考虑到两个限制因素——一个是保持细胞的活性,另一个是在北京噪音及自发荧光的基础上尽可能的提高信号强度。

提高活细胞成像的信噪比活细胞成像与固定细胞成像之间的基本区别是,后者的成像没有过多的限制,如合适视野的选定,曝光时间的设定,电子益增的设定,读出率及,偏移值等。

这样,染色的固定样品的成像就可以充分利用相机的全部动态设定。

因此,固定成像可以得到理想的信噪比。

但不幸的是,由于细胞活性对照明的严格要求,活细胞成像的情况又与固定细胞的成像有所不同。

在活细胞成像时,样品的灰度往往比背景高不了多少。

在这种情况下,成像首要考虑的是检测系统的暗电流及噪音值。

经济型的相机通常噪音都会比较高,导致背景混乱并掩盖样品信号,在读出速率增加时这种影响更为严重。

所以,几乎所有的活细胞成像设备质量的衡量标准都是检测器的好坏。

数字图像的噪音主要由四方面造成,检测器,照明系统,Poisson 噪音或shot 噪音(由于光子通量的随机性造成),以及弥散光。

在大多数情况下,通过选择好的检测器或优化照明条件可以降低系统噪音。

事实上,任何一种光子检测器在记录的时候都会产生某种形式上的噪音。

扫描光聚焦及多光子显微镜中的光电倍增管(PMT)会产生杂电子。

同样的,用于明场,全内反射,针孔碟片共聚焦,场扫描显微镜的CCD也会生成背景暗电流。

对此,CCD 及光电倍增设备也做了一系列的改进,比如制冷设备,它会使仪器工作时保持在低温状态,从而降低暗电流的水平。

然而,在读取光信号并将模拟信号转换为数字信号的时候,特别是CCD这种仪器,也会产生噪音,即read noise,制冷数码相机产生的主要噪音。

Figure 2所示为影响活细胞成像质量的数字相机的读出速度与敏感度的相互依存关系。

The specimen is a culture of human 图中样品为人的宫颈癌细胞(HeLa 细胞系),展示mKO (monomeric Kusabira Orange)荧光蛋白与人的α珠蛋白融合,图片在宽视场荧光下单色相机拍摄,照明中添加TRITC滤片,读出速度为10或1.25 MHz。

Figures 2(a) & 2(b)所示,在关闭CCD 光闸的条件下,低读出速度下的噪音要明显高于高读出速度下的噪音。

但是,如果将CCD 调节到全动态范围的话,这方面的影响就不明显了,如Figures 2(c) & 2(d) 所示;然而,在低光照条件下,低读出速度(Figure 2(f))的图片质量要明显的优于高读出速度(Figure 2(e)。

Figures 2(e) & 2(f) 的照明强度大约是 Figures 2(c) & 2(d) 的十分之一。

如将照明强度再降低5倍效果会更加明显,如Figures 2(g) & 2(h),低读出速度下的图片至少还能够表达出需要的效果(Figure 2(h)),然而高读出速度下的成像质量则很不理想(Figure 2(g))。

一个成功的数字成像实验,要求样品的空间照明模式是连续的,即整个视野内的照明是连续一致的,每次成像间的图片也是连续一致的。

这取决于照明光源,使用钨卤素灯照明,样品的光学性质在显微镜下通常都是连续的(被称为光学一致性)。

然而使用激光扫描显微镜的照明装置对某一特定的点进行扫描,则每一次的扫描结果都不一样。

另外,使用汞灯(the mercury plasma arc-discharge lamp)作为宽视野荧光显微镜的照明光源,图片结果会在光谱上体现为特定的分离的波长峰值。

相比之下氙灯(Xenon lamps)在可见光谱下的结果就相当连续,÷但是在它在紫外区的结果不佳(这一光谱范围通常不用于活细胞成像)。

对于金属卤素灯这样的照明光源,它的特性介于汞灯与氙灯之间,也许是性能最佳的光源。

金属卤素灯能够提供从紫外到红外间连续的光谱,此外,保有汞灯的光强。

除了调整照明光源,为了达到照明一致的效果,还可以在灯箱及显微镜的照明输入端口之间添加一个光导纤维(或液体光导)。

在视场中的照明梯度可以通过计算来矫正(flat-field algorithms)。

灯泡有时在输出的亮度会与平均值有10%的偏离,这时需要注意的是它不能够通过光学纤维来矫正,而要使用稳定的电源。

对光子通量的测量是统计学的处理,在检测信号时会产生偏差。

所谓的Poisson 或 shot noise(如前所述),它体现在测量N个光子时,出现的偏差与N的平方根成正比,即信噪比。

所以,增加信号光子的数量N可直接提高信噪比及图像对比度。

提高信号最简单的方法是手机更多的光子,通常做法是增加曝光时间或提高激发照明的强度,但是这些做法会增加光毒性并降低细胞活性。

其次,另一个更有用的方法是加强检测器的敏感度。

为了解决活细胞成像低光照的问题,现在的数字CCD相机检测器更加敏感,这是通过面元划分(binning)来实现的(如Figures 3 & 8所示)。

一般CCD读取像素点会将横向上的像素值转移到只读寄存器上,然后进行顺序分析。

在binning 处理时,相互临近的一群光信号会被合在一起检测(2 x 2 或 4 x 4)为一个信号值进行输出。

这通过将多行像素转移到一系列只读寄存器(比如两行进行 2 x 2 binning ,四行进行4 x 4 binning)中然后多行同时读取来实现的。

在2 x 2 binning 情况下,空间分辨率会降低一半,信号强度增加4倍,信噪比增加2倍。

很明显,虽然降低了空间分辨率,但对于弱信号强度的提高是很显著的。

Figure 3显示的是将临近的像素结合在一起并不断的增加binning 水平,对数字图像的空间分辨率及最终尺寸的影响。

样品为印度麂鹿皮肤组织的纤维原细胞,它表达mCherry 荧光蛋白(红色伪彩)及人的β肌动蛋白,位于应力纤维组成的丝状细胞骨架网络中。

通常在进行荧光蛋白标记时,表现出很好的共定位的细胞常常表达很低水平的融合蛋白,其发出的信号极微弱。

如果不用binning处理(Figure 3(a)),在不产生光毒性及光漂白的曝光时间下得到的信号弱到无法辨别。

Binning 2 x 2 渐进到 4 x 4增加了信号水平,但降低了空间分辨率(Figures 3(b) and 3(c))。

在binning 8 x 8 像素下的图像(Figure 3(d))最亮。

但分辨率降低极多。

另外很重的一点是,在binning 处理时,增加合并像素点,图像尺寸按比例缩小例如,不进行binning 处理(1 x 1)的图像(Figure 3)的原始大小为1360 x 1024(pixels),在(2 x 2), (4 x 4), 及 (8 x 8) 处理条件下的图像分辨率分别为680 x 512, 340 x 256, 及 170x 128(pixels)。

如上所述,这些图像的尺寸被缩小了。

同样的,一个512 x 512 的数码相机在进行上述比例处理时,图像的大小将分别缩小为256 x 256, 128 x 128, and 64 x 64(pixels)。

Binning 处理的重点是读出噪音产生在binning 处理后,所以虽然读取了几个像素的集合,但是每个binning处理后的像素只读取一次。

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