培养基优化
培养基优化设计
课程设计说明书课程名称：新编生物工艺学设计题目: 培养基优化设计院系：生物与食品工程学院学生姓名：学号：2专业班级：08生物技术指导教师：关现军2011 年6月3 日课程设计任务书目录1.摘要················································页码2.关键字··············································页码3.设计背景············································页码3.1培养基简介···········································页码3.2培养基优化设计的重用意义····························页码4 设计方案·················································页码 4.1原材料制备···········································页码 4.2菌种的选择···········································页码 4.3营养因子的比例设·····································页码4.4理化条件控制············································页码4.5总工艺流程列叙········································页码5 预期结果················································页码6 方案实施时可能出现的问题与对策·······························页码7 设计感受·················································页码7.1 关于本方案···················································页码 7.2 关于自我·····················································页码8参考文献··················································页码.1 摘要以改良ＭＲＳ发酵培养基为墓础，选择玉米浆、牛肉膏、乳糖、番茄汁、际蛋白陈等７个营养因子增菌培养乳酸菌进行优化。
细胞培养技术中的培养基组分优化方法
细胞培养技术中的培养基组分优化方法细胞培养是一种广泛应用于生物医学研究、生物制药和组织工程等领域的关键技术。
在细胞培养过程中，培养基是支持和满足细胞生长和繁殖需要的关键因素。
培养基的组分优化可以显著提高细胞培养的效率和质量，为相关研究和应用提供坚实的基础。
细胞培养基的组分主要包括营养物质、生长因子、激素、血清、缓冲剂、抗生素等。
在培养基组分优化方法中，首先需要对细胞类型进行充分了解。
不同的细胞对培养基成分的要求是不同的，因此需要根据细胞类型的特点，进行适当的调整和改进。
营养物质是细胞生长和代谢所需的基本成分，包括氨基酸、葡萄糖、维生素等。
优化营养物质组分的方法可以通过浓度调整、组分替换等方式进行。
例如，对于某些特定细胞类型，可以增加特殊氨基酸的含量，以满足其特殊代谢需求。
此外，营养物质的来源也可以选择天然或者合成的成分，根据需求进行调整和选择，以提高细胞培养的效果。
生长因子是调节细胞增殖和分化的关键因素，常见的生长因子包括表皮生长因子（EGF）、基质细胞生长因子（bFGF）、血小板源性生长因子（PDGF）等。
优化生长因子组分的方法包括浓度调整、组分替换、添加新的生长因子等。
根据细胞类型的特点和研究需要，合理选择和调整生长因子的组分和浓度，可以促进细胞的生长和分化，提高细胞培养效果。
激素在细胞培养中具有重要的生物学功能，可以影响细胞的生长、分化、代谢等过程。
常见的激素包括胰岛素、甲状腺激素、泛素等。
优化激素组分的方法包括浓度调整、替代激素的选择等。
通过合理调整激素组分和浓度，可以提高细胞培养的效率和质量，满足研究和应用的需求。
血清是细胞培养中最常用的培养基成分之一，可以提供细胞所需的营养物质、生长因子等。
然而，血清的组分复杂、批次变异大，且存在潜在的生物安全风险。
优化血清的组分可以通过血清的浓度调整、替代或者血清的成分分析和优化等方式进行。
例如，可以使用无血清培养基或者人血清替代传统的胎牛血清，以降低对血清的依赖性，提高培养基组分的一致性和可控性。
培养基优化毕业设计
培养基优化毕业设计一、引言在生物科学领域的研究中，培养基扮演着非常重要的角色。
培养基是提供营养物质和环境条件的基质，用于维持细胞、组织或微生物的生长和繁殖。
优化培养基对于毕业设计的顺利进行具有重要意义。
本文将就培养基优化在毕业设计中的应用进行讨论。
二、培养基的组成2.1 基本组分培养基的基本组分主要包括碳源、氮源、矿质盐、生长因子等。
其中，碳源和氮源是细胞生长和代谢的基础。
合适的矿质盐和生长因子可以提供细胞所需的微量元素和必需物质。
2.2 pH值的调控培养基的pH值对于细胞的生长和代谢活动至关重要。
不同的微生物和细胞系对于pH值的要求有所不同。
因此，在培养基优化中，合理调节pH值是必要的。
2.3 温度和气氛条件温度和气氛条件对于细胞的生长和代谢也具有重要影响。
不同的细胞类型和微生物需要在适宜的温度和气氛条件下进行培养。
因此，毕业设计中的培养基优化也需要考虑到这些因素。
三、培养基优化的方法3.1 组件优化通过调整培养基中碳源、氮源、矿质盐等组分的比例，可以优化培养基的配方，使其适合特定的细胞或微生物的生长要求。
优化组分比例可以提高培养基的效果，促进细胞的生长和代谢。
3.2 pH值调节方法pH值的调节可以通过添加缓冲液或调整培养基中酸碱度的组分来实现。
对于不同的细胞和微生物，选择合适的pH调节方法非常重要。
可通过试错法或在文献中查阅相关资料来确定适宜的pH范围。
3.3 温度和气氛条件的控制温度和气氛条件的控制可以通过使用恒温箱、调节培养基中的气体组分等方法来实现。
合适的温度和气氛条件可以提供适宜的环境，促进细胞的增殖和代谢。
3.4 使用特定培养基根据不同细胞类型和微生物的特点，选择特定的培养基也是一种有效的优化方法。
有些细胞和微生物对某些特殊组分有特殊需求，使用特定培养基可以更好地满足它们的生长要求。
四、优化培养基的意义优化培养基对于毕业设计具有重要意义：1.提高实验效果：优化培养基可以为实验提供更适宜的环境，促进细胞的生长和代谢，从而提高实验的效果。
酵母菌发酵培养基优化要点
❖ 本实验以菌体生物量为指标，用四因素三水 平的正交试验确定酵母菌的最优培养基。
实验步骤
一、培养基的配制
1.将葡萄糖、蔗糖、酵母提取粉、KH2PO4作为培养基的主要 影响因素，每一因素设定3个水平，进行四因素三水平的正交 试验，试验设计如表1
因素水平 A葡萄糖 /%
1
1.0
2
2.0
3
3.0
表1 正交试验表设计
(X1+X2+X3)/3 (X4+X5+X6)/3 (X7+X8+X9)/3
K最大- K最小
B
1 2 3 1 2 3 1 2 3
(X1+X4+X7)/3 (X2+X5+X8)/3 (X3+X6+X9)/3
K最大- K最小
C
1 2 3 3 1 2 2 3 1
(X1+X5+X9)/3 (X2+X6+X7)/3 (X3+X4+X8)/3
1(1.0)
1(0)
1(1.0)
2(1)
1(1.0)
3(2)
2(2.0)
1(0)
2(2.0)
2(1)
2(2.0)
3(2)
3(3.0)
1(0)
3(3.0)
2(1)
3(3.0)
3(2)
C酵母提 取粉/%
1(0.5) 2(1) 3(1.5) 2(1) 3(1.5) 1(0.5) 3(1.5) 1(0.5) 2(1)
C酵母提取 D KH2PO4
粉/%
/%
1(0.5)
1(0.5)
2(1)
2(1)
3(1.5)
培养基优化经验
比如，我在实验中目前遇到的几个问题：1、我做完单因素，就在想是做PB？还是最陡爬坡？还是两个都要做呢？？毕竟我快毕业了，时间紧张阿2、我现在准备做PB，突然发现很多文献上都出现了在实验中还要加几个空白项，知道主要是用于误差分析的，但我就想问下，是不是必须设置空白项呢？如果必须设，那么要设几个呢？我看大部分是设了4个的；还有就是，空白项是没有设定+1、-1的水平值，那么在实验中该如何具体操作呢，我采用的是SARS软件进行设计，那么实验设计好后遇到空白项的+1、-1该怎么弄呢？什么都不加么？？还有空白项安排的位置有影响么？3、我做的是培养基优化，目前共有8种因素准备做PB，那么做完了PB，确定了显著因素，该如何设计最陡爬坡呢？是不是也需要相关软件来进行试验设计的呢？第一，你的是8个因素，直接做RSM，不可取，建议先用PB筛选主效应因素。
至于SA，并不是每个PB后都必须的，要看你的实验结果，也就是预测和实验区域的吻合情况了。
第二，8个因素，做12runs的PB，刚好有四个空列。
空列，也就是虚拟的，可以权当不存在，它只是在分析中用来估算误差的。
第三，先做好PB。
至于SA，用手算就可以了。
呵呵，很简单的。
看样子你看了很多文献，里面都应该有计算公式的。
哈哈，我这里到时有一些试验数据。
PB设计如果用SAS（应该这样写是对的哦）就会出现上面说的空白项现象。
建议使用minitab、JMP等，这些都不会出现空白项的。
PB设计是筛选重要影响因子的，从众多因子挑出重要的，舍弃不重要的（统计学上说，就是有显著影响的因素）。
因此，在逻辑上是有必要进行的。
如果还有什么问题继续提问。
高低水平的设置没有定式，无需过分遵从1.25倍这个定式。
总体上说，如果一个水平范围内，因素较为显著，可适当缩小范围（具体范围应该合理，举例说，但不一定合理：如果以菌体量最大为望目值时，温度是一个显著性影响因素（p＜0.05），现研究范围为37-38℃；那你在缩小范围为37.5-37.9℃，这个就没有必要了。
培养基的选择-整理
培养基的选择和优化（初稿）一、培养基的概念：culture medium是人们提供微生物生长繁殖和生物合成各种代谢产物需要的多种营养物质的混合物。
其成分和配比对微生物的生长、发育、代谢产物的合成，甚至对于发酵工业的生产工艺都有很大的影响。
二、用途和分类：用途：筛选菌种、保藏菌种、检验杂菌、培养种子、发酵生产。
分类：1.按成分不同：天然：用化学成分还不清楚或化学成分不恒定的天然有机物配制。
例：牛肉膏蛋白胨培养基、麦芽汁培养基。
合成：化学成分完全了解的物质配制而成的培养基。
例：查氏培养基、高氏 1号培养基复合（半合成培养基）：天然成分+化学试剂2.按物理状态：固体：加入一定量的凝固剂，琼脂含量1.5%--3.0%，常用来微生物的分离、鉴定、活菌计数及菌种保藏。
半固体：琼脂0.3%--0.5%，观察运动特征，分类鉴定液体：不加任何凝固剂，大规模生产及在实验室进行微生物的基础理论和应用方面的研究。
3.按实验目的：基础：适合大多数微生物生长的培养基，如牛肉膏蛋白胨培养基加富：在基础培养基中加入某些特殊营养物质制成的一类培养基。
如高糖培养基选择：在培养基中加入相应的特殊营养物质或化学物质，抑制不需要的微生物的生长，有利于所需微生物的生长。
如麦康凯培养基鉴别：用于鉴别不同微生物的培养基，微生物产生某种代谢产物，与培养基中的化学物质发生化学反应，产生明显的特征变化，如EMB培养基三、成分来源：（人工配制的、适合微生物生长、繁殖或产生代谢产物的营养基质，是微生物学研究和微生物发酵生产的基础。
任何培养基都应具备微生物所需要的六大营养要素，且其间的比例合适。
）营养: 有机体吸取和利用营养物质的过程。
营养物质: 微生物为了生存就必须从环境中吸取各种物质以合成细胞物质、提供能量以及在新陈代谢中起调节作用。
这些物质就称为营养物质。
微生物的营养物质：水、碳源、氮源、无机盐、生长因子。
1、水：维持细胞的膨压和作为生化反应的溶剂。
培养基设计与优化
培养基的设计与优化原料：碳源,氮源十大元素: 碳, 氢, 氧, 氮, 磷, 钾, 硫, 钙, 镁微量元素: 硼, 锰, 锌, 钼, 钴, 碘, 铜, 等生长因子、前体和产物促进剂生长因子从广义上讲，凡是微生物生长不可缺少的微量的有机物质，如氨基酸、嘌呤、嘧啶、维生素等均称生长因子。
如以糖质原料为碳源的谷氨酸生产菌均为生物素缺陷型，以生物素为生长因子，生长因子对发酵的调控起到重要的作用。
有机氮源是这些生长因子的重要来源，多数有机氮源含有较多的B簇维生素和微量元素及一些微生物生长不可缺少的生长因子。
前体前体指某些化合物加入到发酵培养基中，能直接为微生物在生物合成过程中合成到产物物分子中去，而其自身的结构并没有多大变化，但是产物的产量却因加入前体而有较大的提高。
产物促进剂指那些非细胞生长所必须的营养物，又非前体，但加入后却能提高产量的添加剂。
其提高产量的机制还不完全清楚，其原因可能是多方面的，主要包括：有些促进剂本身是酶的诱导物；有些促进剂是表面活性剂，可改善细胞的透性，改善细胞与氧的接触从而促进酶的分泌与生产，也有人认为表面活性剂对酶的表面失活有保护作用；有些促进剂的作用是沉淀或螯合有害的重金属离子。
水对于发酵工厂来说，恒定的水源是至关重要的，因为在不同水源中存在的各种因素对微生物发酵代谢影响甚大。
水源质量的主要考虑参数包括pH值、溶解氧、可溶性固体、污染程度以及矿物质组成和含量。
培养基的设计与优化目前还不能完全从生化反应的基本原理来推断和计算出适合某一菌种的培养基配方，只能用生物化学、细胞生物学、微生物学等的基本理论，参照前人所使用的较适合某一类菌种的经验配方，再结合所用菌种和产品的特性，采用摇瓶、玻璃罐等小型发酵设备，按照一定的实验设计和实验方法选择出较为适合的培养基。
培养基设计的基本步骤是：1.根据前人的经验和培养基成分确定时一些必须考虑的问题，初步确定可能的培养基成分.2.通过单因子实验最终确定出最为适宜的培养基成分。
培养基优化方法
方法一：LB培养基、平板保存的工程菌HB101/pJJ－rhIFNα2B、Amp、酵母提取物、蛋白胨、10×SAE、100×MgCl2、100×TES、Tris、HCl10×SAE配方(1L)：KH2PO410g、K2HPO4·3H2O52.4g、NH4Cl10g、K2SO426g100L【步骤】种子制备：1、取100mLLB培养基加入到一无菌的500ml三角形中，同时加入100μl100mg/ml的Amp。
2、接种甘油管保存的工程菌HB101/pJJ/rhIFNα-2b100μl，使工程菌分散于培养液中。
3、盖好试管，在摇床上以220rpm的速度，于37℃培养至对数中期（约5小时）上罐准备：1、配置500ml10×SAE2、配置发酵培养基(3L)称取胰蛋白胨30g，酵母提取物90g，加入2.64L去离子水，搅拌溶解后加入300ml 10×SAE、30ml100×MgCl2、30ml100×TES。
3、将培养基加入到5L发酵罐，插入pH、溶氧电极和温度探头，装上空气过滤膜，包扎好后放入灭菌锅中，同时放入一瓶250ml30%磷酸（调pH用），于1.05kg/cm2高压下蒸汽灭菌30min。
4、待灭菌结束后，将发酵罐放在冷却底座上，开启发酵罐控制系统，联接好冷凝水、空气线路。
5、控制pH=7.4，在转速650r/m、通气量3L/min 定D.O.为100％于自动控制发酵罐上37℃发酵22小时。
6、当培养基温度冷却到37℃后，接入制备好的种子7、从接种完时刻起，每两小时取适当量样品，其中取1ml用于测菌体浓度（A600nm）；另取1ml加入到一称过重ep管中，12000rpm离心，小心取出900μl上清用作测菌体浓度的空白，甩干后再次称重，计算菌体湿重，按每8.3mg菌体湿重加入300μL水重悬菌体，冻于-20℃备用。
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Abstract
•This indicates that the mycelial biomass may supply other intracellular or mycelial-bound enzymes, or factors necessary for the catalytic cycle of the enzymes. It also implies that this fungus implements different strategies to degrade dyes with diverse chemical structures.
• The addition of copper stimulated laccase and glyoxal oxidase production, but this response was influenced by the medium N-concentration, with improvement higher at low N-levels. /The medium that supported the highest ligninolytic production (22.75 U/ml laccase, 0.34 U/ml manganese peroxidase, and 0.20 U/ml glyoxal oxidase)also showed the greatest ability to decolorize the dyes.Only glyoxal oxidase activity limited biodecoloration efficiency, suggesting the involvement of peroxidases in the process./The addition of 1hydroxybenzotriazole (a known laccase mediator) to the ligninolytic fluids increased both their range and rate of decolorization.The cell-free supernatant did not decolorize xylidine,poly R-478, azure B, and malachite green as efficiently as the whole broth, but results were similar in the case of indigo carmine and remazol brilliant blue R./
Introduction
•Enzyme overproduction can be achieved by media engineering. Traditional methods of optimization have involved changing one independent variable while fixing the others at a certain level. This single-dimensional search is laborious, time-consuming, and incapable of reaching a true optimum due to interactions among variables. Response surface methodology (RSM), first described by Box and Wilson , is an experimental strategy for seeking the optimum conditions for a multivariable system. Although this methodology has been widely applied in food science, e.g. in sensory analysis,and in pharmacology to assess drug interaction, it has not been well exploited to optimize fermentative enzyme production by microorganisms
• Purified laccases, LiPs, and MnPs are able to decolorize dyes of different chemical structure
•The white-rot fungus Trametes trogii has received little research attention although it is an outstanding laccase producer , and its ability to degrade high-priority pollutants, such as polychlorinated biphenyls, polyaromatic dyes, and polycyclic aromatic compounds, has been demonstrated recently
lignin peroxidases (LiP, EC 1.11.1.14), and manganese peroxidases (MnP, EC 1.11.1.13), which function together with H2O2-producing oxidases and secondary metabolites.Introduction
•White-rot fungi, a group of lignin-degrading basidiomycetes,have
ran锰ebocin过elsiittv酶氧yeer化tdeooc物dsoeenlgesricdatiedvreealbe木ignlen质z化iyan素mt酶tie过esnds氧tyiuosetnetmfooarcnothneexsiitrsrtabincioegrlloeumflaleardcnicaaotsnieossnp(epEcoiC漆ftie1cn.酶1at0nia.d3l..2T)h, eir
Materials and methods
•In this study we investigated the ability of a strain of T. trogii to decolorize a range of synthetic textile dyes,and the role of ligninolytic enzymes in the decolorization process. Response surface optimization techniques were applied to maximize enzyme production and decolorization efficiency.
Optimization of a culture medium for ligninolytic enzyme production and synthetic dye decolorization using response surface methodology
响应面法优化木质素水解酶生产及合成染 料脱色培养基
•漆酶是一种含铜多酚氧化酶(polyphenol oxidases，PPO)， 它通过获得O2催化邻对苯二酚、多酚、对苯二胺、抗坏血酸 等物质的氧化，使之生成相应的苯醌和水。漆酶、过氧化物 酶和酪氨酸酶共同组成了酚类的氧化酶群，广泛存在于自然 界中。
目录
contents
01 Introduction
Abstract
• A Box-Wilson central composite design was applied to optimize copper, veratryl alcohol and Lasparagine concentrations for Trametes trogii (BAFC 212) ligninolytic enzyme production in submerged fermentation. Decolorization of different dyes (xylidine,malachite green, and anthraquinone blue) by the ligninolytic fluids from the cultures was compared.
•To test the growth tolerance of the fungus towards the presence of different dyes, T. trogii was inoculated on plates containing malt extract (12.5 g/l) and agar (20 g/l),supplemented with different concentrations of anthraquinone blue,malachite green and xylidine (25–1000 mg/l). The inoculum consisted of a 0.25-cm2 agar plug of a 5-day-old culture grown on MEA. A control plate with no dye added was also inoculated.Uninoculated plates served as controls for abiotic decoloration.The plates were incubated at 28 C. Growth was followed by measuring the radial extension of the mycelium. A decolorized zone appeared when the fungus degraded the dye. Growth rates (mm/day) were