第一节实验动物的抓取固定方法
第八章动物实验基本操作方法
常用实验动物全身麻醉药用法及剂量
药品 戊巴比妥钠
动物
给药
途径
犬、猫、兔 iv
ip
豚鼠
ip
大鼠、小鼠 Ip
剂量 浓度
（mg/kg） (%)
30
3
40~50 3
40~50 2
45
2
用药量
(mL/kg)
1.0 1.4~1.7 2.0~2.5 2.3
麻醉时间
2~4h
犬、猫、兔 ip、iv 750~1000 25
2.耳缘剪孔 法
3.烙印法
4.挂牌法
第八章动物实醉
第八章动物实验基本操作方法
一、全身麻醉方法
（一）麻醉前的准备
在实施全身麻醉时，应注意以下几个问题： ①猫、犬、猪或非人灵长类大动物禁食10～12h，不能少于 8h。家兔或啮齿类动物无呕吐反射，术前无须禁食。被手术 的动物在麻醉前可给予一定量饮水。 ②麻醉前不能使用泻剂。因为泻剂可导致血液的碱储降低， 从而增加血液和组织的酸度，在麻醉和失血情况下，易发生 酸中毒，并能降低损伤组织的抗感染能力。 ③麻醉后的动物必须保持气道的通畅和组织(眼球、舌、肠等 器官)的营养。 ④犬做长时间实验前1h应灌肠排除积粪。 ⑤应检查麻醉剂质量、数量是否满足要求，麻醉固定器具是 否有破损(漏气或堵塞)，有关麻醉中毒急救品和器材是否准备 齐妥，以应急需。
氨基甲酸乙酯 （乌拉坦）
豚鼠 大鼠、小鼠
Im im
1350 1350
20 20
硫喷妥钠
氯仿 乙醚
犬、猫、兔 iv、ip 25~50
2
大鼠
iv、ip 50~100 1
各种动物
吸入
第八章动物实验基本操作方法
实验动物讲义
5还要考虑用药途径： 如当口服为100时，灌肠应为100-200，皮下应30-50 ，静脉应25。
（二）计算方法： 例1 计算给体重1.8kg的兔静脉注射20%乌拉坦，按每
kg体重1g的剂量注射，应注射多少ml？ • 1kg 1g • 1.8kg 1.8g • 20g 100ml • 1.8g x ml • x=100*1.8/20=9ml
五 实验动物采血方法
注意事项： 1光线充足 室温应保持：冬 15—20度；夏 25—28度 2采血部位消毒 3注射器、试管应清洁干燥：吹风机 4抗凝剂：血清（不加抗凝剂）；血浆（加
抗凝剂）离心
（—）小鼠、大鼠采血法
1割（剪）尾采血：温水泡，消毒，剪刀剪 一下尾尖，血滴下，试管接血即可。
2鼠尾刺血法：用7号、8号针头刺入尾静 脉，流出，10—50mm3/次，使用方 向：从尾尖开始往上用。
实验1 基本技能操作
一 实验动物的抓取固定方法
1小鼠的抓取固定方法 抓取：不要激惹，可单手、双手 固定：鼠板（蜡板）和固定器两种
2 大鼠的抓取固定方法
抓取：戴防护手套：帆布或硬皮质的（否则狂犬 疫苗）
方法一同小鼠 方法二:腋下，拇指抵下颌骨，掌心握身体中段 固定同小鼠
3 豚鼠的抓取固定方法
豚鼠性情温和，胆小易惊，一般不易伤人。 1拇指和食指环扣其颈部，另一手托臀部； 2另外可用布袋固定。
，最好一次给足量。
3中药麻醉剂：
•
洋金花 氢溴酸东莨菪碱（提纯）
•
作用不够稳定，有时需要加佐剂麻醉
（二） 动物的麻醉方法
1全身麻醉：包括吸入法、非吸入如腹腔和静脉给药法 ▲吸入麻醉：乙醚
实验1实验动物的捉持法和给药法
实验1 实验动物的捉持法和给药法一、常用实验动物的捉持法1．蛙和蟾蜍通常以左手握持，用食指和中指夹住左前肢，拇指压住右前肢，右手将下肢拉直，左手用无名指及小指夹住（图1）。
图1 蟾蜍捉持法2．小鼠（1）双手法：右手提鼠尾，放在鼠笼盖或其他粗糙面上，向后方轻拉鼠尾，使小鼠前肢固定在粗糙面上。
迅速用左手拇指和食指捏其双耳间颈背部皮肤，无名指、小指和掌心夹其背部皮肤和尾部，便可将小鼠牢固捉持（图2）。
图2 小鼠双手捉持法（2）单手法：小鼠置于笼盖上，先用左手食指和拇指抓住鼠尾，后手掌尺侧和小指夹住鼠尾，然后左手拇指与食指捏住颈部皮肤（图3）。
图3 小鼠单手捉持法3. 大鼠大鼠容易激怒咬人，捉持时应戴防护手套。
先用右手抓住鼠尾，再用左手拇指和食指握住头部，其余手指与掌部握住背部和腹部。
注意不要捏其颈部，以防用力过大、过久，窒息死亡。
4．家兔一只手抓住兔颈背部皮肤，将兔轻轻提起，另一只手托住臀部，使兔呈蹲坐姿势（图4）。
切不可用手握持双耳提起兔子。
图4 家兔捉持法5．豚鼠豚鼠性情温和，不咬人，用手轻轻握住身体即可抓起。
6. 猫应戴好防护手套。
轻声呼唤，慢慢将手伸入猫笼，轻抚猫头、颈和背部，一只手抓住颈背部皮肤，另一只手抓住腰背部。
性情凶暴的猫可用布袋或网套捉持，操作中应防其利爪和牙齿伤人。
7. 狗驯服的狗可戴上特制嘴套，用绳带固定于耳后颈部；凶暴的狗可用长柄捕狗夹钳住狗的颈部，然后套上嘴套。
狗嘴也可用绳带固定，操作时先将绳带绕过狗嘴的下颌打结，再绕到颈后部打结，以防绳带滑落。
狗麻醉后四肢固定于手术台上，取下嘴套或绳带，将一金属棒经两侧嘴角，穿过口腔压于舌上，再用绳带绕过金属棒绑缚狗嘴，并固定于手术台上。
应将狗舌拉出口腔，以防窒息。
二、常用实验动物给药法1. 经口给药法此法有口服与灌胃两种方法。
适用于小鼠、大鼠、豚鼠、兔、犬等动物。
口服法可将药物放入饲料或溶于饮水中令动物自由摄取。
若为保证剂量准确，可应用灌胃法。
第二章 动物实验的基本操作与技术
第二章动物实验的基本操作与技术动物实验方法是多种多样的，在医学的各个领域内都有其不同的应用，其中一些基本方法都是共同性的，如动物的选择、抓取、固定、麻醉、脱毛、给药、采血、采尿、急救、处死、尸检等，不管是从事何种课题的医学研究都要用这套基本方法，因此，动物实验基本方法，已成为医学科技工作者必须掌握的一项基本功。
第一节实验动物的抓取固定方法一、小鼠抓取固定方法小鼠温顺，一般不会咬人，抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤（见图2-1之一），将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可（图2-1之二）。
有经验者可直接用左手小指钩起鼠尾，迅速以拇指和食指、中指捏住其耳后颈背部皮肤亦可。
这种在手中固定方式，能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。
如进行解剖、手术、心脏采血和尾静脉注射时，则需将小鼠作一定形式的固定，解剖手术和心脏采血等均可使动物先取背卧位（必要时先行麻醉），再用大头针将鼠前后肢依次固定在腊板上。
尾静脉注射时，可用小鼠尾静脉注射架固定（图2-2），先根据动物大小选择好合适的固定架，并打开鼠筒盖，手提鼠尾巴，让动物头对准鼠筒口并送入筒内，调节鼠筒长短合适后，露出尾巴，固定筒盖即可进行尾静脉注射或尾静脉采血等操作。
图2-1 小鼠的抓取固定方法图2-2 小鼠尾静脉注射方法二、大鼠的抓取固定方法大鼠的抓取方法基本同小鼠，只不过大鼠比小鼠牙尖性猛，不易用袭击方式抓取，否则会被咬伤手指。
抓取时为避免咬伤，可带上帆布手套。
如果进行腹腔、肌肉皮下等注射和灌胃时，同样可采用左手固定法，只是用拇指和食指捏住鼠耳，余下三指紧捏鼠背皮肤，置于左掌心中，这样右手即可进行各种实验操作。
也可伸开左手之虎口，敏捷地从后一把抓住。
若做手术或解剖等，则需事先麻醉或处死，然后用细棉线绳活结缚腿，背卧位绑在大鼠固定板上；尾静脉注射时的固定同小鼠（只需将固定架改为大鼠固定盒）。
实验动物基本操作技术
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（二）急救措施 1 ．迅速排查、中断、排除诱因。如应用棉签清 除干净气管、气管插管内的分泌物及血凝块。必要 时拔出气管插管冲洗后再行气管插管术。 2．根据下列不同情况采取相应的急救措施： （1）呼吸极慢、不规则，但心跳正常时：给予人 工呼吸-压胸法，适当给予苏醒剂。 （2）呼吸停止仍有心跳时：①实施人工呼吸，必 要时可使用人工呼吸机或吸氧（吸入气中 O2 占 95% ， CO2占5％）；②注射50％葡萄糖液5～10ml；③给肾 上腺素及苏醒剂。 （ 3 ）呼吸、心跳均停止时：用 l ： 10000 肾上腺素 溶液心内注射，其余同（2）。
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一、呼吸、心跳（血压）的改变 动物实验过程中，需密切观察实验动物的呼吸、 心跳及血压的变化，一者它们是实验反应的数据指 标，二者是实验动物状态的主要指征。尤其对呼吸 的观察，因为动物的死亡首先是呼吸的停止。 （一）诱发原因 1 ．麻醉给药速度过快或过量：实施静脉给药麻 醉，可因给药速度过快或过量导致呼吸停止。因此， 为防止麻醉剂过量，注射速度一定不要过快，严密 观察动物状况，若需追加麻醉剂，一次不宜超过总 量的1/5。
e．腹壁静脉
青蛙、蟾蜍
f．冠、脚蹼皮下静脉 鸡、鸭、鹅
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２．取中量血
部位 ａ．后肢外侧皮下小隐静脉 ｂ．前肢内侧皮下头静脉 动物种类 狗、猴、猫 狗、猴、猫
ｃ．耳中央动脉
ｄ．颈静脉
兔
狗、猫、兔
ｅ．心脏
ｆ．断头 ｇ．翼下静脉
豚鼠、大鼠、小鼠
大鼠、小鼠 鸡、鸭、鸽、鹅
ｈ．颈动脉
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采血方法的选择，决定于实验目的所需血量以及 动物种类。凡用血量较少的检验如红、白细胞计数、 血红蛋白的测定，血液涂片以及酶活性微量分析法 等，可刺破组织取毛细血管的血。当需血量较多时 可作静脉采血。静脉采血时，若需反复多次，应自 远离心脏端开始，以免发生栓塞而影响整条静脉。 而研究毒物对肺功能的影响、血液酸碱平衡、水盐 代谢紊乱，需要比较动、静脉血氧分压、二氧化碳 分压和血液pH值以及 K+、Na+、Cl-离子浓度，必须 采取动脉血液。
动物实验常用技术—实验动物的抓取与固定
实验动物学
大鼠的抓取固定
不损害动物健康 不影响指标观察 不被动物咬伤 保证实验能够顺利进行 小心仔细，大胆敏捷
实验动物学
大鼠的抓取固定
大鼠徒手固定
实验动物学
大鼠的抓取固定
大鼠固定盒固定
实验动物学
实验动物的抓取与固定—— 猴的抓取固定
实验动物学
猴的抓取固定
兔固定盒固定
兔徒手固定
实验动物学
家兔的抓取固定
家兔台式固定法
实验动物学
实验动物的抓取与固定—— 犬的抓取固定
实验动物学
犬的抓取固定
犬 扎 口 保 定
犬 横 卧 保 定
实验动物学
实验动物的抓取与固定—Hale Waihona Puke 小鼠的抓取固定实验动物学
小鼠的抓取固定
小鼠的捉拿与保定 ——徒手保定法
1
2
3
5
避免被咬伤
• 捕猴网捕捉后，紧压住猴 头或抓住颈后部以防回头 咬人。将其双前肢反背于 身后紧紧抓住，另一双手 抓住其后肢的踝关节处， 把腿拉直。
实验动物学
实验动物的抓取与固定—— 家兔的抓取固定
实验动物学
家兔的抓取固定
一般用右手抓住家兔颈部的皮肤提起，然后用左 手托其臀部。不可抓取双耳提腹。可放于兔盒内 固定或置于手术台上固定。
实验动物学
图3 网架
图4 移动式网架
实验动物学
猪的抓取固定
二、器械保定 3.保定架保定 将猪放于特制的活动保定架上，或使 其成仰卧姿势，在大小适宜的木槽行背位保定（如图 5）。此法可用于前腔静脉注射及腹部手术等。
图5 保定架保定
实验动物学
猪的抓取固定
动物实验基本操作
动物实验基本操作一、实验动物的抓取与固定。
（一）小鼠。
1. 抓取。
- 用右手拇指和食指捏住小鼠尾巴中部将其提起，放在鼠笼盖或其他粗糙表面上。
当小鼠向前挣扎时，用左手的拇指和食指迅速捏住小鼠两耳后颈背部皮肤，无名指和小指夹住小鼠尾巴根部，将小鼠固定成头部略向上的姿势。
- 原因：捏住尾巴提起小鼠可以避免小鼠咬伤操作人员，将其放在粗糙表面上是利用小鼠的本能反应（向前挣扎），便于后续准确抓取其颈背部皮肤。
而固定成头部略向上的姿势有利于进行诸如灌胃、注射等操作，并且能防止小鼠咬伤操作人员脸部等部位。
2. 固定。
- 如需进一步固定，可将小鼠放在特制的小鼠固定器内，将其身体和四肢固定好。
也可以将小鼠固定在泡沫板上，用大头针固定其四肢（这种方法常用于解剖实验）。
- 原因：使用固定器可以确保小鼠在实验过程中保持稳定，减少因挣扎而影响实验操作的准确性，同时也能保障操作人员的安全。
对于解剖实验，在泡沫板上用大头针固定四肢可以充分暴露小鼠的身体结构，便于进行精细的解剖操作。
（二）大鼠。
1. 抓取。
- 先用右手抓住大鼠尾巴中部，将大鼠提起，放在粗糙平面上。
然后用左手戴防护手套（大鼠体型较大且可能会激烈挣扎，容易咬伤操作人员），从大鼠背部绕到其胸前，拇指和食指捏住大鼠两耳后颈背部皮肤，其余手指握住大鼠身体，将其提起固定。
- 原因：与小鼠抓取类似，先抓住尾巴提起是为了初步控制大鼠，放在粗糙平面上利用其向前挣扎的本能便于后续抓取。
戴防护手套是因为大鼠的咬合力较强，为了防止操作人员受伤。
2. 固定。
- 可将大鼠放入大鼠固定器中固定。
对于需要进行手术等操作的大鼠，也可将其麻醉后固定在手术台上，用绑带固定其四肢。
- 原因：固定器和手术台固定都能保证大鼠在实验过程中保持稳定，使实验操作能够顺利进行，尤其是在进行需要精细操作的手术时，稳定的固定是确保手术成功的关键因素之一。
二、实验动物的给药操作。
（一）口服给药。
1. 灌胃法（以小鼠为例）- 准备好灌胃针（一般为特制的金属针具）和相应的药物溶液。
试验动物的抓取固定方法
小鼠温顺，一般不会咬人，抓取时先用右 手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉， 在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠 的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中，把 后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿 即可。
1
2
（二）大鼠（Rat )的抓取固定方法 大鼠的抓取基本同小鼠
常用于神经、循环和呼吸方面的实验。
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猪(Pig)
常应用于皮肤烧伤、肿瘤 学、免疫学、心血管及糖 尿病、遗传性和营养性疾 病、移植、外科手术等方 面的研究
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二、实验动物编号标记方法 常用的标记法有染色、耳缘剪孔、烙印、号牌等方 法。 1）染色法：给大、小鼠、豚鼠标记常用80~90%苦 味酸酒精饱和溶液或3.5~5%苦味酸溶液，其次为 0.5%中性红或碱性品红溶液；编号原则：先左后右， 从前到后。给兔、猫、狗标记常用2%硝酸银溶液， 其次为苦味酸溶液。
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2）烙印法：大、中型动物
3）针刺法：兔
4）挂牌法
5）穿耳孔法
6）断趾编号：小鼠 7）被毛剪号：大动物 8）笼子编号
4
1
7
2
5
8
3
9 6
40Leabharlann 107020 50 80
30
60 90
图3-2-8小鼠背部的编号方法
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三、动物（性二别）的动辨物别性及别年的龄辨判别断 （一）大、小鼠的性别鉴定
雄
雌
图3-2-7 小鼠性别的特征
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（二）兔的性别鉴定
Female slit：切开，缝
vulva：外阴
Flanked：两侧
Male Genital：生殖器
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第一节实验动物的抓取固定方法
一、小鼠抓取固定方法
小鼠温顺，一般不会咬人，抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤（见图2-1之一），将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可（图2-1之二）。
有经验者可直接用左手小指钩起鼠尾，迅速以拇指和食指、中指捏住其耳后颈背部皮肤亦可。
这种在手中固定方式，能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。
如进行解剖、手术、心脏采血和尾静脉注射时，则需将小鼠作一定形式的固定，解剖手术和心脏采血等均可使动物先取背卧位（必要时先行麻醉），再用大头针将鼠前后肢依次固定在腊板上。
尾静脉注射时，可用小鼠尾静脉注射架固定（图2-2），先根据动物大小选择好合适的固定架，并打开鼠筒盖，手提鼠尾巴，让动物头对准鼠筒口并送入筒内，调节鼠筒长短合适后，露出尾巴，固定筒盖即可进行尾静脉注射或尾静脉采血等操作。
图2-1 小鼠的抓取固定方法
图2-2 小鼠尾静脉注射方法
二、大鼠的抓取固定方法
大鼠的抓取方法基本同小鼠，只不过大鼠比小鼠牙尖性猛，不易用袭击方式抓取，否则会被咬伤手指。
抓取时为避免咬伤，可带上帆布手套。
如果进行腹腔、肌肉皮下等注射和灌胃时，同样可采用左手固定法，只是用拇指和食指捏住鼠耳，余下三指紧捏鼠背皮肤，置于左掌心中，这样右手即可进行各种实验操作。
也可伸开左手之虎口，敏捷地从后一把抓住。
若做手术或解剖等，则需事先麻醉或处死，然后用细棉线绳活结缚腿，背卧位绑在大鼠固定板上；尾静脉注射时的固定同小鼠（只需将固定架改为大鼠固定盒）。
三、蛙类的抓取固定方法
蛙类抓取方法宜用左手将动物背部贴紧手掌固定，以中指、无名指、小指压住其左腹侧和后肢，拇指和食指分别压住左、右前肢、右手进行操作（见图2-3）。
图2-3 蛙、蟾蜍抓取固定方法
在抓取蟾蜍时，注意勿挤压其两则耳部突起之毒腺，以免毒液射进眼中。
实验如需长时间观察，可破坏其脑脊髓（观察神经系统反应时不应破坏脑脊髓）或麻醉后用大头针固定在蛙板上。
依实验需要采取俯卧位或仰卧位固定。
四、兔的抓取固定方法
（一）抓取实验家兔多数饲养在笼内，所以抓取较为方便。
一般以右手抓住兔颈部的毛皮提起，然后左手托其臀部或腹部，让其体重重量的大部分集中在左手上（图2-4），这样就避免了抓取过程中的动物损伤。
不能采用抓双耳或抓提背部。
（二）固定一般将家兔的固定分为盒式、台式和马蹄形三种。
盒式固定，适用于兔耳采血、耳血管注射等情况；若做血压测量、呼吸等实验和手术时，则需将兔固定在兔台上，四肢用粗棉绳活结绑住，拉直四肢，将绳绑在兔台四周的固定木块上，头以固定夹固定或用一根粗棉绳挑过兔门齿绑在兔台铁柱上；马蹄形固定多用于腰背部，尤其是颅脑部位的实验，固定时先剪去两侧眼眶下部的毛皮，暴露颧骨突起，调节固定器两端钉形金属棒。
使其正好嵌在突起下方的凹处，然后在适当的高度固定金属榛。
用马蹄形固定器可使兔取用背卧位和腹卧位，所以是研究中常采用的固定方法。
图2-4 家兔抓取方法。