组蛋白和核小体在基因转录中的作用
简 报第45卷 第1期 2000年1月1组蛋白和核小体在基因转录中的作用黄百渠 曾庆华 毕晓辉 王玉红 李玉新(东北师范大学遗传与细胞研究所, 长春 130024. Email: huangbq@)摘要 有证据表明, 染色质和核小体构型的改变在转录的起始中起着重要的调节作用. 根据这方面的最新研究进展, 结合部分实验结果, 初步探讨了以下相关问题: (1)转录起始与核小体改构(nucleosome remodeling). 评述了两类起不同作用的核小体改构复合体(nucleosome remodeling complexes), 一类是具有DNA 激活的ATP 酶活性的复合体, 它们通过重构核小体的组蛋白核心或改变DNA 链在核小体上的位置来增加启动子序列与转录因子的可接触性, 从而激活基因转录置换延伸(elongation)和终止(termination) 3个主要阶段, 其中转录的起始是最关键的调控机制, 涉及各种转录调节因子同基因上游启动子序列之间的相互作用和结合第45卷 第1期 2000年1月简 报2录复合体(pre-initiation complex)¼ø¶¨´¿»¯ºÍ¹¦ÄÜ·ÖÎö; 另一方面的研究则涉及染色质结构对转录活性的影响[1, 2]. 越来越多的实验证据表明, 染色质和核小体构型的改变在转录的起始中起着重要的调节作用. 由于间期细胞核中的DNA 是以核小体链或更高层次的染色质纤维的形式存在的, 因此, 转录复合体形成的先决条件是启动子区域的暴露(promoter clearance), 以便同转录调节因子结合. 近年来, 发现了一批能够通过改变染色质结构来促进或阻止转录因子同DNA 结合, 从而激活或抑制基因转录的蛋白因子[3, 4]. 在基因调控研究领域, 越来越多的兴趣和注意力集中到了染色质结构改变和核小体修饰对基因转录的调节作用, 以及这一过程中涉及的DNA-蛋白质RNA 聚合酶染色质修饰因子(详见下文)简 报第45卷 第1期 2000年1月3近年来发现了一类能够通过改变染色质构型来影响(活化或抑制)转录的蛋白质复合因子,可以统称为核小体改构复合体 (nucleosome remodeling complexes). 它们或是能够改变核小体中DNA-蛋白质的相互作用方式, 重构核小体构型重组） 改构复合体水解ATP 产生能量使其在DNA 链上移动的同时使DNA与核小体产生位移 (translocation-dependent remodeling);() 改变组蛋白核心从而改变DNA-组蛋白的接触方式(remodeling of octamer structure). 针对这类改构复合体的功能和性质,人们提出了有待深入探讨的问题:(ÊÇ·ñËùÓеĸ´ºÏÌåµÄ¹¦ÄܺÍ×÷ÓûúÀí¶¼Ïàͬ. 它们是如何改变DNA 和核小体的构型的? (µ±¸Ä¹¹Òò×ÓÈ¥³ýºó, 核小体的改构状态能维持多久?(细胞核激素受体辅助因子SRC-1[19]和ACTR [20]D 的亚基TAF250[22]等. 同SWI/SNF 家族一样, HAT 通常也是一些大型的蛋白质复合体的亚基.HAT 的主要功能是对核心组蛋白分子N-端25~40个氨基酸范围内的赖氨酸残基进行乙酰化修饰. 尽管有越来越多的实验证据支持组蛋白乙酰化可提高染色质的转录活性, 但关于这一过程的确切作用机制目前还不十分清楚. 这方面的探讨主要基于一些体外实验的结果.用胰蛋白酶消化所有8个核心组蛋白的N-端尾巴并不影响体外组装核小体, 也不对八聚体核心的结构第45卷 第1期 2000年1月简 报4进其与转录因子结合[23]. 再者, 很久以来就知道组蛋白的N-端尾巴在染色质集缩中有重要作用. 最近的体外构建实验也证实, 当组蛋白N-端区域被乙酰化后, 核小体链进一步折叠成30nm 纤维的过程被阻止[6]. 这从一个侧面表明HAT 可能是通过影响染色质结构来调节转录活性的. 还有, 组蛋白N-端的乙酰化可能在控制染色质纤维与某些非组蛋白的相互作用中起重要作用[24].与此同时, 细胞核内的另一类酶复合体组蛋白脱乙酰酶(histone deacetylases, HDs)则起着与HAT 相反的组蛋白修饰作用. 它们对乙酰化的组蛋白进行脱乙酰化作用. 已从不同的生物中分离鉴定出了相应的HD, 如玉米的HD2[25]和哺乳动物的HDAC1[26]等. 它们通常也是一些多亚基的蛋白质复合体. 它们与HAT 一道, 通过对核心组蛋白的乙酰化/脱乙酰化的动态修饰而调节转录的开启.最后, 有证据表明, 上述两大类改构复合体(ATP-dependent remodeling complexes 和histone acetyltransferase complexes)可能通过共同协调作用行使基因转录的调节作用. 有人发现SWI2/SNF2家族成员和HAT 家族成员在调节一类相似基因的活动中可以与相同的转录活化因子作用[6]. 最新的实验证据还表明, 同HAT 一样, SWI/SNF 和RSC 复合体也是通过对核心组蛋白N-端尾巴的作用而产生改构效应的[27, 28]. 另外, 有报道称发现了一个同时具有ATP 依赖改构活性和组蛋白脱乙酰酶活性的复合体NURD [14]. 可见, 这一领域的研究不断有新的进展和发现, 同时也显示出了基因转录调控机制的复杂性和多样性. 表1列举了部分已报道的核小体和组蛋白改构复合体的名称及其功能.表1 部分核小体和组蛋白改构复合体及其功能名称(亚基数目)来源功能(作用亚基或活性部位)a)SWI/SNF(11)酵母酵母HAT(CRD1, GCN5)SAGA(14)酵母HAT(GCN5p)Esa1p酵母HAT(Esa1p)RSC酵母ATPase TAP-1HeLa 细胞组蛋白改构NRD人ATPase/HD NURD人ATPase(CHD3, CHD4)/HD(HDAC1, HDAC2)mSin3人HAT(HDAC1, HDAC2)ATF-2HAT(motif A), 特异性乙酰化H2A, H4RSF(hACF)人ATPase(hSNF2h)TF250)SRC-1人HAT HBO1人HAT(Sas2p)a) ATPase 表示依赖ATP 酶的改构活性, HAT 表示组蛋白乙酰基转移酶活性, HD 表示组蛋白脱乙酰酶活性万方数据简 报第45卷 第1期 2000年1月52 核心组蛋白对转录的影响如前所述, 转录起始复合物形成的第一步有赖于启动子区域与活化因子和基本转录因子的结合. 显而易见, 这一过程的实现必然涉及到转录因子和核心组蛋白在DNA 模板上的竞争结合. 多年来, 核心组蛋白对转录的抑制作用一直是人们关注的问题. 有人用含有特异结合位点的DNA 模板与纯化的组蛋白体外构建核小体, 用以测定蛋白质因子同这些位点的结合能力的变化. 结果表明, 构建的核小体可以抑制绝大多数的活化因子[29]和转录因子TBP [30]的结合. 反之, 如预先将DNA 模板与含有TFIID 的组分或与纯化的TBP 温育, 则可以部分地解除构建核小体的抑制作用[31]. 有实验表明, 转录因子能够通过瓦解或取代核心组蛋白与模板DNA 位点的结合来活化转录[32]. 这就是所谓的增强作用(potentiation)或去阻遏作用(anti-repression). 可见, 各种特异结合因子确实能同核心组蛋白竞争DNA 上的结合位点. 关于它们之间的竞争结合方式和机制, 有人曾提出了一种“pre-emptive competition”的模式, 认为这种竞争是不可逆的, 即如果转录因子先结合到启动子上, 就能形成转录复合体同样地, 结合有转录因子的启动子序列上也能够再结合组蛋白. 这一结果提示转录因子和核心组蛋白可以同时结合到DNA 上形成三元复合体(ternary complex), 而不是在竞争中简单地排斥对方[33].关于核小体对转录进行过程的影响是人们一直关注的另一个问题. 已知在活跃转录的染色质中DNA 依然保持着同组蛋白八聚体的结合[34], RNA 聚合酶一经启动就能够通过覆盖有核小体的基因进行转录[35]. 尽管目前对分子量达到百万级的RNA 聚合酶是如何通过核小体DNA 的细节和机制还没有十分完美的解释, 但越来越多的证据表明组蛋白八聚体是可以在核小体链上进行移动的, 即所谓的核小体或组蛋白的“置换”(displacement)[4, 32]. Felsenfeld 及同事们的工作提示八聚体能够跨越正在延伸转录的RNA 聚合酶而产生位移[36]. 在这一模型中,当延伸中的RNA 聚合酶将八聚体从它前面的DNA 上“剥离”下来后, 这个八聚体就开始与RNA 聚合酶后面的DNA 重新结合形成核小体. 由于八聚体中的组蛋白分子间的交联并不影响RNA 的延伸, 因此推测八聚体在置换的过程中可能是保持完整的, 即它是直接从聚合酶的前部转移到后部, 并不需要解体. 八聚体的置换也有可能是通过供体DNA 部位和接收DNA 部位的直接接触而完成的. 另外, 最近的研究表明, 在某些改构复合体如SWI/SNF [37],CHRAC [38]和NURF [39]的催化和介导下, 完整的组蛋白八聚体可以沿着DNA 链作顺式的“滑动”(in cis sliding), 从而产生重新定位(re-positioning)的效果. 总之, 核心组蛋白及八聚体对转录的影响一直是研究的热点. 我们以hAMFR 基因为模板的体外核小体构建和体外转录实验表明, 核小体对转录过程的抑制是相对的, 它可以降低基因转录的活性, 但不能封闭转录过程[40].3 组蛋白H1的作用同核小体之间的连接DNA 相结合的组蛋白(linker histones)H1(及其变种H1第45卷 第1期 2000年1月简 报6有较强的结合力, 促进其形成稳定的高级结构; 二是H1可能与单个核小体作用, 形成一种能够阻碍RNA 聚合酶通过的结构. Ura 等人[47]报道了H1可以抑制双核小体5S rDNA 模板的转录, 从而H1是在核小体水平上起作用的, 因为双核小体显然无法形成染色质高级结构. 更有意义的信息来自最近以“敲除” (knock-out)H1基因的四膜虫(Tetrahymena )为实验材料的工作.这项研究发现H1能上调某些基因的表达而下调另一些基因的表达[48]. 很显然, 为了具备这种特异性的调节功能, H1必须能够特异性地识别并作用于这些基因的特定DNA 序列或结构. 但迄今对组蛋白H1的这种基因特异性调节作用的机制还不清楚. 最近以爪蟾为材料的实验提供了H1选择性抑制卵母细胞5S rRNA 转录的机制的线索. Panetta 等人[49]的工作证实核小体的位置效应 (nucleosome positioning) 在决定转录因子TFA 与体细胞5S rDNA的结合效率高于卵母细胞5S rDNA; 同时, 这种差异使H1能够优先结合卵母细胞5S rDNA 从而排斥TF端部位, 使启动子区域能够与转录因子结合; 相反地, 在卵母细胞中, H1结合在5S rRNA 基因核小体的3A 的结合. 也就是说, H1的选择性抑制转录作用是通过核小体位置的不同实现的. 此外,有人声称组蛋白H1可能与非组蛋白HMG1/2竞争结合染色质的特定部位, 而后者被认为能够促进转录[51].我们的体外实验结果提示, 同核心组蛋白组分H2A/H2B 及H3/H4相比较, 连接区组蛋白H1与hAMFR 基因的结合要稳定得多. 因为在迟滞电泳分析中, H2A/H2B, H3/H4与DNA 的结合均能被非特异性DNA 探针竞争下来, 而这种竞争对H1的结合几乎没有影响[33]. 另外,我们还发现组蛋白H1能够对预先构建核小体的DNA 模板的体外转录活性产生很强的抑制作用, 进而推测H1可能是通过与核小体形成稳定的染色质小体(chromatosome)而抑制转录的[40].综上所述, 基于组蛋白分子的修饰及其与DNA 相互作用改变而产生的染色质构型的变化, 在转录的调控中起着十分重要的作用. 这一调节过程涉及众多的蛋白质复合因子的参与.总体说来, 一个能够产生松散的染色质环境使之更易于接触转录调节因子的细胞机制通常具有活化基因转录的功能简 报第45卷 第1期 2000年1月73Emerson B M, Bagga R. L Cold Spring Harbor symposium on quantitative biology: mechanisms of transcription.Biochim Biophys Acta, 1999, 1423: R45~514Workman J L , Kingston R E . Alteration of nucleosome structure as mechanism of transcriptional regulation. Annu Rev Biochem, 1998, 67: 545~5795Kingston R E. 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Chromatin remodeling factor CHRAC contains the ATPase ISWI andtopoisomerase)250subunit of TF第45卷 第1期 2000年1月简 报828Logie C, Tse C, Hansen J C, et al. The core histone N-terminal domains are required for multiple rounds of catalytic chromatin remodeling by the SWI/SNF and RSC complexes. Biochemistry, 1999, 38: 2514~252229Owen-Hughes T , Workman J L . Experimental analysis of chromatin function in transcription control. Crit Rev Eukaryote Gene Expr, 1994, 4: 403~44130Imbalzano A N, Kwon H, Green M R, et al. Facilitated binding of TATA-binding protein to nucleosomal DNA. Nature, 1994,370: 481~48531Felsenfield G. Chromatin as an essential part of the transcriptional mechanism. Nature, 1992, 355: 219~22432Adams C C, Workman J L. Nucleosome displacement in transcription. Cell, 1993, 72: 305~30833曾庆华, 尹 东, 孙迎春, 等. 组蛋白与转录因子在hAMFR 基因启动子序列上的结合及相互作用. 遗传学报, 1999,26(4): 329~33534Ericcson C, Grossbach U, Bjorkroth B, et al. Presence of histone H1 on an active Balbiani ring gene. Cell, 1990, 60: 73~8335Lorch Y, LaPointe J W, Kornberg R D . Nucleosomes inhibit the initiation of transcription but allow chain elongation with the displacement of histones. Cell, 1987, 49: 203~21036Studitsky V M, Clark D J, Felsenfeld G. Overcoming a nucleosomal barrier to transcription. Cell, 1995, 83: 19~2737Whitehouse I, Flaus A, Cairns B R, et al. Nucleosome mobilization catalyzed by the yeast SWI/SNF complex. Nature, 1999,400: 784~78738Langst G, Bonte E J, Corona D F, et al. Nucleosome movement by CHRAC and ISWI without disruption or trans-displacement of the histone octamer. Cell, 1999, 97: 843~85239Hamiche A, Sandaltzopoulos R, Gdule D A, et al. ATP-dependent histone octamer sliding mediated by the chromatin remodeling complex NURF. Cell, 1999, 97: 833~84240曾庆华, 尹 东, 孙迎春, 等. 组蛋白与hAMFR 基因启动子的结合对体外转录活性的影响. 遗传学报, 1999, 26(5):501~50541Zlatanova J, van Holde K. Histone H1 and transcription still an enigma? J Cell Sci, 1992, 103: 889~89542Sandaltzopoulos R, Blank T, Becker P B. Transcriptional repression by nucleosome but not H1 in reconstituted preblastoderm Drosophila chromatin. EMBO J, 1994, 13: 373~37943Vermaak D, Steinbach O C, Dimitrov S, et al. The global domain of histone H1 is sufficient to direct specific gene repression in early Xenopus embryos. Curr Biol, 1998, 8: 533~53644Wolffe A P. Histone H1. Int J Biochem, Cell Biol, 1997, 29: 1463~146645Kandolf H. The H1A histone variant is an in vivo repressor of oocyte-type 5S gene transcription in Xenopus laevis embryos.Proc Natl Acad Sci USA, 1994, 91: 7257~726146Bouvet P, Dimitrov S, Wolffe A P. Specific regulation of Xenopus chromosomal 5S rRNA gene transcription in vivo by histone H1. Gene Dev, 1994, 8: 1147~115947Ura K, Nightingale K, Wolffe A P. Differential association of HMG1 and linker histones B4 and H1 with dinucleosomal DNA: structural transitions and transcriptional repression. EMBO J, 1996, 15: 4959~496948Shen X, Gorovsky M A. Linker histone H1 regulates specific gene expression but not global transcription in vivo . Cell, 1996,86: 475~48349 Panetta G, Buttinelli M, Flaus A, et al. Differential nucleosome positioning on Xenopus oocyte and somatic 5S RNA genesdetermines both TF组蛋白和核小体在基因转录中的作用作者：黄百渠， 曾庆华， 毕晓辉， 王玉红， 李玉新作者单位：东北师范大学遗传与细胞研究所,长春,130024刊名：科学通报英文刊名：CHINESE SCIENCE BULLETIN年，卷(期)：2000，45(19)被引用次数：12次1.Kornberg R D Eukaryotic transcriptional control 19992.Struhl K Fundamentally different logic of gene regulation in eukaryotes and prokaryotes 19993.Emerson B M.Bagga R LⅩⅢ Cold Spring Harbor symposium on quantitative biology:mechanisms of transcription 19994.Workman J L.Kingston R E Alteration of nucleosome structure as mechanism of transcriptional regulation 19985.Kingston R E A shared but complex bridge 19996.Pollard K J.Peterson C L Chromatin remodeling:a marriage between two families? 19987.Kingston R E.Bunker C A.Imbalzano A N Repression and activation by multiprotein complexes that alter chromatin structure 19968.Burn L G.Peterson C L Protein complexes for remodeling chromatin 19979.Imbalzano A N SWI/SNF complexes and facilitation of TATA-binding protein:nucleosome interactions 199810.Moreira J M.Holmberg S Transcriptional repression of the yeast CHA1 gene requires chromatin-remodeling complexes RSC 199911.Tsukiyama T.Daniel C.Tamkun J a member of the SWI2/SNF2 ATPase family,encodes the 140 kDa subunit of the nucleosome remodeling factor 199512.Varga-Weisz P D.Wilm M.Bonte E Chromatin remodeling factor CHRAC contains the ATPase ISWI and topoisomerase Ⅱ 199713.Ito T.Bulger M.Pazin M J ACF,an ISWI-containing and ATP-utilizing chromatin assembly and remodeling factor 199714.Xue Y.Wong J.Mereno G T a novel complex with both ATP-dependent chromatin-remodeling and histone deacetylase activities 199815.Zhang Z.Buchman A R Identification of a member of a DNA-dependent ATPase family that causes interference with silencing 199716.Logie C.Peterson C L Catalytic activity of the yeast SWI/SNF complex on reconstituted nucleosome arrays 199717.Fletcher T M.Hansen J C The nucleosomal array:structure/function relationships 199618.Brownell J E.Zhou J.Ranalli T Tetrahymena histone acetyltransferase a:A homology to yeast GCN5p linking histone acetylation to gene activation 199619.Spencer T E.Jenster G.Burcin M M Steroid receptor coactivator-1 is a histone acetyltransferase 199720.Chen H.Lin R J.Schlitz R L Nuclear receptor coactivator ACTR is a novel histoneacetyltransferase and form a multimeric activation complex with P/CAF and CBP/P300 199721.Bannister A J.Kouzarides T The CBP coactivator is a histone acetyltransferase 199622.Mizzen C A.Yang X J.Kokubo T The TAP(Ⅱ)250 subunit of TFⅡD has histone acetyltransferase activity 199623.Hansen J C The core histone amino-termini:combinatorial interaction domains that link chromatin structure with function 199724.Hecht roche T.Strahl-Bolsimger S Histone H3 and H4 N-termini interact with SIR3 and SIR4 proteins in yeast 199525.Lusser A.Brosch G.Loidl A Identification of maize histone deacetylase HD2 as an acidic nucleolar phosphoprotein 199726.Taunton J.Hassig C A.Schreiber S L A mammalian histone deacetylase related to the yeast transcriptional regulator Rpd3p 199627.Lee K M.Sif S.Kingston R E hSWI/SNF disrupts interactions between the H2A N-terminal tail and nucleosomal DNA 199928.Logie C.Tse C.Hansen J C The core histone N-terminal domains are required for multiple rounds of catalytic chromatin remodeling by the SWI/SNF and RSC complexes 199929.Owen-Hughes T.Workman J L Experimental analysis of chromatin function in transcription control 199430.Imbalzano A N.Kwon H.Green M R Facilitated binding of TATA-binding protein to nucleosomal DNA 199431.Felsenfield G Chromatin as an essential part of the transcriptional mechanism 199232.Adams C C.Workman J L Nucleosome displacement in transcription 199333.曾庆华.尹东.孙迎春组蛋白与转录因子在hAMFR基因启动子序列上的结合及相互作用[期刊论文]-遗传学报1999(04)34.Ericcson C.Grossbach U.Bjorkroth B Presence of histone H1 on an active Balbiani ring gene 199035.Lorch Pointe J W.Kornberg R D Nucleosomes inhibit the initiation of transcription but allow chain elongation with the displacement of histones 198736.Studitsky V M.Clark D J.Felsenfeld G Overcoming a nucleosomal barrier to transcription 199537.Whitehouse I.Flaus A.Cairns B R Nucleosome mobilization catalyzed by the yeast SWI/SNF complex 1999ngst G.Bonte E J.Corona D F Nucleosome movement by CHRAC and ISWI without disruption or trans-displacement of the histone octamer 199939.Hamiche A.Sandaltzopoulos R.Gdule D A ATP-dependent histone octamer sliding mediated by thechromatin remodeling complex NURF 199940.曾庆华.尹东.孙迎春组蛋白与hAMFR基因启动子的结合对体外转录活性的影响[期刊论文]-遗传学报 1999(05)41.Zlatanova J.van Holde K Histone H1 and transcription棗still an enigma 199242.Sandaltzopoulos R.Blank T.Becker P B Transcriptional repression by nucleosome but not H1 in reconstituted preblastoderm Drosophila chromatin 199443.Vermaak D.Steinbach O C.Dimitrov S The global domain of histone H1 is sufficient to direct specific gene repression in early Xenopus embryos 199844.Wolffe A P Histone H1. 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医学分子生物学名词解释-1
1.启动子：启动子是基因转录起始所必须的一段DNA序列，是基因表达调控的上游顺式作用元件之一2.增强子：能强化转录起始的序列为增强子或强化子，与启动子一起都可视为基因表达调控中的顺式作用元件。
无论位于靶基因的上游、下游或内部都可以发挥作用。
3.抗终止因子：抗终止因子是指能在特定位点阻止转录终止的一类蛋白。
这些蛋白与RNA聚合酶的核心酶结合，使RNA能越过终止子，继续转录DNA。
4.上游启动子元件：TATA区上游的保守序列称为上游启动子元件，它们决定转录产物产率高低。
5.帽子结构：通过倒扣GTP和特殊的甲基化修饰而加在真核mRNA5′端的特殊结构，可保护mRNA的稳定，形似帽子而得名。
6.顺式作用元件：是指对基因表达有调节作用的DNA序列，如启动子、增强子等。
其活性只影响与其自身同处在一个DNA分子上的基因。
7.反式作用因子：是指远离受影响的基因之外的基因所编码的产物，又称为转录因子（本质是蛋白质）。
有特异性和非特异性之分。
8.结构基因和调节基因结构基因：编码功能各异的蛋白质或RNA的特异DNA序列。
调节基因：编码那些参与基因表达调控的RNA和蛋白质(即调控RNA和调控蛋白)的特异DNA序列。
9.组成蛋白和调节蛋白组成蛋白：细胞内有许多种蛋白质的含量几乎不受外界环境的影响，这些蛋白质称为组成蛋白。
调节蛋白:是一类特殊的蛋白质，是调节基因的产物，它们可以影响一种或多种基因的表达。
有两种类型的调节蛋白，即起正调节作用的激活蛋白和起负调节作用的阻遏蛋白。
10.异染色质：细胞间期核内染色质压缩程度较高，碱性染料着色较深的区域。
着丝粒、端粒、次缢痕， DNA主要是高度重复序列，没有基因活性。
11.核小体：核小体是染色体的基本组成单位，它是由DNA和组蛋白构成的，组蛋白H3、H4、H2B、H2A各两份，组成了蛋白质八聚体的核心结构，大约200bp的DNA盘绕在蛋白质八聚体的外面，相邻两个核小体之间结合了1分子的H1组蛋白。
组蛋白修饰与基因转录的调控
组蛋白修饰与基因转录的调控最近几年来，生物学领域中的一项研究，引起了人们的广泛关注，那就是组蛋白修饰对基因转录的调控。
在细胞生物学中，组蛋白修饰是一个研究的热点，因为它们是影响基因表达的关键因素。
组蛋白修饰是指对组蛋白的化学修饰，包括去乙酰化、乙酰化、甲基化、磷酸化等一系列反应，通过调控基因的表达，实现细胞分化、生长、细胞周期等生命过程中的基本功能。
组蛋白是核染色体最主要的蛋白质作用，它们通过包裹DNA，使得染色体能够在有序的结构中紧密地组织。
不同的化学修饰可引起DNA沉默或者激活基因表达的变化，而这些修饰对基因的表达和遗传信息的传递起着重要的调控作用。
组蛋白修饰的种类与作用甲基化甲基化修饰是指DNA或者组蛋白N端赖氨酸的甲基化，主要作用是沉默或激活基因表达。
具体来说，在DNA甲基化中，甲基化的目标位点通常是DNA的胞嘧啶（C）残基，如果一个基因区域甲基化得越多，那么这个基因就越可能被沉默。
而组蛋白N端赖氨酸的甲基化则决定了染色质的组装状态。
如果组蛋白N端的赖氨酸被甲基化，其正面电荷就会减弱，导致染色质的紧密程度增加，因此相应地该区域基因表达较少。
反过来，如果组蛋白被甲基化的位置解除，则可加强基因表达。
乙酰化乙酰化修饰是指酰化基团（-COCH3）的加入，主要作用是激活基因表达。
组蛋白乙酰化的作用是增强核小体染色质在基因座区域的可及性，即根据染色体水平上的空间构型而有选择性地激活或沉默特定的区域。
去乙酰化去乙酰化与乙酰化是相反方向的反应，去乙酰化是指从组蛋白中去除Ac基团。
组蛋白去乙酰化导致核小体结构紧密化，加强了凝固，从而沉默特定区域的基因表达。
磷酸化磷酸化修饰可以在组蛋白N端、C端及其中间的不同区域上发生，主要作用是激活或沉默基因表达。
组蛋白的N端被磷酸化之后，组蛋白与核心小体就会分离，导致核小体染色质松弛，因此转录因子会容易进入到染色质中，从而激活基因表达。
总结总之，组蛋白修饰与基因转录调控是生物学很重要的一个领域。
真核生物基因的表达及其调控
与原核生物比较，真核生物的基因组更 为复杂，可列举如下:
真核基因组比原核基因组大得多，大肠杆菌 基因组约4×106bp，哺乳类基因组在109bp 数量级，比细菌大千倍；大肠杆菌约有4000 个基因，人则约有10万个基因。 真核生物主要的遗传物质与组蛋白等构成染 色质，被包裹在核膜内，核外还有遗传成分 (如线粒体DNA等)，这就增加了基因表达调 控的层次和复杂性。
色体上，存在不同染色体间基因的调控问 题。
适应外界环境，操纵元调控表达。 基因差别表达是细胞分化和功能的 核心。 转录和翻译同时进行，大部分 为转录水平调控。 转录和翻译在时间和空间上均不同， 从DNA到蛋白质的各层次上都有调控， 但多数为转录水平调控
第一节 真核生物中基因表达水平的分析
真核生物基因表达分析表明： 真核生物细胞中含有的整套基因组相同，或染色体相 同，但不同组织和细胞中表达的基因——处于工作状态 的基因不同
性，转录后的调控占有了更多的分量。
(二)真核基因的转录与染色质的结构变 化相关 。
真核基因组DNA绝大部分都在细胞核内与组 蛋白等结合成染色质，染色质的结构、染色 质中DNA和组蛋白的结构状态都影响转录， 至少有以下现象： 1.染色质结构影响基因转录
2.组蛋白的作用：组蛋白与DNA结合阻止DNA上基 因的转录，去除组蛋白基因又能够转录。组蛋白是 碱性蛋白质，带正电荷，可与DNA链上带负电荷的 磷酸基相结合，从而遮蔽了DNA分子，妨碍了转录， 可能扮演了非特异性阻遏蛋白的作用；染色质中的 非组蛋白成分具有组织细胞特异性，可能消除组蛋 白的阻遏，起到特异性的去阻遏促转录作用
的调控。
2.增强子
是一种能够提高转录效率的顺式调控元件， 最早是在SV40病毒中发现的长约200bp的 一段DNA，可使旁侧的基因转录提高100倍， 其后在多种真核生物，甚至在原核生物中都
细胞生物学8章之后
细胞生物学8章之后(打印)(共13页)-本页仅作为预览文档封面，使用时请删除本页-第八章细胞核1.核膜的基本结构是什么有什么主要功能核膜由两层平行但不连续的非对称性单位膜构成。
主要功能：核膜将核质与胞质限定在各自的区域并控制着核质间的物质交换。
（1）核膜的区域化作用使转录和翻译在空间上分离：核膜构成了核质间的选择性屏障，核膜使细胞核有相对稳定的内环境，保证DNA复制、RNA转录与加工在核内进行，跟蛋白质的翻译空间上隔离，避免了彼此的干扰；（2）核膜控制着细胞核与细胞质间的物质交换：核质间频繁的物质交换是生命活动所必需。
水、无机离子和小分子物质均可自由通过核膜，大多数大分子颗粒和一些小分子颗粒通过核孔，以选择性运输方式进出核膜。
2.内核膜上有哪一种核纤层蛋白的受体？核纤层蛋白B受体3.分化程度高与低的细胞，哪种核孔多？低初始转录产物，在哪里进行加工、成熟？细胞核内5.多数无机离子靠什么方式进出细胞核？自由扩散6.核孔复合体的结构模型是怎样的？捕鱼笼式结构模型：（1）胞质环：核孔外边缘，与外核膜相连；环上有8条细长纤维对称分布，伸向细胞质；（2）核质环：核孔内边缘，与内核膜相连；环上也有8条纤维伸向核质，纤维末端形成小环，称“核篮”；（3）辐：是核孔边缘伸向核孔中心的辐射状8边对称结构，分三部分：核孔边缘，支撑核孔的“柱状亚单位”；穿过核膜伸入核周间隙的“腔内亚单位”；柱状亚单位内侧靠近核孔中央的“环带亚单位”，是核质交换通道；（4）中央栓：位于核孔中央，呈棒状、颗粒状，可能参与核质交换；并非存在于所有核孔复合体中，有人认为是正通过核孔的被转运物质。
7.核孔复合体的有效直径是多少最大功能直径是多少9～10nm；26nm8.对于不同物质，核孔怎样进行运输核孔蛋白常有一段什么序列有助于物质输入核孔大多离子、小分子、直径小于10nm的物质可以自由通过；Na+等少数离子、某些小分子不能自由通过；生物大分子的核质通行都是借助主动运输方式实现。
基因表达的概念及特点
反式作用因子
反式作用因子：能够识别DNA上的顺式作用元件并与之
结合的蛋白质因子或复合物。
◆通用或基本转录因子—RNA聚合酶结合启动子所必需的一 组蛋白因子。如：TFⅡA、 TFⅡB、 TFⅡD、 TFⅡE等。
◆特异转录因子 special transcription factors —个别基因 转录所必需的转录因子.如：OCT-2：在淋巴细胞中特异性 表达,识别Ig基因的启动子和增强子。
顺式作用元件和反式作 用元件之间的相互作用
四 真核基因转录后水平的调控
• RNA 剪接
四 真核基因转录后水平的调控
人Ig基因结构 注： 1 L：先导序 列基因片段 V： 可变区基因片段 D：多样性区基因 片段J：连接区基 因片段 C：恒定 区基因片 *：假 基因 2 内含子区域所标 数字表示DNA长度 kb 3 每个CH基因用 一个方框表示,实 际上包括几个外显 子
kb 3 每个CH基因用 一个方框表示,实 际上包括几个外显 子
二 DNA水平上的调控
➢DNA甲基化 DNA Methylation
哺乳动物基因中的5‘--CG--3’序列中C—5的甲基化称为CpG 甲基化。 5‘--CG--3’序列是使处于表达状态的基因位点处的染色 体保持适当包装水平的重要化学修饰序列。当基因序列中的CpG 密度达到10/100bp时称为CpG 岛。
顺式作用元件
启动子 真核生物的启动子分为3类,分别被三类RNA 聚合酶所识别
• I 类启动子 • II 类启动子 • III类启动子
hnRNA是 mRNA的前 体,snRNA
参与 hnRNA到 mRNA的过 程
个人整理：组蛋白甲基化在真核基因中的调控作用
组蛋白甲基化在真核基因中的调控作用1 组蛋白修饰的结构基础在真核生物中，核小体是染色质的基本结构单位，是由DNA和组蛋白共同构成。
组蛋白分子分为H1、H2A、H2B、H3和H4等5种。
核心组蛋白足由H2A、H2B、H3、H4各2个分子形成的八聚体，与其上缠绕的146 bp DNA双螺旋分子构成了核小体的核心颗粒，核小体的核心颗粒之间再由约60个碱基对DNA和组蛋白H1连接起来形成串珠样结构。
组蛋白富含带正电荷的精氨酸和赖氨酸，可以与带有负电荷的DNA分子紧密结合。
每个核心组蛋白由一个球形结构域和暴露在核小体表面的N端尾区组成，其N端氨基末端会发生多种共价修饰，包括磷酸化、乙酰化、甲基化、泛素化、糖基化、碳基化等。
2 组蛋白修饰、组蛋白密码与表观遗传学组蛋白翻译后修饰包括乙酰化与去乙酰化、磷酸化与去磷酸化、甲基化与去甲基化、泛素化与去泛素化等。
这些修饰可能通过两种机制影响染色体的结构与功能：改变组蛋白的电荷，因此改变了组蛋白与DNA结合的特性；产生蛋白识别模块的结合表面，因此能募集专一蛋白复合物到它们的表面起作用。
单一组蛋白的修饰往往不能独立地发挥作用，一个或多个组蛋白尾部的不同共价修饰依次发挥作用或组合在一起，形成一个修饰的级联，它们通过协同或拮抗来共同发挥作用。
这些多样性的修饰以及它们时间和空间上的组合与生物学功能的关系可作为一种重要的表观标志或语言，也被称为“组蛋白密码” (histone code)，在不同环境中可以被一系列特定的蛋白质或者蛋白质复合物所识别，从而将这种密码翻译成一种特定的染色质状态以实现对特定基因的调节。
组蛋白修饰与DNA 甲基化、染色体重塑和非编码RNA 调控等，在基因的DNA序列不发生改变时，使基因的表达发生改变，并且这种改变还能通过有丝分裂和减数分裂进行遗传，这种遗传方式是遗传学的一个分支，被称为“表观遗传学”。
组蛋白密码扩展了DNA序列自身包含的遗传信息，构成了重要的表观遗传学标志。
组蛋白特点
组蛋白特点组蛋白是一类存在于细胞核中的蛋白质，它在维持染色质结构和调控基因表达中起着重要的作用。
组蛋白具有多个特点，通过这些特点，它能够实现对基因的调控和染色质的组织。
下面将详细解释组蛋白的特点，并从不同角度展开描述。
1. 多样性：组蛋白是一类多样性极高的蛋白质，它包括了不同种类的变体和亚型。
这些变体和亚型在氨基酸序列、翻译后修饰和功能上存在差异。
不同的组蛋白变体和亚型能够定位到染色质的不同区域，从而实现对基因表达的精确调控。
2. 翻译后修饰：组蛋白的氨基酸序列可以通过翻译后修饰来进行调控。
翻译后修饰包括乙酰化、甲基化、磷酸化等多种类型，这些修饰可以影响组蛋白的结构和亲水性，进而对其功能发挥起调控作用。
不同的翻译后修饰在不同的组蛋白上发生，从而实现对基因表达的时空调控。
3. DNA包装：组蛋白通过与DNA相互作用，参与了染色质的组织和DNA的包装。
组蛋白以八聚体形式结合在DNA上，形成核小体，多个核小体进一步组装形成染色质纤维。
这种紧密的包装方式可以有效地压缩DNA，从而使得细胞核内的大量DNA能够装载在有限的空间内。
4. 染色质可及性：组蛋白调控了染色质的可及性，即决定了基因是否可以被转录。
染色质中的一些区域会被特定的组蛋白修饰，使得这些区域对转录因子和其他调控蛋白的结合更加容易，从而促进基因的转录。
而染色质中的其他区域则会被特定的组蛋白修饰，使得这些区域对转录因子和调控蛋白的结合难度增加，从而抑制基因的转录。
5. 遗传稳定性：组蛋白参与了维持染色质结构和遗传稳定性的过程。
染色质在DNA复制和细胞分裂过程中需要保持结构的稳定性，以确保基因的正确复制和传递。
组蛋白通过与DNA相互作用，参与了染色质的复制和分离，从而维持了遗传信息的稳定性。
6. 转录调控：组蛋白通过与转录因子和其他调控蛋白相互作用，参与了基因的转录调控。
组蛋白的翻译后修饰状态和结构可以影响其与转录因子和其他调控蛋白的结合能力，从而调控基因的转录。
分子生物学习题
1.真核生物在mRNA的加工过程中，5端加上帽子结构，3端加上多腺苷化尾，后者由 poly（A）聚合酶催化，如果被转录基因是不连续的，那么，内含子一定要被切除，并通过剪接过程将__外显子__连接在一起。
这个过程涉及很多RNA分子，如U1和U2等，它们被统称为_ snRNA ___。
它们分别与一组蛋白质结合形成__ snRNP __，并进一步地组成40S或60S的结构，叫剪接体。
一、染色体具备哪些作为遗传物质的特征？1、分子结构相对稳定；2、能够自我复制，使亲子代之间保持连续性；3、能够指导蛋白质的合成，从而控制整个生命过程；4、能够产生可遗传的变异二、什么叫C值谬误，并试举一例，你认为这种现象说明了什么？指C值往往与种系的进化复杂程度不一致，即基因组大小与遗传复杂性之间没有必然的联系，某些较低等的生物C值却很大，如一些两栖动物的C值甚至比哺乳动物还大。
在真核生物中，每种生物的单倍体基因组的DNA总量是恒定的，称之为C值，C值是每种生物的一个特性。
不同物种的C值差别很大。
C值一般随生物进化而增加, 但也存在某些低等生物的C值比高等生物大, 即C值反常现象。
C值反常现象产生的原因是真核生物基因组中含大量非编码序列。
三、原核生物DNA具有哪些不同于真核生物DNA的特征？1.没有非编码区和内含子.2.是环状的DNA分子,裸露于拟核区域；而真核生物的DNA通常与蛋白质结合成染色体存在于细胞核中.3.原核生物的细胞质中还可能具有质粒,也是一种环状的DNA双链分子,能够自主复制并影响原核生物的性状,并遗传到下一代；真核生物中的DNA还可能存在于叶绿体和线粒体中,具有半自主性,可以进行复制、转录,称为细胞质DNA.四、原核生物启动子的基本结构与功能？启动子是DNA链上一段能与RNA聚合酶结合并能起始mRNA合成的序列,它是基因表达不可缺少的重要调控序列.没有启动子,基因就不能转录.原核生物启动子是由两段彼此分开且又高度保守的核苷酸序列组成,对mRNA的合成极为重要.启动子区域：（1）Pribnow盒,位于转录起始位点上游5—10bp,一般由6～8个碱基组成,富含A和T,故又称为TATA盒或—10区.启动子来源不同,Pribnow盒的碱基顺序稍有变化. （2）—35区,位于转录起始位点上游35bp处,故称—35区,一般由10个碱基组成.启动子有强弱之分,虽然原核细胞仅靠一种RNA聚合酶就能负责所有RNA的合成,但它却不能识别真核基因的启动子.为了表达真核基因,必须将其克隆在原核启动子的下游,才在原核表达系统中被转录.在原核生物表达系统中,通常使用的可调控的强启动子有lac (乳糖启动子)、trp (色氨酸启动子)、PL和PR(λ噬菌体的左向和右向启动子)以及tac （乳糖和色氨酸的杂合启动子)等.五、什么是套索状结构？哪些类型RNA的剪接中会形成该结构？在RNA剪接过程中，内含子分支位点的保守腺苷酸2-OH攻击5剪接位点保守鸟苷酸的磷酸基团，使内含子5端与外显子3端之间的磷酸二酯键断开，故形状想套索。
说明组蛋白乙酰化和去乙酰化影响基因转录的机制
说明组蛋白乙酰化和去乙酰化影响基因转录
的机制
组蛋白乙酰化和去乙酰化是两种基本的表观遗传学调控方式，可以影响基因的转录活性，从而决定生物的发育和生命过程。
组蛋白是核小体中的主要蛋白质，而核小体是染色体基本单位的组成部分。
组蛋白可以被翻译修饰，其中包括乙酰化和去乙酰化。
乙酰化增加了组蛋白的乙酰基（醋酸基）含量，从而使组蛋白的阳离子性减少，DNA与组蛋白的结合力减弱，导致染色体更加松散，更容易读取DNA上的基因序列，因此可以促进基因转录。
而去乙酰化则有相反的作用，可以增加组蛋白阳离子性，增强DNA与组蛋白的结合力，使染色体更加紧密，阻碍基因转录。
组蛋白乙酰化和去乙酰化通常通过两种方式发挥作用。
一种是直接作用于转录因子，乙酰化使这些转录因子更容易与DNA结合，同时降低了转录因子与组蛋白之间的相互作用力，从而促进基因转录。
而去乙酰化则有相反的作用，可以阻碍转录因子与DNA的结合，导致基因转录受阻。
另一种方式是通过影响染色质结构来发挥作用。
乙酰化可以直接降低组蛋白和组蛋白之间的相互作用力，从而使染色体更加松散，容易转录。
去乙酰化则可以更加稳定染色体结构，从而阻碍转录因子的结合和基因的转录。
总之，组蛋白乙酰化和去乙酰化是控制基因转录的重要机制。
不同类型的细胞和生物在基因调控方面都存在着独特的表观遗传学调控
机制，而组蛋白乙酰化和去乙酰化则是其中的重要代表。
对于研究基因转录调控及其表观遗传学机制，深入了解组蛋白乙酰化和去乙酰化作用机理是非常必要的。
同时，通过在实验室中甄别组蛋白乙酰化和去乙酰化酶的活性、开发相关的抑制剂和激动剂等措施，也有助于治疗一些基因和表观表达异常相关的疾病。
染色质状态对基因转录的影响机制
染色质状态对基因转录的影响机制随着生物科技的不断发展，对生命的了解也越来越深入。
而在这其中，基因转录则是最核心、最关键的一个环节。
基因转录是指将DNA的信息转录成mRNA，进而进行蛋白质合成的过程。
而基因的转录受到染色质状态的影响，染色质的松紧程度和化学修饰都对基因转录起着重要的调节作用。
一、染色质状态的影响机制在细胞分裂时，DNA会通过复制过程来保持遗传信息的传递。
然而，在非细胞分裂时期，由于细胞不需要进行DNA复制，为了便于维护DNA的稳定性和可读性，DNA会与一些蛋白质共同组成染色质，形成紧密的结构。
这些蛋白质主要是一些称为组蛋白的蛋白质，染色质的基本单位是核小体。
染色质的状态受到两个重要因素的影响：一是组蛋白修饰，二是核小体的松紧程度。
1.组蛋白修饰组蛋白修饰是指在组蛋白分子上的特定位置上发生一些化学修饰作用，这可能涉及到乙酰化、磷酸化、去甲基化等一系列化学反应。
这些化学修饰作用会改变组蛋白的三维结构，进而影响到染色质的松紧程度和DNA的可读性。
例如，乙酰化的组蛋白通常比未乙酰化的组蛋白更松散，染色质也更容易被转录，这是因为乙酰化使得核小体表面的正电荷减少，从而减小了核小体散开的能量门槛，促进了组蛋白转换为更松散的状态。
2.核小体的松紧程度染色质的另一个重要特征就是核小体的松紧程度。
核小体的松紧程度通常由一些蛋白质控制，这些蛋白质可以改变核小体间距和组蛋白的乙酰化状态。
相对于较紧密的核小体，松散的核小体则更容易被转录因子或RNA聚合酶寻找到，并开始进行基因转录作用。
二、染色质状态对基因转录的影响基因转录过程的调控是复杂、细致的，它受到多种因素的影响，其中包括染色质状态。
在染色质紧密的区域，RNA聚合酶很难进入到这些区域，并且无法与转录因子结合，因此也难以进行基因转录。
这些区域通常包括那些复杂结构的DNA序列，比如染色体中心和端部。
另外，在一些实验中，可以发现在分子生物学研究领域，通过对组蛋白和核小体的一系列实验操作，基因的转录启动可以被直接操纵。