小鼠实验的基本技术和方法
小鼠实验的基本技术和方法
小鼠实验的基本技术和方法小鼠实验是生物实验中常用的实验方法之一，主要用于研究生物学、药理学、毒理学等领域。
以下将介绍小鼠实验的基本技术和方法。
一、小鼠的选材与饲养1.小鼠的选材：选取体重相近、同龄、同性的小鼠作为实验对象，并确保其健康状态。
2.小鼠的饲养：小鼠应在洁净、无臭、适温的实验动物房进行饲养。
提供适宜的饲料和清洁的饮水，保持适定的饲养环境，有规律地进行日常护理，确保小鼠的健康和舒适。
二、小鼠实验的基本技术1.注射技术：常用的小鼠注射技术包括静脉注射、皮下注射、腹腔注射等。
操作时应注意选用适当的注射器和针头，避免伤害到小鼠的内脏和组织。
2.静脉采血技术：静脉采血是获取小鼠血液样本的一种常用技术。
通常采用静脉穿刺的方式，先选定采血部位，再使用适当的器具（如针管）进行采血。
3.取脏器技术：小鼠解剖和取脏器是许多实验研究的必要步骤。
这包括心脏、肺、肝脏、脾脏等器官的解剖和获取。
操作时应尽量避免伤害到脏器，确保获取到完整可用的样本。
4.外周血细胞计数：通过采集小鼠的血液样本，使用血细胞计数仪进行细胞计数。
这是评估小鼠免疫功能、全血红细胞计数和血红蛋白浓度的重要方法，有助于评估一些疾病或药物对血液系统的影响。
三、小鼠实验的常用方法1.急性毒性实验：通过给小鼠灌胃或注射一定量的物质来观察其毒性反应，包括死亡率、体重变化、行为异常等。
根据实验设计的需要，可以使用LD50（半数致死量）等指标来评估物质的毒性。
2.慢性毒性实验：将小鼠长期接触一定浓度的物质，观察其对小鼠生理和行为的长期影响。
常用的实验方法包括饮水或饮食添加剂量法、慢性面毒研究等。
3.细胞培养和移植：通过培养小鼠的细胞，观察其在体外的生长和变化。
可以进行细胞增殖、凋亡、分化等方面的研究。
此外，还可以将小鼠的细胞或组织移植到其他物种中，进行异种移植实验。
4.基因改良和基因敲除：通过基因工程技术，改变小鼠基因组的特定基因，观察其对小鼠生理和行为的影响。
小鼠灌注固定实验报告
一、实验目的1. 掌握小鼠灌注固定技术的基本原理和操作方法。
2. 了解灌注固定对组织学研究的意义。
3. 提高实验操作的熟练度和规范性。
二、实验原理灌注固定是利用动物自身的循环系统，将固定液输送到全身各个器官和组织，使组织得到均匀固定，以便于后续的组织学研究和病理学诊断。
本实验采用心脏灌注固定法，通过将固定液直接注入心脏，使固定液在短时间内迅速流经全身，实现快速、均匀的固定效果。
三、实验材料1. 实验动物：成年健康小鼠（体重约20-25g）。
2. 试剂：2%戊巴比妥钠麻醉剂、生理盐水、4%多聚甲醛固定液、肝素钠。
3. 用具：注射器（10ml）、头皮针、手术剪、眼科剪、止血钳、手术刀片、镊子、剪刀、解剖板、剪刀、手术剪、注射器、生理盐水、固定液、酒精、棉球等。
四、实验步骤1. 麻醉：将小鼠用2%戊巴比妥钠进行腹腔注射，剂量为0.0046ml/g（按体重），待小鼠麻醉后固定在解剖板上。
2. 开胸：在胸部左侧进行手术，剪开皮肤、肌肉和肋骨，暴露心脏。
3. 灌注：将头皮针插入心脏，通过心脏将固定液（4%多聚甲醛）注入小鼠体内。
灌注量约为20-30ml，灌注速度控制在每分钟2-3ml。
4. 固定：将小鼠放入固定液中浸泡，浸泡时间为4-6小时。
5. 取材：取出固定好的小鼠，去除皮肤、肌肉等非研究组织，取所需研究部位的组织。
6. 固定：将取出的组织放入固定液中，继续固定24小时。
7. 石蜡包埋：将固定好的组织进行石蜡包埋，切片。
8. 染色：将切片进行染色处理，如苏木精-伊红染色。
9. 观察：在显微镜下观察组织切片，分析实验结果。
五、实验结果通过小鼠灌注固定实验，成功固定了小鼠的组织，并进行了切片、染色和观察。
实验结果显示，组织结构清晰，细胞形态良好，为后续的组织学研究提供了良好的材料。
六、实验讨论1. 灌注固定是组织学研究的重要技术之一，能够保证组织结构的完整性和细胞形态的清晰度。
2. 本实验采用心脏灌注固定法，操作简便，固定效果良好。
小鼠光遗传 实验方法
小鼠光遗传实验方法
光遗传学实验方法是一种利用光来控制特定神经元活动的技术，通常在动物模型如小鼠中进行。
以下是进行小鼠光遗传实验的一般步骤：
1. 准备实验动物：选择适当的转基因小鼠，通常是通过基因工程技术将光敏蛋白基因导入小鼠的基因组中，以实现神经元的可光控性。
2. 显微镜观察和光纤放置：在实验开始前，使用显微镜观察小鼠的大脑结构，确定光纤放置的位置。
光纤的作用是将外部激光器发出的光传输到小鼠的大脑中。
3. 光纤植入：将光纤通过小鼠的颅骨和硬脑膜植入到目标大脑区域中，通常选择对目标神经元有高表达光敏蛋白的区域。
4. 行为训练：在小鼠植入光纤后，对其进行适当的行为训练，以适应实验操作。
这可能包括训练小鼠在特定的实验箱内活动，或者训练其执行特定的任务。
5. 实验操作：在实验过程中，使用激光器发出的特定波长的光来激活或抑制目标神经元的活动。
这可以通过控制光纤中的光强和照射时间来实现。
6. 数据记录和分析：使用专门的记录设备，记录小鼠在光遗传刺激下的行为和生理变化。
这些数据将被用于分析光遗传刺激对神经元活动和动物行为的影响。
7. 结果解释与结论：分析实验结果，确定光遗传刺激对神经元和动物行为的具体影响。
根据这些结果，得出相应的结论，并解释其意义。
请注意，这只是一个概述性的步骤，具体的实验过程可能会因研究目标、实验条件和研究设计而有所不同。
在进行光遗传学实验时，应遵循相关伦理和法规的要求，确保实验的合理性和合法性。
小鼠活体成像实验步骤
小鼠活体成像实验步骤引言小鼠活体成像是一种非侵入性的技术，可以用于研究小鼠的生理和疾病过程。
该技术结合了光学、荧光和成像学等多种技术，通过对小鼠进行荧光成像或生物发光实验，可以观察和定量评估小鼠内部器官的功能和病变情况。
本文将介绍小鼠活体成像实验的步骤和常用技术。
实验步骤步骤一：准备工作在进行小鼠活体成像实验前，需要进行一些准备工作：1.小鼠选择：选择适合实验的小鼠株系和个体。
要考虑小鼠的年龄、性别、体重等因素。
2.药物和探针准备：根据实验需求选择合适的药物和探针，并按照说明书进行准备。
3.仪器和设备准备：确保实验所需的成像仪器和设备正常工作，如荧光显微镜、全身小动物成像仪等。
4.实验环境准备：保持实验环境的清洁和稳定，控制温度、湿度和光照等因素。
步骤二：小鼠麻醉和固定1.麻醉小鼠：根据实验需求选择适当的麻醉方法。
常用的麻醉方法有全身麻醉和局部麻醉。
全身麻醉常用的药物包括异氟醚、七氟醚等；局部麻醉常用的药物包括利多卡因等。
根据药物的剂量和给药途径麻醉小鼠。
2.固定小鼠：将麻醉后的小鼠固定在成像台上，可使用专用的小动物固定装置。
固定小鼠的目的是为了减少动物活动对成像结果的影响。
步骤三：探针给药和荧光探针成像1.探针给药：根据实验需求选择适当的荧光探针，并根据药物说明书的建议给予小鼠给药。
常用的探针有荧光染料、荧光蛋白等。
探针给药的剂量和给药途径根据实验需要确定。
2.荧光探针成像：根据实验需求选择合适的成像仪器和设备进行荧光探针成像。
常用的成像仪器有荧光显微镜、全身小动物成像仪等。
根据实验要求选择合适的成像方式，如单光子或多光子成像。
步骤四：数据分析和结果呈现1.数据分析：将荧光成像得到的数据导入相应的数据分析软件进行分析。
根据实验目的和假设选择合适的统计方法和分析技术，如图像分割、定量分析等。
将得到的荧光信号定量化，得到所需的数据结果。
2.结果呈现：根据数据分析得到的结果，可以使用图表、统计分析等方式进行结果呈现。
动物实验报告
实验动物学实验报告学院：学号：姓名时间：实验一：小鼠实验一、实验目的1、掌握小鼠抓取、固定的基本方法；2、掌握小鼠的雌雄鉴别方法；3、掌握小鼠的标记方法；4、掌握小鼠的基本采血技术；5、掌握小鼠的常用给药方法；6、掌握小鼠的解剖方法;熟悉内部脏器的自然位置；二、实验材料1、实验动物：每组两只雌鼠;两只雄鼠；2、实验器械及试剂：鼠笼；小鼠固定器和小鼠固定板；眼科剪；眼科镊；解剖刀；1ml注射器；毛细玻璃管；灌胃针；苦味酸染料；葡萄糖液；2%水合氯醛；三、实验内容及方法1、小鼠的抓取和固定抓取时先用右手抓取鼠尾提起;置于鼠笼或实验台向后拉;在其向前爬行时;用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤;将鼠体置于左手心中;把后肢拉直;以无名指按住鼠尾;小指按住后腿即可..这种在手中固定方式;能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作..2、小鼠的雌雄鉴别雄鼠的阴囊明显;雄鼠可见阴道开口和五对乳头..幼鼠或仔鼠则主要从外生殖器与肛门的距离判定;近者为雌;远者为雄..另外;雌鼠肛门和生殖器之间有一无毛小沟;而雄鼠则在肛门和生殖器之间长毛..3、小鼠的标记方法1耳孔法用耳号钳在耳上打洞或者用剪刀在耳边缘剪缺口;左耳为十位;右耳为个位..2剪趾法适用于出生一周以内新生仔鼠；3染色法用毛笔将苦味酸涂在动物的不同部位;注意逆着毛发生长方向刷..4、小鼠的基本采血1剪尾采血当所需血量很少时采用本法..固定动物并历出鼠尾;将鼠尾在45℃温水中浸泡数分钟;也可用酒精棉球涂擦;使局新血管扩张..将鼠尾擦干;再用刀片剪去1-2mm;让血液滴入盛器或直接用吸取;同时自尾根部向尾尖按摩..取血后;先用棉球压迫止血并立即用6％液体火棉胶涂于尾巴伤口处;使伤口外结一层火棉胶薄膜;保护伤口..也可采用切割尾静脉的方法采血;三根尾势脉可交替切割;并自尾尖向尾根方向切割;每次可取0.2～0.3ml血;切割后用棉球压迫止血..这种采血方法在大鼠进行较好;可以较长的间隔时间连续取血;进行血常规检查..2眼眶后静脉丛取血当需中等量的血液;而又需避免动物死亡时采用此法..用左手固定鼠;尽量捏紧头部皮肤;使头固定;并轻轻向下压迫颈部两侧;引起头部静脉血液回流困难;使眼球充分外突示眼眶后静脉丛充血;右手持毛细玻璃管;沿内眦眼眶后壁向喉头方向旋转刺入..刺入深度小鼠2～3mm..当感到有阻力时再稍后退;保持水平位;稍加吸引;由于血压的关系;血液即流人玻璃管中..得到所需的血量后;拨出毛细管..若手法恰当;小鼠约可采血0.2～0.3ml..3心脏取血动物仰卧固定在固定板上;剪去心前区部位的被毛;用碘酒酒精消毒皮肤..在左侧第3～4肋间;用左手食指摸到心搏处;右手取连有4～5号针头的注射器;选择心搏最强处穿刺;当针刺入心脏时;血液由于心脏跳动的力量自动进人注射器..此法要求实验者掌握以下要点：要迅速而直接插入心脏;否则;心脏将从针尖处滑脱；如第一次没刺准;将针头抽出重刺;不要在心脏周围乱探;以免损伤心、肺；要缓慢而稳定的抽吸;否则;太多的真空反而使心脏塌陷..若不需保留动物生命时;也可麻醉后切开动物胸部;将注射器直接刺人心脏抽吸血液..5、小鼠的常用给药方法1经口给药：小鼠灌胃左手抓住鼠背部及颈部皮肤将动物固定;右手持灌胃针;将灌胃针插入动物口中;沿咽后壁徐徐插入食道..动物应固定成垂直体位;针插入时应无阻力..若感到阻力或动物挣扎时;应立即停止进针或将针拔出;以兔损伤或穿破食道以及误入气管..一般当灌胃针插入小鼠3~4cm;常用的灌胃量小鼠为0.2~1ml；2皮下注射给药皮下注射给药部位以颈部三角区最佳..操作时;常规消毒注射部位皮肤;然后将皮肤提起;注射针头取一钝角角度刺入皮下;把针头轻轻向左右摆动;易摆动则表示已刺入皮下;再轻轻抽吸;如无回血;可缓慢地将药物注入皮下..拔针时左手拇、食指捏住进针部位片刻;以防止药物外漏..3肌肉注射给药小鼠体积小;肌肉少;很少采用肌肉注射..当给小鼠注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时;采用肌肉注射..操作时1人保定小鼠;另一人用左手抓住小鼠的1条后肢;右手拿注射器..将注射器与半腱肌呈90°角迅速插入1/4;注入药液.用药量不超过0.1ml/10g体重..4腹腔注射给药左左手提起并固定小鼠;使鼠腹部朝上;鼠头略低于尾部;右手持注射器将针头在下腹部靠近腹白线的两恻进行穿刺;针头刺入皮肤后进针3nm左右;接着使注射针头与皮肤呈45°角刺入腹肌;穿过腹肌进入腹膜腔;当针尖穿过腹肌进入腹膜腔后抵抗感消失..固定针头;保持针尖不动;回抽针栓;如无回血、肠液和尿液后即可注射药液..5尾静脉注射给药鼠尾静脉有两根;左右两侧各一根..操作时先将动物固定在鼠筒内或扣在中;使尾巴露出;尾部用45～50℃的温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张;并可使表皮角质软化;以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧;使静脉充盈;用中指从下面托起尾巴;以无名指和小指夹住尾巴的末梢;右手持注射器;使针头与静脉平行小于30℃;从尾下四分之一处约距尾尖2-3厘米处进针;此处皮薄易于刺入;先缓注少量药液;如无阻力;表示针头已进入静脉;可继续注入..注射完毕后把尾部向注射侧弯曲以止血..如需反复注射;应尽可能从末端开始;以后向尾根部方向移动注射..动进入注射器..6、小鼠的解剖将小鼠放在解剖盘上;用大头针将四肢固定在解剖盘上..用酒精棉球将小鼠腹部的皮肤消毒.. 用手术剪沿腹中线将小鼠的腹部和胸部的皮肤剪开;然后用手术剪将腹腔和胸腔剪开;仔细观察小鼠腹腔和胸腔的各内脏器官..内部脏器观察1肺：分左右两叶;右肺分为四叶;左肺为一整叶..2心脏：呈圆锥状;位于近胸骨端;心尖位于第四肋间..3肝：附于隔上;呈暗褐色;分5叶..4胃：分贲门、幽门、胃底及胃体..5肠：分小肠和大肠..小肠包括回肠、空肠和十二指肠..6脾：脾斜卧在胃的左侧;呈暗红色;长条扁平状..7胰：在十二指肠附近;呈粉红色..8肾：右肾比左肾位置稍高;肾脏前方有肾上腺;每肾内侧各有一根输尿管;开口于膀胱背侧..9卵巢和子宫：卵巢形似绿豆状;粉红色;左右各一;位于肾脏下方..小鼠为双角子宫;为Y字形..10睾丸：小鼠睾丸有一对;幼年时睾丸位于腹腔内;性成熟后则下降至阴囊内..实验二：大鼠实验一、实验目的1、掌握大鼠抓取、固定的基本方法；2、掌握大鼠的雌雄鉴别方法；3、掌握大鼠的标记方法；4、掌握大鼠的基本采血技术尾静脉采血、心脏釆血、腹主动脉采血；5、掌握大鼠的常用给药方法灌胃、腹腔注射、尾静脉注射、皮下注射、皮内注射、麻醉；6、掌握大鼠的解剖方法;熟悉内部脏器的自然位置；二、实验材料1、实验动物：每组SD大鼠2只1雌1雄；2、实验器械及试剂：鼠笼、大鼠固定器、大鼠固定板、1ml注射器、5ml注射器、眼科剪、弯头镊、灌胃针、10%水合氯醛、生理盐水；三、实验内容及步骤1.抓取和固定右手从鼠笼将大鼠尾巴上段抓住并提起;放在鼠笼上部..轻轻向后拉鼠尾;大鼠向前挣脱时;用左手拇指和食指抓住两耳后和劲部大部分皮肤..其余手指及掌心夹住背部和尾部;将大鼠尾巴钩绕于小指上;将尾巴固定..注意不要用力过大使大鼠窒息死亡..2.性别鉴定成年雄鼠的睾丸沉降至阴囊中;故其阴囊明显;成年雌鼠可见阴道开口和乳头;幼鼠或仔鼠则主要从外生殖器与肛门的距离判定;雄性：距离长;毛发密和其他部位一样;雌性：距离短;毛发稀疏..3.给药1灌胃:将注射器装入药物溶液;装上灌胃针..抓取固定大鼠后;使大鼠头部朝上;从大鼠口角一侧进针;沿咽后壁缓缓插入食道..若感到巨大阻力或动物挣扎时;应立即停止进针或将针拔出;以免损伤或穿破食道以及误入气管..一般当灌胃针插入大鼠4~5cm;常用的灌胃量大鼠为0.5~1ml；若药物灌入肺中;大鼠死亡..2腹腔注射：左手固定大鼠后;右手持针;45度沿腹白线两侧进针;刺入腹肌;穿过腹肌进入腹膜腔;当针尖穿过腹肌进入腹膜腔后有落空感..针头刺入皮肤后进针3nm左右;将注射针头朝上;减少与皮肤间的倾斜角度;继续进针..固定针头;保持针尖不动;回抽针栓;如无回血、肠液和尿液后即可注射药液..3尾静脉注射：鼠尾静脉有两根;左右两侧各一根..操作时先将动物固定在鼠筒内;使其尾巴露出;尾部用45～50℃的温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张;并可使表皮角质软化;以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧;使静脉充盈;用中指从下面托起尾巴;以无名指和小指夹住尾巴的末梢;右手持注射器;使针头与静脉平行小于30℃;从尾上三分之一处进针;此处皮薄易于刺入;回抽出血液后;表示针头已进入静脉;可缓慢将药物注入小鼠尾静脉中..注射完毕后用干棉球压迫尾部向注射以止血..如需反复注射;应尽可能从末端开始;以后向尾根部方向移动注射..切勿从后3/1处注射;此处大鼠易发生断尾现象..4皮下注射：将大鼠以俯卧位固定;将腹部皮肤去毛后;左手拇指和食指捏住腹部皮肤;右手持针沿纵轴方向刺入皮下;进针时感觉有阻力;继续刺入后突然阻力消失;判断针头可活动后注射入药液..注射成功后可见一个小丘状隆起;经过段时间后注射入的药物可被吸收..5皮内注射：小鼠以俯卧位固定;将腹部皮肤去毛后;左手拇指和食指捏住腹部皮肤;右手持针沿皮肤平行方向刺入捏住的皮肤;注射药液..若感觉注射时有阻力;注射部位局部形成光亮泛白的皮丘即为注射成功..为避免药液流出;停留片刻后将针头拔出;用干棉球按压针孔..4.麻醉：抓取固定大鼠后;通过腹腔注射的方式按10%水合氯醛2ml/kg的用量将适量的麻醉剂注射如大鼠体内;等待几分钟后观察大鼠反应..若大鼠行动迟缓或几乎不动为麻醉成功..若注射过量麻醉剂会造成大鼠死亡..5.釆血1尾静脉采血先将大鼠固定在鼠筒内;使其尾巴露出;尾部用45～50℃的温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张;并可使表皮角质软化;以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧;使静脉充盈;用中指从下面托起尾巴;以无名指和小指夹住尾巴的末梢;右手持注射器;使针头与静脉平行小于30℃;从尾上三分之一处进针;此处皮薄易于刺入;回抽出血液后继续采集血液;每次0.1ml..2心脏釆血：将麻醉后的小鼠以仰卧位放置;用指腹触摸观察确定小鼠心脏的位置为搏动为剧烈处..右手持注射器;左手在左侧固定心脏;针头紧贴剑突下以30度角向前刺入2.5cm左右;边进针边回抽针管;可见血液借心脏搏动的力量进入注射器内..此时固定针管及心脏的位置;继续采血..采血完成后拔出针头;用干棉球按压住针头的位置..每次采血量可达2~3ml..3腹主动脉采血：将大鼠麻醉固定后;用手术剪沿腹正中线剪开腹腔;将腹主动脉充分暴露后腹主动脉与腹主静脉伴行;紧贴脊柱;右手持注射器;针尖斜面朝下;入针角度约25~30度;朝向心端方向刺入;深度以5mm左右为宜;抽吸血液;若观察到针管中血液为鲜红色即为进针成功;继续采血..一般体重200~300g大鼠可采集血液8~10ml;采样过程迅速..6.大鼠解剖；将大鼠麻醉后放至在解大鼠固定板上;仰位放置;充分暴露颈部、胸部和腹部..用酒精棉球将小鼠腹部的皮肤消毒.. 用手术剪沿腹中线将小鼠的腹部和胸部的皮肤剪开;然后用手术剪将腹腔和胸腔剪开;仔细观察小鼠腹腔和胸腔的各内脏器官..内部脏器观察：1肺：分左右两叶;右肺分为四叶;左肺为一整叶..2心脏：呈圆锥状;位于近胸骨端;心尖位于第六肋间..乳白色胸腺附于主动脉弓前部..3肝：紧邻隔下;呈暗褐色;分7叶;无胆囊..4胃：分贲门、幽门、胃底及胃体..5肠：分小肠和大肠..小肠包括回肠、空肠和十二指肠..6脾：脾斜卧在胃的左侧;呈深红色;长条扁平状..7胰：在十二指肠附近;不规则状且呈粉红色;与脂肪相似但颜色不同..8肾：为黄豆大小;右肾比左肾位置稍高;肾脏前方有肾上腺米粒大小;每肾内侧各有一根输尿管;开口于膀胱背侧..9卵巢和子宫：在肾脏前方见肉色带有颗粒样突起的腺体为卵巢;两侧卵巢下方各连有一条输卵管;输卵管连接于下方子宫;两侧子宫结合形成“V”字形;经阴道开口于体外..10睾丸：小鼠睾丸有一对;幼年时睾丸位于腹腔内;性成熟后则下降至阴囊内..11颌下腺：打开颈部皮肤后在口腔底部可见两对椭圆形暗红色腺体为颌下腺..实验三：豚鼠、家兔的基本实验操作一、实验目的通过实际操作;掌握豚鼠和家兔的一般操作方法;包括豚鼠的抓取和固定、性别鉴定、灌胃、腹腔注射、心脏釆血、豚鼠解剖；家兔的抓取和固定、性别鉴定、耳缘静脉采血、耳缘静脉注射、耳缘静脉空气栓塞法注射、家兔解剖;了解豚鼠和家兔的各脏器解剖学位置..二、实验材料1、实验动物：豚鼠1只雌性、家兔1只雄性2、实验器械及试剂：鼠笼、鼠板、家兔固定器、兔板、头皮针、5ml注射器、眼科剪、弯头镊、导尿管、10%水合氯醛、生理盐水、手术剪、三、实验步骤1、豚鼠的抓取和固定豚鼠的抓取和固定：左手拇指和食指抓住豚鼠两耳后和颈部大部分皮肤..其余手指及掌心夹住背部和尾部;豚鼠四肢不会阻碍实验操作即为抓取固定成功;注意不要用力过大使豚鼠窒息死亡..2、豚鼠性别鉴定将豚鼠抓取固定后使其腹面朝上;用手按压豚鼠的会阴部;观察是否有阴茎出现即可判断雌雄..雄性豚鼠可观察到阴茎;雌性豚鼠可观察到会阴部..3、豚鼠麻醉左手抓取固定豚鼠后使其腹面朝上;右手持针;于豚鼠腹部呈30度沿腹白线两侧进针;刺入腹肌;穿过腹肌进入腹膜腔;当针尖穿过腹肌进入腹膜腔后有落空感..针头刺入皮肤后进针3nm左右;将注射针头朝上;减少与皮肤间的倾斜角度;继续进针..固定针头;保持针尖不动;回抽针栓;如无回血、肠液和尿液后即可注射麻醉剂按10%水合氯醛4ml/kg的用量;豚鼠体重260g;故需注射1.1ml10%水合氯醛..将适量的麻醉剂注射入豚鼠体内;等待几分钟后观察豚鼠反应..若豚鼠全身瘫软几乎不动为麻醉成功..若注射过量麻醉剂易造成豚鼠死亡.. 4、豚鼠心脏釆血将麻醉后的豚鼠以仰卧位放置;用指腹触摸观察确定豚鼠心脏的位置为搏动为剧烈处;通常在胸骨左缘..右手持注射器;左手在左侧固定心脏;在三四肋间进针以30度角向左上刺入2.5cm左右;边进针边回抽针管;可见血液借心脏搏动的力量进入注射器内..此时固定针管及心脏的位置;继续采血..采血完成后拔出针头;用干棉球按压住针头的位置..每次采血量可达4~5ml..5、豚鼠解剖将通过心脏采血处死后的豚鼠放至在鼠板上;仰卧位放置;充分暴露颈部、胸部和腹部..用酒精棉球将豚鼠腹部的皮肤消毒.. 用手术剪沿腹中线将豚鼠腹部和胸部的皮肤剪开;然后用手术剪将腹腔和胸腔剪开;仔细观察豚鼠腹腔和胸腔的各内脏器官..内部脏器观察：1肺：共七叶;右肺四叶;左肺三叶；2心脏：呈圆锥状;位于近胸骨端;心尖位于第六肋间..乳白色胸腺附于主动脉弓前部；3肝：紧邻隔下;呈暗红色;分四个主叶和四个小叶;可见一光亮的胆囊附着于肝下；4胃：分两部;贲门部和幽门部;胃容量约20-30g；5肠：分小肠和大肠..小肠包括回肠、空肠和十二指肠;大肠包括结肠、盲肠和直肠..盲肠特别发达;占腹腔容积的1/3;占体重的15%；6脾：脾斜卧在胃的左侧;呈深红色;长条扁平状；7胰：一端紧贴脾脏;一端邻近十二指肠;不规则状且呈粉红色；8肾：为黄豆大小;右肾比左肾位置稍高;肾脏前方有肾上腺米粒大小;每肾内侧各有一根输尿管;开口于膀胱背侧；9卵巢和子宫：在肾脏前方见肉色带有颗粒样突起的腺体为卵巢;两侧卵巢下方各连有一条输卵管;输卵管连接于下方子宫;两侧子宫结合形成“V”字形;经阴道开口于体外.. 6、家兔的抓取和固定自笼内取出时;用手抓住家兔颈部被毛与皮肤;另一手托住其臀部;将其中心承托在掌上..切忌强提兔耳或某一肢体..用兔盒将家兔的头部及四肢固定;使其头部无法向后缩即为固定成功..7、家兔的性别鉴定家兔的性别鉴定类似于豚鼠的性别鉴定..将家兔抓取后使其腹面朝上;用手按压家兔的会阴部;观察是否有阴茎出现即可判断雌雄..雄性家兔可观察到阴茎;雌性家兔可观察到会阴部..8、家兔耳缘静脉采血用兔盒固定家兔后;先拔去耳缘静脉注射部位的被毛;用手指轻弹兔耳使静脉充盈..或者用酒精棉擦拭耳缘静脉注射区使静脉充盈后;左手食指与中指夹住静脉的近心端;阻止静脉回流;用拇指和无名指固定耳缘静脉远心端;右手持5ml注射器从远端刺入;然后移动左手拇指固定针头;回抽注射器;若有血液进去注射器即为采血成功;继续缓慢采血..一次最多可采5ml..9、家兔灌胃给药兔灌胃系用导尿管配以一根粗的棉绳;用棉绳固定家兔开口;将导尿管从家兔牙齿外侧缓慢沿上颚插入食道..插入约导尿管的2/3的位置..回抽针管;观察到无气体进去针管后注射药物..灌胃完毕后先取出导尿管后松开棉绳..10、家兔麻醉以耳缘静脉采血的方式在耳缘静脉处进针;回抽针管后若有回血;则可将适量麻醉剂按10%水合氯醛4ml/kg的用量..将适量的麻醉剂注射入家兔体内;等待几分钟后观察家兔反应..若家兔全身瘫软几乎不动为麻醉成功..11、家兔处死空气栓塞法以耳缘静脉采血的方式在耳缘静脉处进针;向耳缘静脉中注入一定量的空气5ml即可;使之发生空气栓塞而致死..观察到注入空气的家兔挣扎了两下后瞳孔扩散..12、家兔解剖将通过空气栓塞法处死后的家兔放至在兔板上;仰卧位放置;充分暴露颈部、胸部和腹部..用水将家兔的胸腹部的被毛充分润湿.. 用手术剪沿腹中线将家兔腹部和胸部的皮肤剪开;然后用手术剪将腹腔和胸腔打开;仔细观察家兔腹腔和胸腔的各内脏器官..内部脏器观察：1肺：共七叶;右肺四叶;左肺三叶..胸腔中间有纵膈将胸腔分为左右两部;互不相通..2心脏：呈圆锥状;位于近胸骨端;由左心房、左心室、右心房、右心室组成..3肝：紧邻隔下;呈暗红色;可见一墨绿色的胆囊附着于肝下..4胃：分两部;贲门部和幽门部..5肠：分小肠和大肠;其总长度为体长的10倍..盲肠非常大;长约0.5米..在回肠和盲肠相接处膨大呈一个后壁;呈圆形;为圆小囊..6脾：脾斜卧在胃的左侧;呈深红色;长条扁平状..7胰：一端紧贴脾脏;一端邻近十二指肠;为分布零散而不规则状且呈粉红色;与脂肪相似但颜色不同..8肾：为扁豆大小;右肾比左肾位置稍高;肾脏前方有肾上腺米粒大小;每肾内侧各有一根输尿管;开口于膀胱背侧..9雄兔睾丸下降到阴囊;两侧阴囊为乳白色..实验四：孕鼠剖腹取胎、近交系小鼠皮肤移植及小鼠卵巢和睾丸切除手术技巧操作一、实验目的1、小鼠的睾丸及卵巢切除是目前实验动物手术操作中最基础的技巧;要求初步掌握手术操作的基本流程、术中的细节及了解术后护理；2、掌握尾尾直皮的操作方法；3、通过实际操作;了解通过剖腹取胎术得到幼鼠的基本原理、操作和用途；二、实验材料1、实验动物：试验用孕鼠、清洁级小鼠雌雄各一只；2、实验器械与试剂：鼠笼、鼠板、5ml注射器、眼科剪、弯头镊、10%水合氯醛、手术剪、干棉球、酒精棉球；三、实验内容1、小鼠的睾丸切除手术小鼠常规麻醉;采用俯仰卧位;置于固定台上..尿道口上5mm处脱毛;常规消毒..在腹白线左或右2-3mm处平行于腹白线开一个5-8mm手术口直达腹腔..进入腹腔可见包裹在睾丸周围的脂肪组织..将脂肪组织拉至腹腔;分离附睾并结扎相关血管;即可切除睾丸..将腹膜与肌层一起缝合;缝合皮肤..2、小鼠卵巢切除手术小鼠卵巢切除术多采用背部切口..小鼠常规麻醉;采用俯卧或侧卧位;置于固定台上;以肋下0.5cm;脊柱处1cm为中心剪除或拔出长毛;常规消毒;切口约0.5cm;切开皮肤;一边扩张一边钝性分离;用眼科镊夹住创口看到的肌层;在离脊柱肋下剪开腰肌;长约0.5切口;立即可见两侧包绕卵巢的脂肪组织及紧密相连的子宫角;用弯镊带环镊轻轻夹住脂肪组织将其拉出创口;在子宫角上部及下部的输卵管的部位做两个结扎;结扎后用环形镊或眼科剪切断子宫角;将卵巢摘除;检查有无出血;把脂肪组织推回腹腔内;将腹膜与肌层一起缝合;缝合皮肤..背部切口创伤小;直观;视野清楚;易操作;不需牵拉其它脏器;手术时间短..3、近交系小鼠皮肤移植实验尾尾植皮法是在一组近郊系内;将小鼠尾部的皮肤轮换移植到另外一个小鼠的尾部..此方法一个可以同时做几只;省时间..而且有自体移植;可以用于鉴别植皮的脱落是排斥反应;还是手术失败造成的..麻醉动物;用75%的酒精棉球;消毒动物的尾部以及手术者的双手;随后用左手食指与中指夹住小鼠尾根;拇指与无名指夹紧鼠尾的尖部..右手用手术刀在尾皮上割一块长约0.75cm长的尾皮;刀口深度应露出白色的健;但又不割坏血管..这样即提供了一块供体植皮;又得到一处受体植床..取下皮片后;将皮片手术刀从右手方向转到左手方向;这样皮片也就旋转了180度;使皮片上的毛与尾部的毛长向相反;然后用眼科镊将植皮镶嵌到异体的尾部植床上;用滤纸轻轻地来回按几下皮片;使其尽可能紧贴在上面;本次实验由于时间限制;不进行结果观察..4、孕鼠剖腹取胎实验1以颈椎脱臼法将孕鼠处死后;取仰卧位固定小鼠于动物固定板上;暴露腹部手术部位进行酒精消毒；注意处死动作要快;勿用力按压腹部;防止胎儿受损..。
动物实验报告
实验一大、小鼠的基本实验操作一、实验目的:通过实际操作，掌握大、小鼠的一般操作方法，包括大、小鼠的抓取和固定、性别鉴定、给药、采血.二、实验动物：昆明小鼠4只（2雌2雄)、大鼠4只（2雌2雄）、灌胃器2个、注射器4个、酒精、棉球、生理盐水、小鼠固定器1个、大鼠固定器1个。
三、实验步骤1、抓取和固定1.1抓取：左手抓小鼠的尾根部1.2固定：左手抓住小鼠的尾根部，让小鼠在粗糙平面上爬行，后拉尾跟部,右手的拇指和食指抓住小鼠两耳及其间的颈部皮肤，小指和无名指将尾巴固定在手掌面。
1.3同样操作将大鼠抓取和固定2、性别鉴定：2.1抓取和固定小鼠3.2观察肛门与生殖器间的距离和二者之间的毛发。
雄性：距离长,毛发密（和其他部位一样）;雌性：距离短，毛发稀疏.4.3同样鉴别方法，重复鉴别大鼠。
5.给药5.1.灌胃法3.1.1按正确方法用左手抓取和固定小鼠，使腹部朝上,颈部拉直。
3.1.2固定后，右手持持接灌胃针的注射器吸取药液（或事先将药液吸好），将针头从口角插入口腔内，然后用灌胃针头压其头部，使口腔与食管成一直线，再将灌胃针头沿上腭壁轻轻进入，转动针头刺激动物吞咽，然后沿咽后壁慢慢插入食道。
3.1.3当感觉有落空感时表明灌胃针可能进入胃内，向外抽动注射器活塞，感觉有负压,此时可将药液灌入。
3.1。
3用大鼠重复同样操作5.2.注射给药5.3.1皮下注射5.3.1.1用左手拇指和食指轻轻提起动物颈后肩胛间皮肤，3.2.1。
2右手持注射器，使针头水平刺入皮下，针头能自由拨动无牵阻，推送药液时注射部位隆起。
拨针时，以手指捏住针刺部位3。
2。
1.3用大鼠重复同样操作5.4.2腹腔注射5.4.1.1以左手固定小鼠，使腹部向上，5.4.2.2右手持注射器从下腹两侧向头方刺入皮下，针头稍向前，再将注射器沿 45角斜向穿过腹肌进入腹腔，此时有落空感,回抽无回血或尿液，即可注入药液。
5.4.3.3用大鼠重复同样操作5.5.3尾静脉注射5.5.1.1先将动物固定在暴露尾部的固定器内，5.5.2.2用 75％酒精棉球反复擦拭尾部使血管扩张，5.5.3.3以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，用中指从下面托起鼠,右手持注射器，使针头尽量采取与尾部平行的角度进针，从尾末端处刺入.5.5.4.4注入药液，无阻力，表示针头已进入静脉,注射后把尾部向注射侧弯曲,或拔针后随即以干棉球按住注射部位以止血。
鼠实验基本技术实验报告
一、实验目的本次实验旨在学习并掌握毒理学实验中有关动物实验的基本操作技术，具体包括：1. 熟悉健康小鼠的外观检查方法、性别鉴定、捉拿和固定方法。
2. 掌握小鼠灌胃给药与腹腔注射给药的技术。
3. 了解小鼠颈椎脱臼法处死方法、小鼠脏器系数的概念及其测定方法、病理学意义。
4. 熟悉小鼠的标记、解剖步骤及正常脏器观察。
5. 了解实验动物的被毛去除方法、粪尿收集、血液样本采集方法。
二、实验材料和器材动物：小鼠器材：- 鼠笼- 天平- 注射器- 灌胃针- 止血钳- 手术剪- 平皿- 托盘- 烧杯若干三、实验方法1. 对小鼠进行观察：- 观察指标：小鼠的体型、发育情况；毛发是否清洁浓密有光泽，是否顺贴不蓬乱；行动是否迅速，反应是否灵敏；眼睛是否明亮有神，瞳孔是否清晰等圆；天然孔道是否干净、有无分泌物。
2. 小鼠捉拿：- 右手提起鼠尾，放在鼠笼盖或其他粗糙面上，向后方轻拉，使小白鼠将前肢固定于粗糙面上。
- 迅速用左手拇指和食指捏住小白鼠颈背部皮肤，并以小指与手掌尺侧夹持其尾根部，固定于手中。
3. 小鼠性别鉴定：- 观察肛门与生殖器之间的距离。
雄性大鼠的距离较大，雌性的距离较小。
- 成年雄鼠尾部可见睾丸，成年雌鼠可见乳头。
4. 小鼠称重：- 打开电子天平，待读数显示稳定后，将平皿置于天平上，去皮。
- 将小鼠置于平皿中，待读数稳定后记录其体重。
5. 小鼠灌胃给药：- 将小鼠固定在实验台上，用灌胃针将药物缓慢注入小鼠口腔，直至药物完全灌入。
6. 小鼠腹腔注射给药：- 用手术剪在小鼠腹部剪一个小口，用注射器将药物注入腹腔。
7. 小鼠颈椎脱臼法处死：- 将小鼠固定在实验台上，用一只手握住小鼠的头部，另一只手握住小鼠的尾部，使小鼠呈弓形。
- 用力拉扯小鼠的头部和尾部，使颈椎脱臼，导致小鼠死亡。
8. 小鼠脏器系数的测定：- 处死小鼠后，取出其心脏、肝脏、肾脏等脏器，用天平称重。
- 计算脏器系数：脏器重量（g）/体重（g）× 100%。
小鼠日常培养实验报告(3篇)
第1篇一、实验目的1. 了解小鼠的生物学特性及其对实验环境的要求。
2. 掌握小鼠的饲养管理方法，包括饲料、饮水、笼具、环境控制等。
3. 观察小鼠的生长发育状况，确保实验动物的健康和繁殖能力。
4. 学习实验动物饲养过程中的常见问题及处理方法。
二、实验原理小鼠作为实验动物，其饲养环境和管理条件对实验结果的准确性具有重要影响。
本实验旨在通过模拟实验室条件，对小鼠进行日常培养，观察其生长状况，确保实验动物的健康和繁殖能力。
三、实验材料1. 实验动物：清洁级昆明小鼠。
2. 实验笼具：金属网笼、塑料笼具、塑料饮水器、塑料食盆。
3. 饲料：颗粒饲料、维生素、矿物质添加剂。
4. 饮水：去离子水或蒸馏水。
5. 环境控制：温湿度控制器、紫外线消毒器。
四、实验方法1. 笼具准备：选用金属网笼和塑料笼具，笼底铺设吸水垫，确保笼内干燥。
2. 饲料准备：将颗粒饲料放入塑料食盆，添加适量维生素和矿物质添加剂。
3. 饮水准备：使用塑料饮水器，保证小鼠随时可以饮用去离子水或蒸馏水。
4. 环境控制：将实验笼具放置在温湿度控制室内，保持室温20～26℃，相对湿度50%～60%。
5. 紫外线消毒：定期使用紫外线消毒器对笼具、饮水器、食盆等进行消毒，防止病原微生物滋生。
6. 观察记录：每天观察小鼠的生长发育状况，包括体重、毛色、食欲、活动等，并做好记录。
五、实验结果与分析1. 小鼠生长发育状况：实验过程中，小鼠生长状况良好，体重逐渐增加，毛色光亮，食欲旺盛，活动自如。
2. 繁殖能力：在适宜的饲养条件下，小鼠繁殖能力较强，雌鼠平均产仔数在8～12只。
3. 常见问题及处理方法：- 食欲不振：检查饲料是否变质，及时更换新鲜饲料；调整饲料种类，满足小鼠营养需求。
- 腹泻：检查饮水是否清洁，及时更换；调整饲料成分，避免过量摄入脂肪和蛋白质。
- 皮肤病变：检查笼具是否清洁，及时更换笼垫；定期使用紫外线消毒器对笼具进行消毒。
- 呼吸道疾病：保持室内空气流通，避免过度拥挤；定期对笼具和饮水器进行消毒。
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• 二、实验用品 • 1ml注射器、5毫升注射器、针头、500毫升 1ml注射器、 毫升注射器、针头、500毫升 注射器 烧杯、手术剪、镊子、止血钳、灌胃针头、 烧杯、手术剪、镊子、止血钳、灌胃针头、 棉球、生理盐水、75%酒精等。 棉球、生理盐水、75%酒精等。 酒精等 • 三、实验材料及标本 18-22克小鼠（每人一只）。 18-22克小鼠（每人一只）。 克小鼠
• （六）处死法 • 1、断头处死法： 断头处死法： • 2、脊椎脱臼法： 脊椎脱臼法： • 3、击打法： 击打法： • 4、过量麻醉法： 过量麻醉法： • 5、放血法： 放血法：
实验要求： 实验要求： • 1、实习报告 • 2、实验结束后的清洁卫生
• （五）采血法 • 1、剪尾尖法： 剪尾尖法： • 2、切割尾静脉采血法： 切割尾静脉采血法：
小鼠剪尾采血
• 3、眼部采血： 眼部采血： • （1）眼眶后静脉窦采血 • （2）摘除眼球采血法： 摘除眼球采血法：
小鼠内眦采血
• 4、心脏采血法 • （1）穿刺法：每次采血量为0.5-0.6ml。 穿刺法：每次采血量为0.5-0.6ml。 0.5 • （2）开胸法 ： • 5、断头采血法 ：可采血0.8-1ml。 可采血0.8 1ml。 0.8-
• 四、实验内容及方法 • （一）小鼠抓取固定方法
小鼠保定技术
• （二）标记法 • 1、永久标记法： 永久标记法： • 2、短期标记法：也称染色标记法 。 短期标记法：
• （三）给药法 • （1）口服法： 口服法： • （2）强制灌胃法： 强制灌胃法：
小鼠灌胃
Hale Waihona Puke • 2、注射给药法 • （1）皮下注射给药法： 皮下注射给药法： • （2）皮内注射给药法： 皮内注射给药法： • （3）静脉注射给药法：剂量为0.05-0.1mg/10g体 静脉注射给药法：剂量为0.05-0.1mg/10g体 0.05 重。
小鼠皮下注射
小鼠尾静脉注射
• （4）腹腔注射给药法：小鼠的注射量为 腹腔注射给药法： 0.1-0.2毫升/10克 0.1-0.2毫升/10克 。 毫升/10 • （5）肌肉注射给药法： 肌肉注射给药法： • （6）脑内注射给药法： 脑内注射给药法：
小鼠腹腔注射
• （四）麻醉法 • 1、吸入麻醉法：常用麻醉剂为乙醚。 吸入麻醉法：常用麻醉剂为乙醚。 • 2、腹腔麻醉法：常用麻醉剂是戊巴比妥钠， 腹腔麻醉法：常用麻醉剂是戊巴比妥钠， 用生理盐水配成浓度为2%的溶液， 用生理盐水配成浓度为2%的溶液，用量为 2%的溶液 0.023毫升/10克体重。 0.023毫升/10克体重。 毫升/10克体重
小鼠实验的基本技术和方法
• 一、实验目的 • （一）掌握小鼠抓、取、固定的基本方法。 掌握小鼠抓、 小鼠抓 固定的基本方法。 • （二）熟悉鼠类的染色、标记的基本方法。 熟悉鼠类的染色、标记的基本方法。 鼠类的染色 • （三）掌握鼠类的给药、麻醉的基本操作技术和 掌握鼠类的给药、 鼠类的给药 方法。 方法。 • （四）熟练掌握小鼠基本采血技术和方法。 熟练掌握小鼠基本采血技术和方法。 掌握小鼠基本采血技术和方法