动物心梗实验设计方案
标准动物实验报告
实验名称：小鼠心肌梗死后心肌细胞凋亡检测实验目的：1. 观察心肌梗死后心肌细胞凋亡情况。
2. 分析心肌梗死后心肌细胞凋亡与心肌功能的关系。
3. 探讨心肌梗死后心肌细胞凋亡的干预策略。
实验材料：1. 实验动物：清洁级雄性C57BL/6小鼠，体重20-25g，购自XX动物实验中心。
2. 试剂：TUNEL试剂盒、DAPI染料、Trizol试剂、RT-PCR试剂盒、ELISA试剂盒等。
3. 仪器：显微镜、荧光显微镜、PCR仪、凝胶成像系统、酶标仪等。
实验方法：1. 实验分组：将小鼠随机分为正常组、心肌梗死组、干预组，每组10只。
2. 心肌梗死模型的建立：采用冠状动脉结扎法建立小鼠心肌梗死模型。
3. 心肌细胞凋亡检测：- TUNEL染色：取心肌组织，按TUNEL试剂盒说明书进行操作，观察心肌细胞凋亡情况。
- DAPI染色：取心肌组织，按DAPI染料说明书进行操作，观察心肌细胞核形态。
4. 心肌功能检测：- 心肌收缩力检测：采用Langendorff离体心脏灌流技术，记录心肌收缩力。
- 心肌细胞损伤程度检测：采用ELISA试剂盒检测心肌细胞损伤标志物（如肌酸激酶、乳酸脱氢酶等）。
5. 干预措施：干预组在心肌梗死模型建立后给予干预药物，观察心肌细胞凋亡及心肌功能的变化。
实验结果：1. TUNEL染色结果显示，心肌梗死组心肌细胞凋亡率显著高于正常组和干预组（P<0.05）。
2. DAPI染色结果显示，心肌梗死组心肌细胞核形态异常，较正常组和干预组明显增大、浓染。
3. 心肌收缩力检测结果显示，心肌梗死组心肌收缩力显著低于正常组和干预组（P<0.05）。
4. 心肌细胞损伤程度检测结果显示，心肌梗死组心肌细胞损伤标志物水平显著高于正常组和干预组（P<0.05）。
5. 干预组心肌细胞凋亡率、心肌细胞核形态、心肌收缩力及心肌细胞损伤标志物水平均显著低于心肌梗死组（P<0.05）。
讨论：本研究采用冠状动脉结扎法建立小鼠心肌梗死模型，通过TUNEL染色和DAPI染色检测心肌细胞凋亡情况，结果显示心肌梗死组心肌细胞凋亡率显著高于正常组和干预组，表明心肌梗死后心肌细胞凋亡是心肌损伤的重要机制。
动物实验报告格式范文
一、实验名称实验名称：小鼠心肌梗死后心肌细胞凋亡检测二、实验目的1. 了解心肌梗死后心肌细胞凋亡的发生机制。
2. 掌握检测心肌细胞凋亡的方法。
3. 分析心肌梗死后心肌细胞凋亡与心肌损伤程度的关系。
三、实验时间2023年10月25日四、实验地点实验室动物中心五、实验材料1. 实验动物：雄性SD大鼠，体重200-220g，由实验室动物中心提供。
2. 试剂与仪器：- TUNEL试剂盒（Roche公司）- DAB显色试剂盒（Sigma公司）- 脱氧核糖核酸酶（DNase）处理液- 柠檬酸缓冲液- 胶体金染色液- 显微镜- 光学显微镜- 恒温培养箱- 电子天平六、实验方法1. 实验分组：- 正常组：正常SD大鼠10只。
- 模型组：SD大鼠10只，采用结扎冠状动脉左前降支的方法制作心肌梗死模型。
- 干预组：SD大鼠10只，在结扎冠状动脉左前降支的同时，给予心肌梗死后心肌保护药物。
2. 心肌细胞凋亡检测：- 取实验大鼠心肌组织，按照TUNEL试剂盒说明书进行操作。
- 采用DAB显色试剂盒进行染色。
- 光学显微镜观察心肌细胞凋亡情况。
3. 数据分析：- 计算心肌细胞凋亡指数（AI）。
- 比较各组AI差异。
七、实验结果1. 正常组心肌细胞形态正常，无凋亡细胞。
2. 模型组心肌细胞出现明显凋亡，AI显著高于正常组（P<0.01）。
3. 干预组心肌细胞凋亡情况较模型组明显减轻，AI显著低于模型组（P<0.05）。
八、实验讨论1. 心肌梗死后心肌细胞凋亡是心肌损伤的重要原因之一。
2. 心肌梗死后心肌保护药物可以减轻心肌细胞凋亡，从而减轻心肌损伤。
3. 本实验结果表明，心肌梗死后心肌细胞凋亡与心肌损伤程度密切相关。
九、实验结论1. 心肌梗死后心肌细胞凋亡是心肌损伤的重要原因。
2. 心肌梗死后心肌保护药物可以减轻心肌细胞凋亡，从而减轻心肌损伤。
十、实验注意事项1. 实验操作过程中应严格无菌操作。
2. 实验动物应定期观察，注意动物福利。
在无创性通气条件下快速建立小鼠心肌梗死模型的简易方法
在无创性通气条件下快速建立小鼠心肌梗死模型的简易方法建立小鼠心肌梗死模型是研究心脏疾病机制和寻找新的治疗方法的重要手段之一、传统的建立小鼠心肌梗死模型的方法通常需要进行开胸及结扎冠状动脉手术，手术创伤大且操作复杂。
为了减少对小鼠的伤害，同时提高模型建立的效率，研究者提出了无创性通气条件下快速建立小鼠心肌梗死模型的简易方法。
1.实验材料准备：- 公共实验室小鼠（如Balb/C、C57BL/6等）- 地慢心脏梗死模型配套器械（如PureHeart Mini心脏梗死模型器材）2.实验步骤：步骤1：术前准备-按照实验要求准备相应的实验材料和设备-将小鼠逐个放入麻醉箱内进行麻醉，待小鼠完全昏迷（通常需要2-3分钟）步骤2：无创性通气条件下建立心肌梗死模型-麻醉后，将小鼠固定在手术台上，用消毒剂彻底擦拭小鼠胸部和腹部皮肤-将小鼠放置在体温控制垫上，保持恒温（37°C）- 将PureHeart Mini心脏梗死模型器材的针头插入小鼠第四肋间（左胸骨中线处），注意避免伤及心脏和其他重要组织-设定模型器材中压力泵的速率、时间和压力参数，以便形成合适的胸腔内压，有效模拟心脏梗死条件-开始通气，继续观察针头指针的转动方向，确保小鼠心脏受到一定程度的阻塞-经过一定时间后，停止通气并移除器材步骤3：术后处理-将小鼠放回饲养箱内恢复，可以提供温暖的环境和足够的饮食-关注小鼠的身体状态和行为，观察是否出现异常情况-根据实验设计，选择合适的时间点进行进一步的实验操作，如心电图监测、组织采集等3.实验注意事项：-建议在合适的无菌实验环境中进行实验操作，确保操作的无菌性-手术和实验过程中需要注意小鼠的麻醉深度和麻醉时间，避免对小鼠造成不必要的伤害-实验结束后，请做好相关废弃物和污染物的处理工作，以保护实验环境和生物安全无创性通气条件下快速建立小鼠心肌梗死模型是一种简易、有效的研究方法，可以显著减少对小鼠的手术损伤。
通过该方法建立的心肌梗死模型可用于研究心肌损伤和修复机制，以及筛选心脏保护药物和治疗方法。
心肌梗死动物模型具体方法及步骤
心肌梗死动物模型具体方法及步骤原型物种人来源结扎冠状动脉左前降支（LAD）导致心梗模式动物品系SPF级SD大鼠，健康，3-4W，雌雄各半，体重为180g-200g。
实验分组实验分六组：正常对照组、模型组、阳性药组、受试药组三个剂量组。
实验周期72h建模方法心肌梗死是指心肌的缺血性坏死，是一种急性及严重的心脏状态。
心脏作为血液循环动力中心这一功能的实现，需要冠状动脉不断提供的血流供应，当冠状动脉发生病变而狭窄或堵塞，使得冠状动脉的血流急剧减少或中断，便会使相应的心肌出现严重而持久地急性缺血，心肌无法得到足够氧气，最终导致心肌不可逆的缺血性坏死，心脏的收缩和舒张功能降低，机体供血不足，严重者最终导致机体死亡。
1. 大鼠用3%戊巴比妥钠（30mg/kg），腹腔注射麻醉，用小动物剃毛器剃除大鼠胸部及腋下毛发（充分暴露手术区），用碘酒和75％乙醇术区消毒。
2.气管插管：麻醉后，夹趾检测无反应即可进行MI手术。
打开外置光源、显微镜开关，打开呼吸机，设置好各参数（呼吸比2：1，潮气量6-8 mL，频率70 次/min），将气管插管沿声门插入气管，取下大鼠接上呼吸机，观察大鼠呼吸状况，胸廓起伏与呼吸机频率一致表示插管成功，即可进行MI手术。
3. 大鼠采用右侧卧位，用眼科剪在左前肢腋下，用显微剪于三、四肋间打开胸腔充分暴露心脏，显微直镊轻轻夹起少量心包并于左心耳下撕开少许心包，充分暴露左冠状动脉前降支（LAD）或所在区域。
4. 结扎冠状动脉：于显微镜下找到LAD走向或可能所在位置,持针器持取5-0带针缝合线，于左心耳根部下方肺动脉圆锥旁以5-0 无创缝合线穿过左冠状动脉前降支( LAD)，以完全阻断LAD血流。
5.关胸：结扎完成后，5-0缝线完全缝合胸腔开口（保证无缝隙、无错位）关闭胸腔，由内向外逐层缝合各层肌肉和皮肤。
6.术后管理：术后密切关注大鼠状态，有无呼吸异常等。
待大鼠自然苏醒后将大鼠从呼吸机上取下并取下气管插管，正常饲养。
心肌梗死的动物模型制作
心肌梗死的动物模型制作心肌梗死是一种严重的心血管疾病，其主要病理特征是冠状动脉的阻塞导致心肌缺血与坏死。
为了研究心肌梗死的发病机制和寻找可能的治疗方法，研究人员常常利用动物模型来模拟心肌梗死的发生。
下面，我将介绍一种常用的大鼠心肌梗死动物模型制作方法。
制作大鼠心肌梗死动物模型可以按照以下步骤进行：1.动物选择。
常用的实验动物有大鼠和猪。
由于大鼠的心血管解剖和生理特征与人类较为接近，同时成本较低，因此大鼠是一种常见的选择。
2.麻醉动物。
使用适量的麻醉剂，如异氟醚或七氟醚等，来使动物处于麻醉状态。
确保动物处于无痛苦的状态。
3.固定动物。
将动物固定在手术台上，以避免动物在手术过程中的移动。
4.体表消毒。
在手术区域进行局部消毒，以防止感染。
5. 做出胸骨切口。
在胸骨两侧做出1-2cm的胸骨切口，用手术器械将胸骨分开，暴露出心脏。
6.找到冠状动脉。
用吸引管或者类似的器械将心包囊抽吸，暴露出心脏表面。
紧邻左心室肌肉的左前降支是心肌梗死的常见发生区域。
7.梗死诱导。
用细导管或者相似的器械将一根可以封堵冠状动脉的丝线或者微球导入至冠状动脉中，使其堵塞。
这一步骤可以模拟冠状动脉的阻塞引发心肌梗死。
8.恢复心脏正常血流。
待梗死产生一段时间后（一般为30分钟-60分钟），再次将导管或器械取出，恢复冠状动脉的血流。
9.缝合胸骨。
将胸骨进行缝合，确保伤口能够愈合。
10.外科处理。
术后外科处理，如用抗生素进行预防性治疗，避免可能的感染。
研究人员可以通过观察心肌梗死后的心电图变化、心肌组织的病理切片等方式来评估心肌梗死的程度与发展。
总的说来，大鼠心肌梗死动物模型是一种常见的研究心肌梗死发病机制的实验模型。
通过制造大鼠心肌梗死动物模型，研究人员可以更好地模拟心肌梗死的发生，寻找新的治疗策略和探索其发病机制。
当然，在制作动物模型时，需要严格遵循相关伦理规范和动物保护法律法规，确保动物的利益和权益不受损害。
此外，动物模型只是研究的一部分，结合体外实验和临床数据，才能更全面地了解心肌梗死的病理机制及治疗方法。
家兔心肌梗死造模
家兔心肌梗死造模一、实验目的建立家兔心肌梗死模型并观察心电图掌握冠状动脉结扎以及静脉注射二、实验材料实验动物：家兔1.9kg 雌性实验仪器：生物信号采集处理器，针形记录电板，体重秤，兔台，动物手术器材，线，注射器实验药品：氨基甲酸乙酯，垂体后叶素三、实验方法1、实验系统连接及参数设置血压换能器固定于铁支柱上，高度与心脏处于同一水平面。
压力换能器输出线接微机生物信号采集处理系统输入通道。
仪器参数：RM6240系统：在“实验”菜单中选择“兔动脉血压调节”。
仪器参数：时间常数0.2s，滤波频率100HZ，扫描速度250ms/div。
2、家兔称重后，按1g/kg体重的剂量于耳缘静脉注射200g/L的氨基甲酸乙酯麻醉。
快速推注2/3麻醉剂后，观察家兔角膜发射，酌情推注所余药物。
动物麻醉后仰卧于手术台上，固定四肢，前肢交叉固定，用棉绳钩住兔门齿，将绳拉紧并缚于兔台铁柱上。
3、药物法：3.1按Ⅱ导联心电图分别将绿色、红色、黑色针形电极插入家兔右上肢、左下肢、右下肢皮下。
开始记录家兔的心电图。
3.2记录一段正常心电图后，以2.5单位/kg的剂量给称重1.9Kg的雌性家兔注射垂体后叶素4.75单位。
连续记录心电图.4、结扎法：4.1胸部手术。
胸前区剪毛，于胸骨左缘第2～4肋间断肋，暴露纵隔及心脏，保持两侧胸膜完整，避免发生气胸，纵行切开心包，提起左心耳，距主动脉根部冠脉开口3mm以及5mm处双重结扎左冠状前降支，随后关闭胸腔。
整个手术过程用5%葡萄糖生理盐水静脉滴注。
4.2结扎左冠状动脉前降支后，观察心脏梗死区，记录心电图。
四、实验结果见课堂打印1、注射垂体后叶素可成功建立家兔心肌梗死模型。
（附页）2、结扎后，心肌变紫，搏动减弱，本组实验无法显示实验结果，因此失败，若模型建立成功可见到ST段抬高。
五、实验讨论1、实验对象的选择。
本实验之所以选择家兔是因为有以下几点优点：①家兔体形适中，适应能力强，耐受创伤。
②家兔冠状动脉原有侧支循环比其他动物少，易于操作。
大鼠急性心肌梗死模型的制备
实验流程： 1、麻醉动物 2、建立人工气道，机械通气 3、开胸，暴露心脏，结扎左冠状动脉 4、心电图验证损伤电流，确认心肌梗死 5、关胸，抗感染处理 6、附加实验，可练习制备心动过缓模型
实验步骤：
大鼠称重后用戊巴比妥钠溶液(30 mg／kg)或水合氯醛(300 mg／kg) 腹腔注射，麻醉后仰卧固定于手术 台板上。手术野皮肤去毛，碘酒、 酒精消毒，铺消毒巾。同时连心电 图机，用肢体导联进行心电图监测。
实验步骤：
迅速将心脏复位，逐层缝合；
最后一针先穿针打虚结，通过此间隙用注射器 抽出胸腔内气体，恢复胸腔负压后关胸。 待动物苏醒后拔除气管插管，以7／0 无损伤逢 合针将切口处相邻两个气管软骨环拉拢后闭合 气管。（如为经口腔插管则不需缝合。） 术后每天肌肉注射青霉素80万U，预防感染3 d。
关键要点： ① 剪开心包，挤压右侧胸腔使心脏暴露于 胸腔外，或用小药匙将心脏小心移出胸腔。 ② 以左冠状静脉主干为标志，于左心耳根 Байду номын сангаас下方2mm处进针，在肺动脉圆锥旁出针。 观察心电图，待其稳定后双重结扎前降支。 此后的心电图变化才能说明冠脉结扎情况。
附加实验——大鼠缓慢心率模型制备
结扎冠脉成功后，可不关胸，继续进行缓慢 心率模型制备练习 实验方法：
用棉签蘸40％甲醛，于上腔静脉根部与右 房交界处，接触1min，损伤窦房结，观察 心电图，如出现心率减慢，提示模型成功， 其余关胸步骤同前。
（因心梗可出现缓慢心率，此结果判定不排 除是心肌梗死引起的，仅供练习。）
实验步骤： 颈部正中切开气管并插管，用动物 人工呼吸机进行人工呼吸；潮气量 30 ml／kg，机械通气频率60-70次 ／min。 人工呼吸下，在胸骨左缘扪及心脏 搏动处纵行切开皮肤约3 cm，逐层 分离皮下组织、肌肉，于第4肋间开 胸，剪开心包，暴露心脏、血管。
大鼠急性心肌梗死动物模型的建立和评估-最新文档资料
大鼠急性心肌梗死动物模型的建立和评估1 对象与方法?1. 1研究对象清洁级雄性Spreague-Dawley (SC)大鼠20 只，体质量250〜300 g (275± 15. 3) g,由广州中医药大学实验动物中心提供。
随机分为假手术组和心肌梗死组。
1 .2 研究方法?1 . 2. 1 MI 模型的建立[2-3] 氯胺酮( 75 mg/kg )腹腔注射麻醉，经口人工呼吸(导管置于大鼠的舌体与上颌之间)，连接小动物呼吸机予以正压通气，潮气量3〜5 ml/100 g ，呼吸频率60次/min，吸呼比1? : ?1。
左侧胸部备皮，消毒手术区域，经胸骨左缘第4 肋间开胸，钝性分离肌肉，以眼科开睑器撑开肋间肌切口，暴露心脏，剪开心包，于肺动脉圆锥与左心耳之间距主动脉根部2~3 mm处，用7-0眼科无创缝合针，穿过前降支深部连同一小束心肌一并结扎。
根据心电图和心肌组织颜色确定冠脉结扎成功。
逐层缝合胸壁，自主呼吸恢复后拔出通气导管。
大鼠清醒后送动物房饲养,规律照明,自由进食和饮水。
术后连续3 d 予以青霉素40 万U 腹腔注射以预防感染。
假手术对照组除不结扎冠状动脉外，其余步骤相同。
1. 2. 2 超声心动图检查[4]3% 戊巴比妥钠( 45 mg/kg )腹腔注射麻醉，用Philips Sonos 5500型多功能超声诊断仪( S12探头，频率5~12 MHz),在胸骨旁以二维超声和M型超声测量左室收缩末径（LVSd、左室舒张末径（LVDd、舒张期左室后壁厚度（PWd、舒张期左室前壁厚度（AWd Ml组为梗死区室壁厚度）、左室射血分数（LVEF和短轴缩短率（FS）,分别计算梗死区变薄指数（BBZS即舒张期左室前壁厚度/后壁厚度）和非梗死区增厚指数（ZHZS即舒张期左室后壁厚度/前壁厚度）。
所有参数均在3 个连续的心动周期中进行测量并取平均值。
1．2．3 血流动力学检查[5]3%戊巴比妥钠（45mg/kg）腹腔注射麻醉，气管切开插管，保持呼吸道通畅。
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联系个人所学专业，选取某种或某类疾病，设计相关实验的动物模型，详细描述其方法及步骤，并阐述所选动物种类和级别的理由以及该动物日常生活和实验的环境要求（包括进出该环境的顺序），实验过程中的注意事项
MicroRNA-378(miR-378)在心肌肥厚中的研究
一、实验原理：
microRNA(miRNA)是一类小分子非编码单链RNA，长约22个碱基，能通过与靶mRNA3’非翻译区(3’UTR)互补配对，使其翻译受到抑制，从而在转录后水平对生物体内基因时序性表达起到精细调节作用。
miRNA的表达变化与心肌肥厚的发生、发展密切相关。
本实验通过异丙肾上腺素和去甲肾上腺素诱导实验动物心肌肥厚，然后用PCR技术测定心肌细胞中miRNA 的变化。
二、实验目的：
通过统计学方法观察miRNA在正常心肌细胞和心肌肥厚的心肌细胞中的差异，从而将miRNA作为诊断心肌肥厚的潜在的生物学标志。
三、实验材料及步骤：Wistar雄性大鼠30只（200～250g/只，SPF级别），异丙肾上腺素（ISO），去甲肾上腺素（NE），生理盐水。
3.1 分组及造模
3.1.1采用随机数表的方法讲30只wistar大鼠随机分成三组，每组10只，分别为对照组、ISO处理组、NE组。
3.1.2 ISO处理组：10只大鼠连续7天背部皮下注射ISO（4 mg/kg/天），制成心肌肥厚模型。
NE处理组：10只大鼠连续7天背部皮下注射NE（4 mg/kg/天），制成心肌肥厚模型。
对照组：10只大鼠同法背部皮下注射生理盐水（4 mg/kg/天），制成心肌肥厚模型。
3.2检测造模是否成功
3.2.1高频超声检测
分别于造模后第2周，称取大鼠质量，10％水合氯醛麻醉大鼠后，仰卧固定，将其胸前部剃毛，应用TOSHIBA-6000超声诊断仪，频率为7.5 MHz的探头置于其胸左侧，取径(LVEDD，LVESD)。
左室射血分数(EF，%)、左室短轴缩短率(FS，%)、计算左室左室长轴切面，图像深度调至3.0 cm，由二维超声引导，将M型超声取样线置于二尖瓣腱索水平，垂直于室间隔及左室后壁，经M型超声曲线进行测量，每一超声测定值取3个连续心动周期测量均值。
超声测量指标：舒张末期及收缩末期室间隔厚度(IVSTd，IVSVTs)、舒张末期及收缩末期左室后壁厚度(LVPWTd，LVPWTs)、舒张末期及收缩末期左室内质量(LVM，mg)。
3.2.2大鼠心肌质量指数的测定
称取大鼠体质量（body weight, BW），摘眼球取血备用，脱颈椎处死，快速打开胸腔取心脏，去除心房组织，分离左、右心室，生理盐水漂洗去血，用滤纸吸干表面水分，电子天平准确称取左心室质量（left ventricle weight, LVW）和全心质量（heart weight, HW）。
计算左心室质量与体质量的比值（LVW/BW）、全心质量与体质量的比值（HW/BW），分别记为左心室质量指数（left ventricular weight index , LVWI）和全心质量指数（heart weight index, HWI）。
3.2.3心肌细胞横断面面积测定
每组随机取3只大鼠，取左心室中段，10%福尔马林液固定的心肌组织经乙
醇梯度脱水、透明、浸蜡包埋后，切成5 μm的切片，将左心室心肌进行HE 染色，选择横断心肌的切片（细胞核清晰，细胞膜完整）放大400倍。
用Image Pro Plus 4.0图像分析软件，测量左心室心肌细胞横断面面积。
每一标本随机测量20个心肌细胞，计算其细胞平均横断面面积。
3.3测量miR-378水平
3.3.1 RNA提取：用RNA提取试剂盒提取各组大鼠先前在3.2.2中备用的血中的RNA，一切步骤按照试剂盒说明书。
3.3.2逆转录：将提取的RNA作为模板加入到20µlPCR体系中，在一定的反应条件下反应成cDNA。
3.3.3miR-378水平的检测：将3.3.2中反应的cDNA作为模板在20µlPCR体系中，在一定的反应条件下进行实时荧光定量PCR反应。
3.3.4用统计学方法比较观察处理组与对照组之间miR-378水平差异。
五、选择SPF级别Wistar雄性大鼠的理由：
现已遍及世界各国的实验室，价格便宜易得。
10周龄时雄性大鼠体重可达280～300g，性情温顺。
对传染病的抵抗力较强。
自发性肿瘤发生率低。
大鼠是研究心血管疾病的首选动物。
SPF动物( specific pathogen free animal)
即无特定病原体动物,指除清洁动物应排除的病原外，不携带重要潜在感染或条件致病和对科学实验干扰大的病原。
饲养在屏障系统中，是通过无菌动物、悉生动物而获得的。
笼具、饲料饮水都要经过特殊处理，并有严格的检疫、消毒、隔离制度。
所以科研实验主要使用SPF动物。
六、Wistar大鼠日常生活：
昼伏夜动2、喜独居3、胆小怕惊4、喜啃咬5、抗病力较强6、敏感性强
七、SPF级动物实验室实验要求：
温度：18~29度，相对湿度：50%~80% 12h昼12h夜。
1.从事SPF级实验大、小鼠的饲养管理工作的饲养员必须经过有关专业培训，持证上岗。
2.每次进入屏障环境前，须用塑料桶内配制消毒液，并消毒液擦拭桶壁后，紫外照射20分钟后待用。
3.饲养人员在进入屏障环境前，应在外更衣室脱去外衣，除下手表、手机、饰品等物品，换拖鞋，洗手（眼镜）。
后进入内更衣室，穿戴净化衣、帽、口罩、手套，换拖鞋。
拉开风淋室外门，人员进入后，立即关闭外门，风淋自动启动1分钟（已设置），进入清洁走廊。
4.饲养人员先从清洁储藏室把动物用的笼具、饲料、饮用水等物品经清洁走道分配至各区域的饲养室。
5.小鼠饲养笼具的更换周期至少2次/周，饲养人员应逐间更换饲养室的饲养笼、饮水瓶，添加饲料，每次更换下来的笼具、饮水瓶等物品通过污物走廊运至缓冲间，然后，擦拭笼架、地面、侧壁及门把等，检查饮水瓶有无漏水，喷雾消毒饲养室，再进入另一间饲养室同样操作。
6.饲养人员在工作中如发现有死亡动物时，应立即取出动物尸体，用塑料袋包装，记录笼号、动物死亡数、日期，并更换该鼠笼、笼盖、饲料及饮水瓶，把更换下来的物品及动物尸体一起送至污物走廊前端的缓冲间。
7.每月第一周周三更换各饲养室的排风口滤材，消毒擦拭顶壁、进风口及灯具罩。
8.每批动物实验结束后，应把该批动物的笼器具拿出屏障环境清洗，高压灭菌后再使用。
9.每次更换笼具工作结束后，饲养人员应检查各饲养室的门是否全部关闭，拖拭清洁走道、清洁储藏室、缓冲间、更衣室、次清洁走道的地面，然后走出屏障环境外。
10.在确认屏障环境内无人员后，开启紫外灯，照射20分钟。
八、进出该环境的顺序
人员：更衣－淋浴－更衣－清洁走廊－饲养室或动物实验室－污染走廊－洗刷消毒室--更衣--外部区域。
物品：包装－高压消毒（已包装消毒的可经传递窗，清结笼具经有消毒液的渡槽）－清结准备室－清洁物品储存室－饲养室或动物实验室－（污物经包装处理）污染走廊－外部区域。
动物：动物（带专用包装）－传递窗－检疫室－清洁走廊－饲育室或实验室－（实验后或生产供应）－（经包装）污染走廊－外部区域。
九、注意事项：
1.防止病原菌的污染，要严格按照SPF级实验室规定操作。
2.注意观察实验室的环境条件，保持环境温度，湿度等在规定的条件下。
3.注意观察动物的活动状况，观察有无生病或死亡的。