动物实验的基本技术
动物实验中的基本技术和方法
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小香猪
第四节 实验动物血液和尿液的采集
一． 动物血液的采集方法 实验动物血液的采集方法有很多。
（一） 按采血部位不同可分为： 眼部采血、耳部采血、心脏采血、大血管采
血及尾部采血等。
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（二）按采血使用的手段不同可分为： 鼠尾刺血、剪尾采血、眼眶静脉丛采血、
心脏采血、断头采血、颈静（动）脉采血、腹主 动（静）脉采血、耳缘剪口采血、耳静脉采血、 后肢外侧小隐静脉、前肢内侧皮下头静脉采血、 翼下采血等。
二、 尿液采集 （一）、 代谢笼采集 代谢笼的特点是能
将动物排泄的大小便分开，达到采集尿液的 目的。此法常用于大鼠、小鼠、豚鼠、兔等 中小型动物的尿液采集。 （二）、导尿法采集 在动物的尿道或输尿 管内插一根塑料导管采集尿液。此法适用于 兔、犬、猫等。
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二、尿液的采集 实验动物的尿液常用代谢笼采集，也可通过其他装置来采集。 （一）用代谢笼采集尿液 代谢笼用于收集实验动物自然排出的尿液，是一种特别设计的为采集实验动物各种排 泄物的密封式饲养笼，有的代谢笼除可收集尿液外，又可收集粪便和动物呼出的CO2 。 一般简单的代谢笼主要用来收集尿液。防在代谢笼内饲养的实验动物，可通过其特殊 装置收集尿液。 （二）导尿法收集尿液 施行导尿术，较适宜于犬、猴等大动物。一般不需要麻醉，导尿时将实验动物仰卧固 定，用甘油润滑导尿管。对雄性动物，操作员用一只手握住阴茎，另一只手将阴茎包 皮向下，暴露龟头，使尿道口张开，将导尿管缓慢插入，导尿管推进到尿道膜部时有 抵抗感，此时注意动作轻柔，继续向膀胱推进导尿管，即有尿液流出。雌性动物尿道 外口在阴道前庭，导尿时于阴道前庭腹侧将导尿管插入阴道外口，其后操作同雄性动 物导尿术。 用导尿法导尿可采集到没有污染的尿液。如果严格执行无菌操作，可收集到无菌尿液。 （
实验动物基本操作技术
实验动物基本操作技术动物饲养是实验动物基本操作技术的核心之一、在实验动物饲养过程中，需要关注以下几个方面的内容：1.饲料和水的供给：不同动物种类对饲料和水的需求有所差异，必须根据种类的需要提供合适的饮食。
同时，要保持饲料和水的干净卫生，定期更换。
2.温度和湿度的管理：动物对温度和湿度的适应能力有限，要提供适宜的环境温度和湿度，确保动物的舒适和安全。
3.条件和设备的维护：保持动物舍内的垃圾清理和消毒工作，保持动物舍的通风良好，还需定期检查设备的功能和安全性，确保工作的顺利进行。
4.动物健康监测：对饲养的动物进行定期体检，观察动物的行为和身体状况，及时发现问题并采取相应的处理措施。
标记是实验动物基本操作技术中另一个重要的环节。
通过给动物进行标记，可以对动物进行个体识别，以便进行个体差异的研究和实验的后续分析。
常用的标记方法包括：1.耳标和足环：适用于鸟类和其他较小的动物。
2.皮下植入芯片：适用于小鼠、大鼠等较大的实验动物，可以在动物身体中植入微型芯片，通过读卡器来读取个体信息。
3.颈环和颈圈：适用于大型鸟类和大型哺乳动物。
取材是实验动物基本操作技术中的重要环节，包括活体取材和死体解剖两种情况：1.活体取材：一些实验需要从活体动物中获得血液、组织、器官等样品，一般采用静脉采血或者穿刺取材的方式。
在实施这些操作时，需要注意动物的安全和舒适，确保操作程序正确。
2.死体解剖：一些实验需要对动物进行死体解剖，获得更加精确的样本。
在进行解剖时，需要注意解剖操作的规范化，防止交叉污染。
检查和观察是实验动物基本操作技术中必不可少的环节。
通过对实验动物进行检查和观察，可以了解动物的健康状况、行为和生理变化等信息，为后续实验数据的解释提供依据。
常用的观察方法包括：1.行为观察：观察动物的一般活动情况，包括精神状态、进食、排便和休息等行为。
2.体征观察：观察动物的体表情况，包括毛发的质量和数量、皮肤的颜色和温度变化等。
总之，实验动物基本操作技术是进行动物实验的基础，包括动物饲养、标记、取材、检查和观察等操作。
动物实验基本操作技术
动物实验基本操作技术动物实验作为一种科学研究手段，常用于医学、生物学等领域的实验研究。
为了确保实验的可靠性和安全性，研究人员需要正确掌握基本的动物实验操作技术。
下面将介绍一些常用的动物实验基本操作技术。
首先，动物实验前，需要对动物进行适当的饲养管理，确保其健康状态。
这包括提供适宜的饲料和饮水，保持合适的环境温度和湿度，以及定期清洁和消毒动物饲养环境。
此外，研究人员还需对动物进行身体检查，以排除可能影响实验结果的健康问题。
其次，对于需要进行手术的实验，研究人员需要具备相关的手术技术。
例如，动物麻醉技术是必不可少的，可以采用静脉注射麻药、局部麻醉或气管插管麻醉等方法。
在动物手术过程中，需要准确切割皮肤或组织，处理血管、神经和器官，以及进行缝合和止血等操作。
因此，研究人员需要熟练掌握相关手术技术，确保手术过程的顺利进行。
此外，动物实验中还常使用动物注射技术。
注射技术包括口服给药、皮下注射、肌肉注射和静脉注射等。
研究人员需要准确计量给药剂量，选择合适的注射部位和注射器具，并注意注射速度和注射途径的选择。
在实验中，研究人员还需要掌握注射后的观察和记录技巧，及时发现和处理可能的不良反应。
另外，动物实验还涉及到采集和处理生物样本的技术。
例如，研究人员需要采集血液、组织或其他体液样本，以进行生化分析、细胞培养或组织学检查等。
采样时需要注意卫生与无菌操作，避免交叉污染。
采样后，研究人员需要合理保存和处理样本，以保证实验结果的可靠性。
此外，动物实验中的数据记录与分析也是十分重要的。
研究人员需要仔细记录实验过程的各种参数，包括实验开始时间、操作步骤、药物剂量、实验结果等。
此外，研究人员还需要进行数据分析，以得出科学合理的结论。
在数据分析过程中，研究人员可以使用统计学方法，如平均值、标准差、方差分析等。
最后，动物实验的伦理与法规也是非常重要的。
研究人员需要遵守相关的伦理规范和动物保护法律法规，保证动物实验的道德性和合法性。
4实验动物学的基本技术操作
4实验动物学的基本技术操作实验动物学是一门研究动物行为、生理、遗传等方面的科学，同时也需要运用一系列的基本技术操作才能开展实验研究。
下面将介绍实验动物学的四个基本技术操作。
一、动物饲养与繁殖技术1.饲养技术：实验动物需要适应良好的饲养环境，包括合适的饲料、饮水、温度、湿度、通风等条件。
饲养员需要按照动物的特性，合理配给饲料，并保证饲养环境的清洁卫生。
2.繁殖技术：实验动物的繁殖对于科研工作至关重要。
繁殖技术包括选配合适的种配、控制营养、饲料等因素，合理管理饲养环境，以提高繁殖率和血缘纯度。
二、动物体内注射技术1.注射剂选择：根据实验需求和动物特性，选择合适的注射剂。
常用的注射剂有生理盐水、葡萄糖溶液、激素、抗生素等。
2.注射器选择：根据注射液体的性质和目的选择合适的注射器。
一般分为无菌注射器、玻璃注射器和胰岛素注射器等。
3.注射部位选择：注射部位的选择需根据实验目的和动物特性，例如，静脉注射一般选择尾静脉、后肢静脉等，肌肉注射一般选择胸肌、腹肌等。
4.操作技巧：进行体内注射前，需要提前准备好所需的注射器和注射液，并将动物固定位置，消毒注射部位。
然后按照注射动作快速、准确地操作。
注射结束后，要观察动物的反应状况。
三、动物行为观测技术1.设定观测指标：根据研究需求，在进行动物行为观测前，需要明确观测指标，例如行为频率、行为时长、社交行为等。
2.观测设备准备：根据观测目的，选择合适的观测设备，如摄像机、传感器、记录表等，并进行准确校准。
3.观测方法选择：根据动物的行为特征和观测目的，选择合适的观测方法，如直接观察法、电子监测法、定点观测法等。
同时也要注意避免过度打扰动物的行为。
4.数据处理与分析：观测结束后，需要对所得到的数据进行整理和分析，以得出科学结论。
通常可以利用计算机软件进行数据的统计和图表化处理。
四、动物解剖技术1.动物解剖准备：进行解剖前，需要准备好所需的解剖工具，如手术刀、镊子、剪刀、解剖针等，并确保工具的消毒和清洁。
动物实验基本技术
动物实验基本技术1.实验动物的分组：①分组原则：实验动物分组应严格按照随机分组的原则进行，使每只动物都有同等机会被分配到各个实验组中去，尽量避免人为因素对实验造成的影响。
②建立对照组：空白对照：指在对照组不加任1可处理的"空白"条件下进行观察、研究；实验对照：指在一定实验条件下所进行的观察、对比；标准对照：是以正常值或标准值作为对照，在所谓标准条件下进行观察的对照;自身对照：在观察的不同时期接受不同疗法，然后比较它们的差异，这种方法也称自身交叉对照；相互对照：各实验相互对照。
2.目前实验动物学常用的标记编号方法有染色法、耳孔法、烙印法、挂牌法等。
此外还有针刺法、断趾编号法、剪尾编号法、被毛剪号法、笼子编号:去等。
3∙常用的实验动物被毛去除方法有拔毛法、剪毛法、剃毛法、脱毛法4种。
4.实验动物的给药和采血：小鼠：给药方法：灌胃给药、注射给药【皮下注射给药、皮内注射给药、肌内注射给药、静脉注射给药、腹腔注射给药；采血：剪尾采血、摘除眼球采血、心脏采血、断头采血。
大鼠：给药方法：灌胃给药、注射给药【皮下注射给药、皮内注射给药、肌内注射给药、静脉注射给药、腹腔注射给药；采血：剪尾采血、割尾静脉取血、眼眶静脉丛（窦）取血、摘除眼球采血、心脏采血、断头采血。
5.实验动物麻醉方法：对实验动物进行麻醉的目的是，消除实验过程中引起的痛苦和不适，确保实验动物的安全和动物实验的顺利进行。
①全身麻醉药:常用的包括非挥发性和挥发性两大类，非挥发性麻醉药如戊巴比妥钠、异戊巴比妥钠、硫喷妥钠、乌拉坦、氯胺酮等，以及挥发性麻醉药入乙酶氯仿等。
全身麻醉方法:有吸入麻醉法和注射麻醉法两种途径，吸入麻醉法用挥发性麻醉药，注射麻醉法用非挥发性麻醉药。
其中，麻醉药经呼吸道吸入而产生麻醉者称吸入麻醉法，动物实验大都采用开放吸入法。
而注射麻醉法，在动物实验中比较常用，麻醉药物中使用频率最高的是戊巴比妥钠；家兔、猫、犬、猴等实验动物常用腹腔注射或静脉注射戊巴比妥钠进行全麻，啮齿类实验动物则仅用腹腔注射戊巴比妥钠麻醉。
动物实验的基本技术
动物实验的基本技术动物实验的基本技术第一节实验动物的抓取和固定在进行实验时，为了不损伤动物的健康，不影响观察指标，并防止被动物咬伤，首先要限制动物的活动，使动物处于安静状态，工作人员必须掌握合理的抓取固定方法。
抓取动物前，必须对各种动物的一般习性有所了解。
操作时要小心仔细、大胆敏捷、熟练准确、不能粗暴，不能恐吓动物，同时，要爱惜动物，使动物少受痛苦。
一、小鼠小鼠性情较温顺，一般不会咬人，比较容易抓取固定。
通常用右手提起小鼠尾巴将其放在鼠笼盖或其它粗糙表面上，在小鼠向前挣扎爬行时，用左手拇指和食指捏住其双耳及颈部皮肤，将小鼠置于左手掌心、无名指和小指夹其背部皮肤和尾部，即可将小鼠完全固定。
在一些特殊的实验中，如进行尾静脉注射时，可使用特殊的固定装置进行固定,如尾静脉注射架或粗的玻璃试管。
如要进行手术或心脏采血应先行麻醉再操作,如进行解剖实验则必须先行无痛处死后再进行。
二、大鼠大鼠的门齿很长，在抓取方法不当而受到惊吓或激怒时易将操作者手指咬伤,所以,不要突然袭击式地去抓它，取用时应轻轻抓住其尾巴后提起，置于实验台上，用玻璃钟罩扣住或置于大鼠固定盒内，这样即可进行尾静脉取血或注射。
如要作腹腔注射或灌胃等操作时，实验者应戴上棉纱手套(有经验者也可不戴)，右手轻轻抓住大鼠的尾巴向后拉，但要避免抓其尖端，以防尾巴尖端皮肤脱落，左手抓紧鼠两耳和头颈部的皮肤，并将大鼠固定在左手中，右手即可进行操作。
三、家兔家兔比较驯服，不会咬人，但脚爪较尖，应避免家兔在挣扎时抓伤皮肤。
常用的抓取方法是先轻轻打开笼门，勿使其受惊，随后手伸入笼内，从头前阻拦它跑动。
然后一只手抓住兔的颈部皮毛，将兔提起，用另一只手托其臀，或用手抓住背部皮肤提起来，放在实验台上，即可进行采血、注射等操作。
因家兔耳大，故人们常误认为抓其耳可以提起，或有人用手挟住其腰背部提起均为不正确的操作。
在实验工作中常用兔耳作采血、静脉注射等用，所以家兔的两耳应尽量保持不受损伤。
动物实验的基本技术和方法
动物实验的基本技术和方法动物实验是科学研究中常用的一种手段，通过对动物进行实验，可以了解生物体的生理、病理、药理等信息，对人类疾病的预防和治疗起到重要作用。
下面将介绍动物实验的基本技术和方法。
1.动物选择：选择适合进行实验的动物是进行动物实验的首要任务。
常用的实验动物有小鼠、大鼠、兔子、猪、狗等。
根据研究目的的不同，可以选择不同品种、不同年龄、不同性别的动物进行实验。
2.动物养护：对于实验动物的养护是确保实验结果可靠的重要环节。
动物应在适宜的温度、湿度和光照条件下饲养，并提供适宜的饲料和水源。
为了防止交叉感染，需要实施严格的无菌操作和动物消毒。
3.动物注射：动物注射是常用的动物实验技术之一、通过针筒和注射器将药物或其他物质注射到动物体内，以研究其作用机制。
常见的注射方式有皮下注射、肌肉注射和静脉注射。
4.动物手术：动物手术是进行生理、病理研究的重要手段。
常见的动物手术包括造模手术、器官移植手术和腹腔镜手术等。
在进行动物手术时，需要注意术前麻醉、手术操作的细节和术后的护理。
5.动物观察：动物观察是动物实验中重要的实验方法之一、通过观察动物行为、体征和疾病发展等，了解其生理和病理状态。
动物观察可以采用直接观察和间接观察的方法，比如记录动物的活动情况、进食量、体重变化等。
6.动物取样和检测：在动物实验中，需要采集动物的组织、血液、尿液等样本进行检测。
常用的动物取样方式有穿刺、切片、摘取组织等。
取样后，可以进行生化分析、免疫表型分析等检测方法进行进一步研究。
7.数据统计和分析：对于动物实验的结果，需要进行数据统计和分析，以得出科学的结论。
常用的统计分析方法有t检验、方差分析、回归分析等。
通过数据的处理和分析，可以确定实验结果的可靠性和显著性。
8.动物伦理：在进行动物实验时，需要遵循动物伦理原则，确保动物的福利和权益。
包括动物的合理饲养和管理、注重动物的生理和心理健康、减少动物的痛苦和不适等。
同时，需要通过伦理审查机构的审批，确保实验符合伦理要求。
动物实验的基本操作方法
（一）皮下注射 （二）皮内注射 （三）肌肉注射 （四）腹腔注射 （五）静脉注射 （六）淋巴囊注射 （七）经口给药 （八）其它途径给药
如呼吸道给药、皮肤给药、脊髓腔内给药、小脑延 髓池给药、脑内给药、直肠内给药、关节腔内给药等。
六、实验动物的Байду номын сангаас醉
（一）常用的麻醉剂 1、挥发性麻醉剂；2、非挥发性麻醉剂； 3、中药麻醉剂。
（五）兔的抓取固定方法
1、抓取：一般以右手抓住兔颈部的毛皮提起，然后左手托其 臀部或腹部，让其体重重量的大部分集中在左手上。
2、 固定：一般将家兔的固定分为盒式、台式和马蹄形三种。 盒式固定，适用于兔耳采血、耳血管注射等情况；若做血压
测量、呼吸等实验和手术时，则需将兔固定在兔台上;马蹄形 固定多用于腰背部，用马蹄形固定器可使兔取用背卧位和腹卧 位，所以是研究中常采用的固定方法。
（二）动物的麻醉方法 1、全身麻醉 （1）吸入法；（2）腹腔和静脉给药麻醉法 2、局部麻醉 3、麻醉注意事项 （1）静脉注射必须缓慢 （2）麻醉时需注意保温
七、实验动物采血方法
（一）小鼠、大鼠采血法 1、割（剪）尾采血 2、鼠尾刺血法 3、眼眶静脉丛采血 4、断头取血 5、心脏采血 6、颈动静脉采血 7、腹主动脉采血 8、股动（静）脉采血
（一）小鼠抓取固定方法 小鼠温顺，一般不会咬人，抓取时先用右手抓取鼠尾提
起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇 指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中， 把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可。
尾静脉注射时，可用小鼠尾静脉注射架固定，先根据动物 大小选择好合适的固定架，并打开鼠筒盖，手提鼠尾巴，让动 物头对准鼠筒口并送入筒内，调节鼠筒长短合适后，露出尾巴，
完整版动物实验的基本技术操作方法
一、动物实验的常用方法
3．切除和注入提取液法 常用于研究内分泌器官的生理和病理病 变，如研究切除某一腺体后看辐射对机 体的影响，切除某一腺体后看出现什么 症状而推论这种腺体的功能；如蝌蚪无 甲状腺素，如注入甲状腺素，蝌蚪很快 变成了蛙。
一、动物实验的常用方法
4．离体组织器官法 它是利用动物的离体组织、器官或生物 性致病因子（微生物、寄生虫等），置 于一定的存活条件下（如温度、营养成 分、氧气、水、pH等）进行观察的一种 实验方法。
一、动物实验的常用方法
10．其它方法 如联体动物法，条件反射法、生物遗传 法、放射生物法、药物化学法等等。
动物实验的基本操作技术方法，根据实 验顺序分述如下：
二、实验动物的抓取固定方法
正确的抓取固定动物，是为了不损害动 物健康，不影响观察指标，并防止被动 物咬伤，保证实验顺利进行。抓取固定 动物的方法依实验内容和动物类而定。
生理学的动物实验方法 病理生理学的动物实验方法 药理学的动物实验方法 病理解剖、组织学动物实验方法 微生物、免疫学的动物实验方法
下面举一些动物实验的常用方法：
一、动物实验的常用方法
1．复制动物模型法
此法是动物实验最基本的方法，是采用 人工的方法使动物在一定致病因素（机 械、化学、生物和物理）作用下，造成 动物的组织，器官或全身的一定损伤， 复制成与人类疾病相似的动物疾病模型， 来研究各种疾病的发生、发展规律及防 治方法。
一、动物实验的常用方法
这类研究方法的优点在于被研究的对象，其 机体内外环境已处于较自然的相对平衡状态， 条件比较稳定，所得的结果接近生理情况。 但需要事先制备，术后护理，等动物恢复健 康后才能从事实验，花费时间较长，工作量 较大，因而在选用上受到一定限制。除了用 手术制备的动物实验外，运用药物或食铒等 措施制备病理模型，如诱发各种实验性动物 疾病模型的方法也可归为慢性动物实验。
动物实验基本操作
动物实验基本操作一、实验动物的抓取与固定。
（一）小鼠。
1. 抓取。
- 用右手拇指和食指捏住小鼠尾巴中部将其提起，放在鼠笼盖或其他粗糙表面上。
当小鼠向前挣扎时，用左手的拇指和食指迅速捏住小鼠两耳后颈背部皮肤，无名指和小指夹住小鼠尾巴根部，将小鼠固定成头部略向上的姿势。
- 原因：捏住尾巴提起小鼠可以避免小鼠咬伤操作人员，将其放在粗糙表面上是利用小鼠的本能反应（向前挣扎），便于后续准确抓取其颈背部皮肤。
而固定成头部略向上的姿势有利于进行诸如灌胃、注射等操作，并且能防止小鼠咬伤操作人员脸部等部位。
2. 固定。
- 如需进一步固定，可将小鼠放在特制的小鼠固定器内，将其身体和四肢固定好。
也可以将小鼠固定在泡沫板上，用大头针固定其四肢（这种方法常用于解剖实验）。
- 原因：使用固定器可以确保小鼠在实验过程中保持稳定，减少因挣扎而影响实验操作的准确性，同时也能保障操作人员的安全。
对于解剖实验，在泡沫板上用大头针固定四肢可以充分暴露小鼠的身体结构，便于进行精细的解剖操作。
（二）大鼠。
1. 抓取。
- 先用右手抓住大鼠尾巴中部，将大鼠提起，放在粗糙平面上。
然后用左手戴防护手套（大鼠体型较大且可能会激烈挣扎，容易咬伤操作人员），从大鼠背部绕到其胸前，拇指和食指捏住大鼠两耳后颈背部皮肤，其余手指握住大鼠身体，将其提起固定。
- 原因：与小鼠抓取类似，先抓住尾巴提起是为了初步控制大鼠，放在粗糙平面上利用其向前挣扎的本能便于后续抓取。
戴防护手套是因为大鼠的咬合力较强，为了防止操作人员受伤。
2. 固定。
- 可将大鼠放入大鼠固定器中固定。
对于需要进行手术等操作的大鼠，也可将其麻醉后固定在手术台上，用绑带固定其四肢。
- 原因：固定器和手术台固定都能保证大鼠在实验过程中保持稳定，使实验操作能够顺利进行，尤其是在进行需要精细操作的手术时，稳定的固定是确保手术成功的关键因素之一。
二、实验动物的给药操作。
（一）口服给药。
1. 灌胃法（以小鼠为例）- 准备好灌胃针（一般为特制的金属针具）和相应的药物溶液。
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三、动物实验的基本技术
(一)实验动物的捉持方法
1．青蛙和蟾蜍通常用左手握持，以食指和中指夹住左前肢，大拇指压住右前肢，右手将下肢拉直并固定于无名指和小指之间。
毁脑和脊髓时，左手食指和中指夹持青蛀或蟾蜍的头部，右手将探针经枕骨大孔向前刺入颅腔，左右摆动探针捣毁脑组织。
如需破坏脊髓，毁脑后退回探针刺入椎管即可。
2．小鼠右手提起鼠尾，放在鼠笼(或其它粗糙面)上，向后轻拉其尾，小鼠即固定于鼠笼上，迅速用左手拇指和食指捏住小鼠头颈部皮肤，并以左手小指、无名指压其尾部于手掌尺侧。
另一方法是只用左手，先用食指和拇指抓住小鼠尾巴后用手掌尺侧和小指夹住尾根部，然后用左手拇指和食指捏住头颈部皮肤。
3．大鼠捉持方法与小鼠相似。
因大鼠容易被激怒咬人，捉持时左手应戴防护手套。
右手抓住鼠尾，再用左手拇指和食指握住头部，其余手指与手掌握住脊部和腹部。
注意不要捏其颈部，以防用力过大、过久，造成窒息死亡。
4．豚鼠以左手直接从背侧握持前部躯干，右手托住臀部或抓住两后肢。
体重小者，可用单手捉持。
5．家兔一只手抓住兔颈背部皮肤，将兔轻轻提起，另一只手托住臀部，使兔呈蹲坐姿势。
切不可用手握持双耳提起兔子。
(二)实验动物的性别辨认、标记和去毛方法
1．性别辨认
鼠类：雄性小鼠和大鼠性器官与肛门距离较远，其间有被毛，阴囊明显可见。
雌性小鼠和大鼠性器官与肛门距离较近，其间无被毛，腹部乳头明显可见。
豚鼠性别辨认方法与小鼠和大鼠相同；
家兔：雄兔泄殖孔附近，可见阴囊，用拇指和食指挤压泄殖孔部位，可露出阴茎。
雌兔腹部5对乳头明显可见。
2．标记
小鼠、大鼠和兔多采用染色法，一般用1％的苦味酸溶液(黄色)或5％中性红溶液(红色)涂于动物体表不同部位的皮毛处，代表不同号码。
编号原则是先左后右，自前到后。
例如1号涂左前肢；2号涂左侧腹部；本号涂后肢；4号涂右前肢；5号涂右侧腹部；6号涂右后肢；7号涂头部；8号涂背部；9号涂尾部；10号不涂色。
如10只以上动物作标记
时，可用两种不同颜色溶液，一种颜色作为个位数，另一种颜色作为十位数，涂在不同部位。
方法不尽相同，以能明显区别为原则。
，
3．去毛方法
剪毛法：固定动物，剪刀紧贴动物皮肤，依次将穿刺或手术部位的被毛剪去。
注意切勿用手提被毛，否则易剪破皮肤。
剪下的被毛放置于盛水的大烧杯中弃去。
化学脱毛法：常用的脱毛剂为8％的硫化钠水溶液。
先将动物手术部位的被毛剪短，然后用棉球沾脱毛剂涂一薄层，2—3min后用温水洗涤脱毛部位皮肤，再用纱布擦干。
(三)实验动物的给药方法
l．灌胃方法．
小鼠：左手捉持小鼠，腹部朝向操作者，右手持灌胃管，经口角插入口腔，使灌胃管与食管成一直线，将灌胃管沿上腭壁缓慢插入食管2cm一3cm，灌胃管的前端即达膈肌部位，此时操作者可有抵抗感，如动物安静，呼吸无异常，即可将药液注入。
操作宜轻柔，防止损伤食管。
如遇阻力应抽出灌胃管重新插入，若将药液误注气管，动物立即死亡。
大鼠：左手捉持大鼠，右手持灌胃器，灌胃方法与小鼠相似。
必要时，可有一助手协助固定大鼠的后肢与尾巴。
灌胃管6cm一8cm，直径1．2mm，尖端呈球状。
为防止插入气管，应回抽注射器针栓，如无空气被抽回，再注入药液。
家兔：给兔灌胃需两人合作，一人坐好将兔躯体夹于两腿之间，左手抓住双耳，固定其头部，右手抓住两前肢，使兔头稍向后仰；另一人将开口器横放于兔口中，慢慢旋转开口器，将兔舌压住，并固定之。
将8号导尿管经开口器中央孔，沿上腭壁慢慢插入食管15cm一18cm。
为避免误入气管，可将导尿管的外口端放入清水杯中，无气泡逸出方可注入药液，再用少量清水冲洗管内残存药液。
灌毕，慢慢拔出导尿管取出开口器。
2．皮下注射方法
小鼠：一般需两个人合作，一人左手捏小鼠头部皮肤，右手拉住小鼠尾巴使小鼠固定；另一人左手提起背部皮肤，右手持注射器将针头刺入皮下，稍稍摆动针头，若容易摆动则表明针尖确实位于皮下，此时注入药液。
拔针时左手捏住针刺部位片刻，以防药液逸出。
亦可一人操作，将小鼠放在粗糙平面上，左手拉鼠尾，趁小鼠向前爬动时，右手持注射器迅速将针头刺入背部皮下，推注药液。
大鼠：与小鼠皮下注射方法基本相同，注射部位为背部或大腿外侧皮下。
豚鼠：通常在大腿内侧皮下注射，操作时一人将脉鼠固定在台上；另一人左手固定注射侧的后肢，右手持注射器刺入皮下，确定针头在皮下后，注射药液。
注射完毕指压刺入部位，防止药液逸出。
家兔：通常选择背颈部皮下注射。
操作者左手拇指、食指和中指提起背颈部皮肤，使其皱折成三角体，右手持注射器自皱折下方刺入皮下，松开皮肤注入药液。
3．肌内注射方法
小鼠和大鼠：两人合作时，一人如皮下注射方法项所述固定动物；另一人左手固定注射侧后肢，右手持注射器，将针头刺入外侧股部肌内。
小鼠和大鼠肌肉较少，肌内注射不常用。
豚鼠、家兔、猫和狗：注射部位为臀部和股部肌肉。
4．腹腔注射方法
小鼠：左手捉持小鼠，将腹部朝上，头部下倾，右手持注射器在下腹左侧或右侧(避开膀胱)向头端穿刺，针头与皮肤呈30度角，刺入腹腔(有落空感)注入药液。
注意针头不要刺入太深，太靠上，以免刺破肝脏。
其它动物腹腔注射方法与小鼠相似。
5．静脉注射方法。
小鼠：多采用尾静脉。
将小鼠固定在一铁丝笼或特制筒内，使鼠尾露在外面。
用75％乙醇涂擦尾巴或在45℃左右温水中浸泡30s，使尾静脉充血。
注射时，左手拇指与食指捏持鼠尾，右手持注射器，选择尾巴两侧静脉，使针头与鼠尾成
3—5度(几乎平行)，进行静脉穿刺。
如推注药液无阻力，则表明针头确在血管内，可持续推完药液，如推注阻力大，局部皮肤发白则表明针头未刺入血管，退出针头重新穿刺。
注意静脉穿刺时应从远端(近尾尖)开始，不仅容易穿刺，而且还可向近端多次穿刺。
注射完毕，用棉球按压穿刺口止血。
大鼠：尾静脉注射方法与小鼠相同。
亦可将大鼠麻醉从股静脉(切开皮肤，暴露静脉)和舌下静脉给药。
家兔：常用耳缘静脉。
注射部位去毛并用酒精棉球涂擦。
用左手拇指和中指捏住兔耳尖部，以食指垫于耳下，右手持注射器，从静脉远端将针头刺入血管(图1—7)，将药液推入。
如推注时有阻力，；局部出现肿胀，表明针头不在血管内，应立即拔针重新穿刺。
注毕要用棉球压迫针眼几分钟止血。
(四)实验动物的取血方法
1．小鼠和大鼠
剪尾取血：将鼠固定在铁丝笼或特别筒内，使鼠尾露在外面。
剪掉鼠尾(小鼠lmm一2mm；大鼠5mm一10mm)，用拇指和食指由尾根向尾尖按捏，血液即从尾尖流出。
小鼠每次可采血0.1m1，大鼠每次可采血0.5m1。
注意：只剪去尾尖，如剪去过多组织，反而流血少。
下次取血时，只需将尾尖血痂剪掉即可。
眼眶取血：左手持鼠，使眼球突出，并使头向下。
右手持弯曲镊，钳夹一侧眼球根部，将眼球摘除。
血液即可从断裂的眼眶动、静脉涌出，血量约为鼠体重的4％一5％，适用于一次性取血。
断头取血：剪去鼠头，迅速将鼠颈断端向下，使血流入备有抗凝剂的器皿。
小鼠取血约1ml，大鼠可取血约8m1。
2、家兔
耳缘静脉取血：拔去耳缘部被毛，用灯泡照射加热耳朵或以75％酒精涂擦局部，使静脉扩张，再用石蜡油涂擦耳缘，防止血液凝固。
耳受热后用小血管夹夹紧耳根部，用粗号针头逆静脉回流方向刺破静脉或用刀片切开静脉，血液可自动流出，一般可采血2m1—3m1。
取血后棉球压迫止血。
耳中央动脉取血：左手固定免耳，右手持注射器，在中央动脉末端向心方向刺入动脉，慢慢回抽针栓，动脉血立即进入针筒，一次可取血15m1。
因耳中央动脉容易发生痉挛收缩，因此必须先让免耳充分充血，并在挛缩前迅速完成抽血，抽血后棉球压迫止血。
(五)实验动物的麻醉方法
1．吸入麻醉小鼠、大鼠常用乙醚吸入麻醉。
将5m1—10mI乙醚浸湿的脱脂棉铺放在玻璃容器底部，随即将动物放在该容器的网状隔板上，盖上盖，约20s一30s动物进入麻醉状态。
亦可将浸湿乙醚的棉团放入小烧杯中，扣置在动物的口鼻部，让其吸入麻醉。
2．注射麻醉是最常用的麻醉方法。
常用药物有巴比妥类、乌拉坦和氯醛糖。
(六)实验动物的处死方法
1．蛙和蟾蜍可断头处死，亦可用探针破坏大脑和脊髓致死。
2．小鼠和大鼠常采用颈椎脱臼法，即用左手拇指和食指将其头部紧按在硬的物体上，右手捏住鼠尾，用力向后牵拉，使颈椎脱位，鼠可瞬间死亡。
大鼠也常用断头法处死。
3．兔、猫和狗
空气栓塞法：用50ml—100ml注射器，往静脉内迅速注入空气，动物因血管气栓致死。
兔和猫注射空气量为10m1—20ml，狗为70m1-150 m1。
麻醉致死法：注射致死量的麻醉药，如用2—3倍的麻醉剂量戊巴比妥钠静脉注射，使动物生命中枢受到严重抑制而致死。
大量放血法：在麻醉状态下，切断颈动脉或被动脉；动物因大量失血致死。