动物实验的基本知识和操作技术
动物实验的基本知识和操作技术
动物实验的基本知识和操作技术第⼆章动物实验的基本知识和操作技术第⼀节实验动物药理学实验常⽤的动物有蛙、蟾蜍、⼩⽩⿏、⼤⽩⿏、豚⿏、家兔、猫和⽝等。
常根据实验⽬的和要求选⽤不同的实验动物。
由于不同的动物具有不同的特点，故所选⽤的动物应能较好地反映试验药物的选择性作⽤，并符合节约的原则。
（⼀）、实验动物的选择原则1、尽量选择与⼈体结构、机能、代谢及疾病特征相似的动物；2、选⽤的实验动物的解剖、⽣理特点应符合实验⽬的；3、根据⼈与实验动物对同⼀刺激的反应差异，选⽤具有明显反应的动物；4、根据⽣物医学研究必须达到的精确度，选⽤结构功能简单⼜能反映研究指标的动物；5、选⽤患有⼈类类似疾病的近交系或突变系动物；6、选⽤与实验设计、技术条件、实验⽅法等相适应的标准化动物；7、在不影响实验⽬的与结果的前提下，选择最易获得、最经济、便于操作管理的动物；8、供实验⽤的动物应具备质量合格证。
（⼆）、常⽤实验动物的特点1、蛙和蟾蜍离体⼼脏能较持久地有节律地搏动，常⽤于观察药物对⼼脏的作⽤；坐⾻神经和腓肠肌标本可⽤来观察药物对周围神经、神经肌⾁或横纹肌的作⽤；蛙的腹直肌还可以⽤于鉴定胆碱能药物的作⽤。
2、⼩⽩⿏是实验室最常⽤的⼀种动物。
易于⼤量繁殖，且价廉，适⽤需要⼤量动物的实验，如药物筛选、半数致死量测定、药物效价⽐较、抗感染、抗肿瘤药物及避孕药物的研究等。
3、⼤⽩⿏与⼩⽩⿏相似。
⼀些在⼩⽩⿏⾝上不便进⾏的实验可选⽤⼤⽩⿏，如药物抗炎作⽤的实验常选⽤⼤⽩⿏踝关节制备关节炎的模型。
此外，也可⽤⼤⽩⿏直接记录⾎压、作胆管插管，或⽤⼤⽩⿏观察药物的亚急性或慢性毒性。
⼤⽩⿏的⾎压和⼈相近，且稳定，现常⽤于抗⾼⾎压药物实验。
4、豚⿏是实验室常⽤动物之⼀。
对组织胺很敏感，容易致敏，常⽤于平喘药和抗组胺药的实验。
对结核菌亦敏感，故也⽤于抗结核药的研究。
此外还⽤于离体⼼脏及平滑肌实验，其乳头肌和⼼房常⽤于电⽣理特性及⼼肌细胞动作电位实验，研究抗⼼律失常药物的机理。
实验动物基本知识及基本操作实验方法
实验动物基本知识及基本操作实验方法实验动物是指在实验室内用于科学研究目的的动物，为了保护人类和其他动物的生命、健康和安全，科学研究常常需要进行动物实验。
以下内容将介绍实验动物的基本知识以及实验中的基本操作和实验方法。
一、实验动物的基本知识1.实验动物种类常见的实验动物种类包括小鼠、大鼠、兔子、猴子、猪等。
其中，小鼠和大鼠是最常用的实验动物，因其生命周期短、繁殖能力强、易于养殖和管理，且与人类基因相似度较高。
2.实验动物的饲养环境实验动物需要有严格的饲养环境，包括适宜的温度、湿度、光照和通风条件。
饲养设施应具备合适的空间和设备，如饲养箱、自动饮水器、饲料箱等。
3.实验动物的繁殖和饲养实验动物的繁殖需要注意选配合理的配对，控制种群数量和质量，以确保实验结果的可靠性。
同时，对实验动物进行规范、科学的饲养，提供合适的饲料、清洁的饮用水、舒适的环境等。
二、实验中的基本操作1.动物体重测定动物体重是评估动物生长、健康状态的重要指标。
测定体重时，可以用电子天平称量，将动物置于天平上并记录体重。
2.手术操作一些研究需要进行手术操作，例如在动物体内植入微电极等。
手术操作前需进行充分的准备工作，如消毒手术器具、获取麻醉剂等。
手术操作过程中，需要保持操作区域清洁、注意操作技巧，保护动物的生命安全。
3.采集生物样本实验动物的生物样本如血液、尿液、组织样本等，是研究动物健康状况和药物效果的重要依据。
采集血液时，可以通过尾静脉抽血、眼眶静脉抽血等方法。
采集尿液时，通常采用代谢笼或尿液收集器。
1.长期观察法长期观察法是通过观察实验动物在不同条件下的生长发育、行为表现等来推断不同因素对动物的影响。
例如，用不同饲料供给量观察动物的生长速度，用不同光周期观察动物的行为改变。
2.剖析法剖析法是通过解剖实验动物，观察和记录各种器官的形态结构及组织病理变化，从而了解不同因素对动物生理功能和病理变化的影响。
例如，观察动物心脏、肝脏、肺等器官的大小、形状和病理损伤。
动物实验中的基本技术和方法
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小香猪
第四节 实验动物血液和尿液的采集
一． 动物血液的采集方法 实验动物血液的采集方法有很多。
（一） 按采血部位不同可分为： 眼部采血、耳部采血、心脏采血、大血管采
血及尾部采血等。
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（二）按采血使用的手段不同可分为： 鼠尾刺血、剪尾采血、眼眶静脉丛采血、
心脏采血、断头采血、颈静（动）脉采血、腹主 动（静）脉采血、耳缘剪口采血、耳静脉采血、 后肢外侧小隐静脉、前肢内侧皮下头静脉采血、 翼下采血等。
二、 尿液采集 （一）、 代谢笼采集 代谢笼的特点是能
将动物排泄的大小便分开，达到采集尿液的 目的。此法常用于大鼠、小鼠、豚鼠、兔等 中小型动物的尿液采集。 （二）、导尿法采集 在动物的尿道或输尿 管内插一根塑料导管采集尿液。此法适用于 兔、犬、猫等。
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二、尿液的采集 实验动物的尿液常用代谢笼采集，也可通过其他装置来采集。 （一）用代谢笼采集尿液 代谢笼用于收集实验动物自然排出的尿液，是一种特别设计的为采集实验动物各种排 泄物的密封式饲养笼，有的代谢笼除可收集尿液外，又可收集粪便和动物呼出的CO2 。 一般简单的代谢笼主要用来收集尿液。防在代谢笼内饲养的实验动物，可通过其特殊 装置收集尿液。 （二）导尿法收集尿液 施行导尿术，较适宜于犬、猴等大动物。一般不需要麻醉，导尿时将实验动物仰卧固 定，用甘油润滑导尿管。对雄性动物，操作员用一只手握住阴茎，另一只手将阴茎包 皮向下，暴露龟头，使尿道口张开，将导尿管缓慢插入，导尿管推进到尿道膜部时有 抵抗感，此时注意动作轻柔，继续向膀胱推进导尿管，即有尿液流出。雌性动物尿道 外口在阴道前庭，导尿时于阴道前庭腹侧将导尿管插入阴道外口，其后操作同雄性动 物导尿术。 用导尿法导尿可采集到没有污染的尿液。如果严格执行无菌操作，可收集到无菌尿液。 （
动物实验操作的基本知识
动物实验操作的基本知识一、实验动物抓拿固定（一）小白鼠(mouse)右手抓住其尾，放在鼠笼铁纱网上，然后用左手拇指及食指沿其背向前抓住其颈部，并以左手的小拇指和掌部夹住其尾固定在手上(图3-1)。
取尾血及尾静脉注射时，可将mouse固定在金属或木制的固定器上。
（二）大白鼠(rat)实验者应戴帆布手套，用右手将鼠尾抓住提起，放在粗糙的台面或鼠笼上，抓住鼠尾向后轻拉，左手抓紧两耳和头颈部皮肤，余下三指紧捏鼠背部皮肤，如果rat后肢挣扎厉害，可将鼠尾放在小指和无名指之间夹住，将整个鼠固定在左手中，右手进行操作（图3-2）。
若进行手术或解剖，则应事先麻醉或处死，然后用棉线活结缚四肢，用棉线固定门齿，背卧位固定在大鼠固定板上。
需取尾血及尾静脉注射时，可将其固定在大鼠固定盒里，将鼠尾留在外面供实验操作。
（三）豚鼠(cavy)Cavy具有胆小易惊的特性，因此抓取时要求快、稳、准。
一般方法是：以右手拇指和食指夹住两前肢及头部，使整个颈胸部皆在手掌中（不要抓得太紧以免窒息），左手抓住两后肢，使腹部向上，而后进行操作（图3-3）。
（四）蛙或蟾蜍(frog or toad)捉拿方法宜用左手将动物背部贴紧手掌固定，以中指、无名指、小拇指压住其左腹侧和后肢，拇指和食指分别压住左，右前肢，右手进行操作（图3-4）。
在捉拿toad时，注意勿挤压其两侧耳部突起之毒腺，以免毒液射到眼中。
实验如需长时间观察，可破坏其脑和脊髓以后放在蛙板上固定进行操作。
（五）家兔(rabbit)用右手抓住其颈背部皮毛，轻提动物，再以左手托住其臀部，使家兔的体重主要落在左手掌心，然后按实验要求固定（图3-5）。
作兔耳血管注射或取血时，可用兔盒固定。
作各种手术时，可将家兔麻醉后固定在手术台上。
固定方法常采用仰卧位固定，四肢用粗棉线固定，头用兔头固定夹固定或用棉线钩住家兔门齿再固定在兔台头端铁柱上。
（六）狗(dog)犬性凶恶，能咬人，因此进行实验时第一个步骤就是要绑住犬嘴，驯服的犬绑嘴时可从侧面靠近轻轻扶摸其背部皮毛，然后用寸带迅速兜住犬的下颌，绕到上颌打一个结，在绕回下颌打第二个结，然后将寸带引至头后颌颈部打第三个结，并多系一个活结（以备麻醉后解脱）。
动物实验常见操作技术
动物实验常见操作技术动物实验是科学研究中常用的一种手段，通过对动物进行操作和观察，来获取实验数据和研究结论。
以下是一些常见的动物实验操作技术：1.注射技术：注射是动物实验中最常用的操作技术之一、可以通过静脉注射、皮下注射、腹腔注射等方式给动物注射药物或其他试剂，观察其对动物的影响和反应。
2.毒性实验：毒性实验是对动物进行毒性评价的一种方法。
常见的操作包括给动物灌胃、皮肤涂抹、吸入等，观察其毒性反应和致死情况，推测对人类的毒性状况。
3.手术技术：手术技术在动物实验中广泛应用，常见的手术操作包括剖腹手术、心脏手术、脑部手术等。
通过手术操作，可以研究动物的生理机制、病理变化以及治疗方法。
4.组织培养技术：组织培养技术用于从动物体内提取组织样本，并在体外培养，观察和研究组织的生理特性和生长发育。
5.行为学测试技术：通过对动物进行不同的行为学实验，来研究动物的学习、记忆、行为模式等。
例如，迷宫学习实验、条件反射实验等。
6.电生理技术：电生理技术可以记录和分析动物的神经电信号。
常见的操作包括电极植入、电刺激、脑电图（EEG）记录等技术。
7. 遗传技术：通过遗传技术对动物进行基因改造，可以研究和验证特定基因的功能和效应。
CRISPR-Cas9、转基因技术等是常用的遗传技术。
9.统计和数据分析：动物实验中的数据分析是重要的一环，可以利用统计学方法对实验数据进行分析，得出结论并作出科学推断。
10.人道处理：在进行动物实验过程中，需要遵循伦理和动物保护的原则，确保动物的福利和权益。
对动物进行适当的麻醉、照护和安乐死是必要的人道处理技术。
总结来说，动物实验涉及到各种各样的操作技术，包括注射、手术、行为学测试、组织培养、遗传技术等。
这些技术旨在通过实验观察和数据分析，揭示生物学、医学等领域的科学问题，推进科学的发展和人类的福祉。
但同时，在进行动物实验时，还要充分考虑伦理和动物保护的原则，确保动物的福利和权益。
4实验动物学的基本技术操作
4实验动物学的基本技术操作实验动物学是一门研究动物行为、生理、遗传等方面的科学，同时也需要运用一系列的基本技术操作才能开展实验研究。
下面将介绍实验动物学的四个基本技术操作。
一、动物饲养与繁殖技术1.饲养技术：实验动物需要适应良好的饲养环境，包括合适的饲料、饮水、温度、湿度、通风等条件。
饲养员需要按照动物的特性，合理配给饲料，并保证饲养环境的清洁卫生。
2.繁殖技术：实验动物的繁殖对于科研工作至关重要。
繁殖技术包括选配合适的种配、控制营养、饲料等因素，合理管理饲养环境，以提高繁殖率和血缘纯度。
二、动物体内注射技术1.注射剂选择：根据实验需求和动物特性，选择合适的注射剂。
常用的注射剂有生理盐水、葡萄糖溶液、激素、抗生素等。
2.注射器选择：根据注射液体的性质和目的选择合适的注射器。
一般分为无菌注射器、玻璃注射器和胰岛素注射器等。
3.注射部位选择：注射部位的选择需根据实验目的和动物特性，例如，静脉注射一般选择尾静脉、后肢静脉等，肌肉注射一般选择胸肌、腹肌等。
4.操作技巧：进行体内注射前，需要提前准备好所需的注射器和注射液，并将动物固定位置，消毒注射部位。
然后按照注射动作快速、准确地操作。
注射结束后，要观察动物的反应状况。
三、动物行为观测技术1.设定观测指标：根据研究需求，在进行动物行为观测前，需要明确观测指标，例如行为频率、行为时长、社交行为等。
2.观测设备准备：根据观测目的，选择合适的观测设备，如摄像机、传感器、记录表等，并进行准确校准。
3.观测方法选择：根据动物的行为特征和观测目的，选择合适的观测方法，如直接观察法、电子监测法、定点观测法等。
同时也要注意避免过度打扰动物的行为。
4.数据处理与分析：观测结束后，需要对所得到的数据进行整理和分析，以得出科学结论。
通常可以利用计算机软件进行数据的统计和图表化处理。
四、动物解剖技术1.动物解剖准备：进行解剖前，需要准备好所需的解剖工具，如手术刀、镊子、剪刀、解剖针等，并确保工具的消毒和清洁。
动物实验常见操作技术
动物实验常见操作技术动物实验是科学研究中常用的一种手段，通过对动物进行各种操作和处理，获得与人类相关的科学数据和知识。
以下是动物实验中常见的操作技术。
一、麻醉和镇痛技术动物实验中会应用麻醉药物使动物失去感觉和意识，以减少动物在实验过程中的痛苦和压力。
常用的麻醉技术包括静脉麻醉、吸入麻醉和局部麻醉。
镇痛技术用于减轻术后疼痛，常采用各种药物如阿片类和非甾体抗炎药等。
二、手术技术手术技术是动物实验中常见的一项操作技术，用于在动物体内插入仪器、移除组织样本、修复组织或器官的损伤等。
常见的手术技术包括卵巢切除术、肝脏切片术、心脏手术等。
三、体内采样技术体内采样技术是从动物体内获取生物样本的一种方法，用于分析动物的生理和生化指标。
常见的体内采样技术包括血液采样、尿液采样、肠道内容物采样等。
四、药物给药技术药物给药技术是将药物通过各种途径输入动物体内，以研究药物的药代动力学和药效学等。
常见的给药途径包括静脉注射、腹腔注射、皮下注射等。
五、环境控制技术环境控制技术用于控制实验动物的环境条件，以确保实验结果的准确性和可靠性。
常见的环境控制技术包括温度控制、湿度控制、光照控制等。
六、行为测定技术行为测定技术用于评估动物的行为特征和认知功能，常用于研究动物的学习记忆、情绪行为等。
常见的行为测定技术包括开放田间测试、旋转杆测定、挖洞测试等。
七、分子生物学技术分子生物学技术用于研究动物的基因表达、DNA/RNA的分离和测定等。
常用的分子生物学技术包括PCR技术、凝胶电泳技术、蛋白质电泳技术等。
八、影像学技术影像学技术用于研究动物的器官结构、功能和病理变化等。
常见的影像学技术包括X线摄影技术、CT扫描、MRI等。
九、细胞培养技术细胞培养技术用于研究动物的细胞生长、增殖和代谢等。
常用的细胞培养技术包括离心培养、悬浮培养、共培养等。
以上列举了动物实验中常见的操作技术，不同实验目的和研究领域需要选用不同的操作技术，以获得准确和可靠的实验结果。
动物实验的基本技术和方法
动物实验的基本技术和方法动物实验是科学研究中常用的一种手段，通过对动物进行实验，可以了解生物体的生理、病理、药理等信息，对人类疾病的预防和治疗起到重要作用。
下面将介绍动物实验的基本技术和方法。
1.动物选择：选择适合进行实验的动物是进行动物实验的首要任务。
常用的实验动物有小鼠、大鼠、兔子、猪、狗等。
根据研究目的的不同，可以选择不同品种、不同年龄、不同性别的动物进行实验。
2.动物养护：对于实验动物的养护是确保实验结果可靠的重要环节。
动物应在适宜的温度、湿度和光照条件下饲养，并提供适宜的饲料和水源。
为了防止交叉感染，需要实施严格的无菌操作和动物消毒。
3.动物注射：动物注射是常用的动物实验技术之一、通过针筒和注射器将药物或其他物质注射到动物体内，以研究其作用机制。
常见的注射方式有皮下注射、肌肉注射和静脉注射。
4.动物手术：动物手术是进行生理、病理研究的重要手段。
常见的动物手术包括造模手术、器官移植手术和腹腔镜手术等。
在进行动物手术时，需要注意术前麻醉、手术操作的细节和术后的护理。
5.动物观察：动物观察是动物实验中重要的实验方法之一、通过观察动物行为、体征和疾病发展等，了解其生理和病理状态。
动物观察可以采用直接观察和间接观察的方法，比如记录动物的活动情况、进食量、体重变化等。
6.动物取样和检测：在动物实验中，需要采集动物的组织、血液、尿液等样本进行检测。
常用的动物取样方式有穿刺、切片、摘取组织等。
取样后，可以进行生化分析、免疫表型分析等检测方法进行进一步研究。
7.数据统计和分析：对于动物实验的结果，需要进行数据统计和分析，以得出科学的结论。
常用的统计分析方法有t检验、方差分析、回归分析等。
通过数据的处理和分析，可以确定实验结果的可靠性和显著性。
8.动物伦理：在进行动物实验时，需要遵循动物伦理原则，确保动物的福利和权益。
包括动物的合理饲养和管理、注重动物的生理和心理健康、减少动物的痛苦和不适等。
同时，需要通过伦理审查机构的审批，确保实验符合伦理要求。
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第二章动物实验的基本知识和操作技术第一节实验动物药理学实验常用的动物有蛙、蟾蜍、小白鼠、大白鼠、豚鼠、家兔、猫和犬等。
常根据实验目的和要求选用不同的实验动物。
由于不同的动物具有不同的特点，故所选用的动物应能较好地反映试验药物的选择性作用，并符合节约的原则。
（一）、实验动物的选择原则1、尽量选择与人体结构、机能、代谢及疾病特征相似的动物；2、选用的实验动物的解剖、生理特点应符合实验目的；3、根据人与实验动物对同一刺激的反应差异，选用具有明显反应的动物；4、根据生物医学研究必须达到的精确度，选用结构功能简单又能反映研究指标的动物；5、选用患有人类类似疾病的近交系或突变系动物；6、选用与实验设计、技术条件、实验方法等相适应的标准化动物；7、在不影响实验目的与结果的前提下，选择最易获得、最经济、便于操作管理的动物；8、供实验用的动物应具备质量合格证。
（二）、常用实验动物的特点1、蛙和蟾蜍离体心脏能较持久地有节律地搏动，常用于观察药物对心脏的作用；坐骨神经和腓肠肌标本可用来观察药物对周围神经、神经肌肉或横纹肌的作用；蛙的腹直肌还可以用于鉴定胆碱能药物的作用。
2、小白鼠是实验室最常用的一种动物。
易于大量繁殖，且价廉，适用需要大量动物的实验，如药物筛选、半数致死量测定、药物效价比较、抗感染、抗肿瘤药物及避孕药物的研究等。
3、大白鼠与小白鼠相似。
一些在小白鼠身上不便进行的实验可选用大白鼠，如药物抗炎作用的实验常选用大白鼠踝关节制备关节炎的模型。
此外，也可用大白鼠直接记录血压、作胆管插管，或用大白鼠观察药物的亚急性或慢性毒性。
大白鼠的血压和人相近，且稳定，现常用于抗高血压药物实验。
4、豚鼠是实验室常用动物之一。
对组织胺很敏感，容易致敏，常用于平喘药和抗组胺药的实验。
对结核菌亦敏感，故也用于抗结核药的研究。
此外还用于离体心脏及平滑肌实验，其乳头肌和心房常用于电生理特性及心肌细胞动作电位实验，研究抗心律失常药物的机理。
5、家兔温顺、易饲养，常用于观察药物对心脏、呼吸的影响及农药中毒和解救的实验。
亦用于研究药物对中枢神经系统的作用、体温实验、热原检查及避孕药实验。
6、猫与家兔比较，猫对外科手术的耐受性强，血压较稳定，故常用于血压实验，但价格较贵。
此外，猫也常用于心血管药物及中枢神经系统药物的研究。
7、犬药理实验需大动物时常用犬。
常用于观察药物对心脏泵功能和血流动力学的影响，心肌细胞电生理研究，降压药及抗休克药的研究等。
犬还可以通过训练，用于慢性实验研究，如条件反射、高血压的实验治疗、胃肠蠕动和分泌实验、慢性毒性实验。
（三）、实验动物选择的注意事项由于动物对外界刺激的反应存在个体差异，在选择实验动物时，还应注意动物的年龄、体重、性别、生理状态、健康状况及其品系、等级等因素对实验的影响。
二、实验动物的性别鉴别与编号（一）、实验动物的性别鉴别药理学实验常用的动物中，较大的动物(如家兔、猫、犬等)可以从生殖器分辨其性别，而较小的动物(如小白鼠、大白鼠、豚鼠等)的性别鉴别，通常以肛门与生殖孔之间的距离来判断，距离近者为雌性，距离远者为雄性。
（二）、实验动物的编号药理实验中常用多只动物同时进行实验，为避免混乱应将动物进行编号。
实验动物编号的目的在于将观察范围内的同种动物进行区别，以便于观察。
常用的方法有染色法、耳缘剪孔法、烙印法和号牌法等，可根据实验目的、动物种类和具备的条件选用，一般编号应具有清晰易辨、简便耐久的特点。
猫、犬、兔等较大的动物可用特别的号码牌固定于身上。
小白鼠、大白鼠及白色家兔等用黄色苦味酸涂于动物不同部位进行染色标记而编号。
例如在小白鼠，右前肢皮肤外侧涂色标记为1号，腹部右外侧皮肤涂色标记为2号，右后肢皮肤外侧涂色标记为3号，头部皮肤涂色标记为4号，背部正中皮肤标记为5号，尾巴根部标记为6号，7、8、9号在左侧同1、2、3号，第10号不涂黄色。
大白鼠的编号与小白鼠相同。
第二节实验动物的捉拿、给药和处死方法（一）、小白鼠、大白鼠1、捉拿法：小白鼠可采取双手法和单手法两种形式。
双手法：右手提起鼠尾，放在鼠笼盖或其他粗糙面上，向后方轻拉，小白鼠则将前肢固定于粗糙面上。
此时迅速用左手拇指和食指捏住小白鼠颈背部皮肤(图1)，并以小指与手掌尺侧夹持其尾根部，固定于手中。
单手法：小白鼠置于笼盖上，先用左手食指与拇指抓住鼠尾，手掌尺侧及小指夹住尾根部，然后用左手拇指与食指捏住颈部皮肤。
图1 小白鼠的捉拿方法图2 大白鼠的捉拿方法大白鼠容易激怒咬人，捉持时左手应戴防护手套或用厚布盖住大鼠，先用右手抓住鼠尾，再用左手拇指和食指握住头部，其余手指与手掌握住背部和腹部(图2)。
不要用力过大，切勿捏其颈部，以免窒息致死。
2、给药方法小白鼠（1）、灌胃(po)：左手固定小鼠，右手持灌胃器，灌胃针头自口角进入口腔，紧贴上腭插入食道(图3)，如遇阻力，将灌胃针头抽回重插，以防损伤。
常用灌胃量为0.1～0.2 ml/10g。
（2）、皮下注射(ih)：可用腹部、背部、腹股沟的皮下，此处皮肤比较松弛，也可由助手协助。
注药量一般为0.1～0.2 ml/10g。
（3）、肌肉注射(im)：一人抓住小鼠头部皮肤和尾巴，另一人持连4号针头的注射器，将针头刺入后腿外侧肌肉。
注射量一般不超过0.1～0.2 ml/只。
（4）、静脉注射(iv)：将小鼠置入固定器，酒精涂擦尾部，以使血管扩张。
自尾部末端刺入，刺入血管后抽针芯可见回血。
常用注射量为0.1～0.2 ml/10g。
图3 小白鼠的灌胃方法图4 小白鼠的腹腔注射方法（5）、腹腔注射(ip)：将小鼠固定后，从下腹部外侧进针，深度较皮下注射深(图4)。
常用注射量为0.1～0.2 ml/10g。
大鼠灌胃、腹腔注射、皮下注射及尾静脉注射与小鼠相似。
静脉注射也可在麻醉下行舌下静脉注射。
3、处死方法（1）、颈椎脱位法：术者左手持镊子或用拇指、食指固定小鼠头后部，右手捏住鼠尾，用力向后上方牵拉，听到鼠颈部喀擦声即颈椎脱位，脊髓断裂，鼠瞬间死亡。
（2）、打击法：用手抓住鼠的尾并提起，朝地面用力撞击鼠头致死（也可用小木锤用力打击鼠头（3）、吸入麻醉法：吸过量的乙醚。
（4）、大量放血法：可采用眼眶动、静脉放血致死。
（5）、空气栓塞法：将空气急速注入静脉致死。
小白鼠可注入0.3-0.5ml空气。
（二）蛙和蟾蜍1、捉拿法：左手握持蛙或蟾蜍，食指和中指夹住左前肢，拇指压住右前肢；右手将双下肢拉直，左手无名指及小指将其压住而固定。
此法用于淋巴囊注射。
毁脑和毁脊髓则用左手食指和中指夹持蛙或蟾蜍的头部，拇指和无名指小指握持双下肢，右手持刺针进行操作。
2、给药方法蛙皮下有数个淋巴囊(图5)，注药易吸收，常用腹淋巴囊。
注药时，将蛙四肢固定，使腹部向上，注射针头从蛙大腿上部刺入，经大腿肌层入腹壁肌层，再浅出至腹壁皮下，即是腹淋巴囊。
此法可避免药液外漏。
注药量一般为0.25～1.0 ml/只。
图5 青蛙的淋巴囊分布3、处死方法断头、毁脑法：常用于蛙类。
可用剪刀剪去头部或用金属探针经枕骨大孔破坏大脑和脊髓而致死。
大鼠和小鼠也可用断头法处死，术者需戴手套，两手分别抓住鼠头与鼠身，拉紧并显露颈部，由助手持剪刀，从颈部剪断头部。
（三）、豚鼠1、捉拿法：豚鼠性情温顺不咬人，可用左手直接从背侧握持前部躯干，体重小者用一只手捉持，体重大者宜用双手，右手托住臀部(图6)2、给药方法灌胃（见图6）、皮下注射、肌肉注射及腹腔注射方法基本同小鼠，给药量稍多。
静脉注射可选后脚掌外侧静脉或颈外静脉。
图5 豚鼠的捉拿方法图6 豚鼠的灌胃方法3、处死方法豚鼠可采用注射麻醉法，即注射戊巴比妥钠麻醉处死。
豚鼠可注射麻醉剂量的3倍以上的量腹腔内注射。
还可采用吸入麻醉法。
（四）家兔1、捉拿法：用左手抓住颈背部皮肤(抓的面积越大，其吃重点越分散)，将兔提起，以左手托住其臀部，使兔呈坐位(图7)图7 家兔的捉拿方法2、给药方法（1）灌胃：一人将兔身固定于腋下，一手固定兔头，另一手将开口器放入兔口。
另一人将导尿管从开口器孔插入口内，再慢慢插入食道和胃(图8)。
为慎重起见，可将胃管外端放入水中，如无气泡，则可证实导尿管在胃内。
灌胃量一般为10 ml/kg。
如用兔固定盒，可由一人操作。
图8 家兔的灌胃方法（2）、静脉注射：一人固定兔身和兔头，另一人在兔耳边缘血管(耳缘静脉)扩张后，从静脉末端刺入血管，左手拇指和食指固定针头和兔耳，右手注药(图9)。
注药量一般为2 ml/kg，等渗液可达10 ml/kg。
皮下、肌肉、腹腔注射与鼠类相似。
常用注药量分别0.5、1.0、5.0 ml/kg。
3、处死方法采用注射麻醉法：急速注射1.5-2 ml/kg（50 mg/ ml）戊巴比妥钠如兔的耳缘静脉；大量放血法（暴露颈动脉放血）；空气栓塞法（注入10-20 ml空气）。
（五）猫1、捉拿法：猫较为温顺，可用一只手捉住猫的颈部皮肤，另一只手托起四肢部抱起(图9)。
对凶暴猫，将手慢慢伸入笼内，轻抚猫的背、头、颈部。
一只手抓住猫的颈部，取出笼外，另一只手捉住从背到腰部的皮肤。
当猫不许手接触它的皮肤时，可用皮手套或用网捉拿。
图9 家兔的耳缘静脉注射方法图10 猫的捉拿方法2、给药方法与兔基本相同3、处死方法采用注射麻醉法：静脉或腹腔内急速注射戊巴比妥钠麻醉剂量的2-3倍；大量放血法（暴露颈动脉放血）；空气栓塞法（注入10-20 ml空气）。
（六）、犬1、捉拿法：用一捕犬叉夹住犬颈，另一人用一粗棉带绑住嘴巴，使其不能咬人。
如系驯顺犬，可突然捉住两耳，将前足提高，然后绑嘴巴。
绑嘴的方法是将扁带绕上下颌一周，在上颌上打一结，然后转向下颌，再作一结，最后将带牵引至头后颈背上打第三结，在此结上须再打一活结以固定之。
2、给药方法腹腔注射：犬被夹住后，用力将犬的颈、头压在地上，提起侧后肢，将药注入腹腔。
静脉注射：可从后肢外侧小隐静脉或前肢皮下头静脉注射。
3、处死方法采用注射麻醉法：静脉急速注射戊巴比妥钠100 mg/ kg；大量放血法（暴露股动、静脉放血）；空气栓塞法（注入70-150 ml空气）。
第二节实验动物的取血方法一、小鼠和大鼠1、剪尾取血法：将清醒鼠装入深颜色的布袋中，将鼠身裹紧，露出尾巴，用酒精涂擦或用温水浸泡使血管扩张，剪断尾尖后，尾静脉血即可流出，用手轻轻地从尾根部向尾尖挤捏，可取到一定量的血液。
取血后，用棉球压迫止血。
也可采用交替切割尾静脉方法取血。
用一锋利刀片在尾尖部切破一段尾静脉，静脉血即可流出，每次可取0.3～0.5 ml，供一般血常规实验。
三根尾静脉可替换切割，由尾尖向根部切割。
由于鼠血易凝，需要全血时，应事先将抗凝剂置于采血管中，如用血细胞混悬液，则立即与生理盐水混合。
2、眼球后静脉丛取血法：左手持鼠，拇指与中指抓住颈部皮肤，食指按压头部向下，阻滞静脉回流，使眼球后静脉丛充血，眼球外突。