实验小鼠摘除眼球采血方法

大、小鼠摘眼球采血标准操作规程

大、小鼠摘眼球采血标准操作规程一、目的本规程规定了实验室大、小鼠摘眼球采血的操作步骤、注意事项和安全要求，以确保实验结果的准确性和动物福利的考虑。

二、适用范围本规程适用于实验室进行大、小鼠摘眼球采血的操作。

三、操作步骤1.准备工具和材料：眼科剪、眼科镊、止血棉球、生理盐水或肝素抗凝剂。

2.操作前准备：确保实验动物处于深度麻醉状态，以减少动物的痛苦和应激。

3.保定动物：将动物固定在实验台上，保持头部和身体稳定。

4.剪毛消毒：用剪刀轻轻剪去眼睑周围的毛发，然后使用消毒液对眼部进行消毒。

5.暴露眼球：用眼科镊轻轻分开眼睑，暴露出眼球。

6.采血：用眼科剪在眼球根部剪断血管，然后用止血棉球压迫止血。

如果需要采集较多血液，可以在剪断血管后轻轻挤出血液。

7.抗凝处理：将采集的血液样本放入含有肝素抗凝剂的试管中，轻轻摇匀，防止血液凝固。

8.清理动物：在采血完成后，用生理盐水清洁眼部，避免感染。

9.观察动物：密切观察动物的恢复情况，确保无并发症发生。

四、注意事项1.操作过程中要轻柔、迅速，减少动物的痛苦和应激。

2.采血时要注意血管的选择和剪断，避免破坏其他组织。

3.使用抗凝剂时要注意与血液的比例，防止影响实验结果。

4.在操作过程中要保持实验台和工具的清洁消毒，避免交叉感染。

5.如果动物出现并发症或死亡，应立即停止操作并向上级报告。

五、安全要求1.操作人员必须经过专业培训，熟悉操作步骤和注意事项。

2.实验动物必须处于深度麻醉状态，以减少动物的痛苦和应激。

3.在操作过程中要注意自我防护，避免受伤或感染。

4.对于使用过的工具和材料要进行妥善处理，防止交叉感染或环境污染。

5.在实验结束后要做好记录和分析，以便于数据的追溯和总结。

小鼠摘除眼球采血及分离血清

小鼠摘除眼球采血及分离血清
一．器材离心管，弯头镊子，离心机，移液器
二．步骤
1. 摘除眼球采血
（1）左手拇、食指抓取小鼠双耳及颈后皮肤，小指固定尾部；（2）中指将小鼠左侧前肢轻压在胸骨心脏部位，无名指按在腹部，捻动拇指，轻压取血侧眼部皮肤，使眼球充血突出；（3）用弯头镊夹取眼球；（4）根据需要捻动拇指与食指的方向，使血液从眼眶内以不同速度垂直流入离心管；（5）同时用左手中指轻按小鼠心脏部位，以加快心脏泵血速度；（6）当血液流尽时，用脱臼法处死小鼠。

2. 分离血清（1）将离心管中的血置37℃温箱或水浴1小时，也可室温2小时；（2）再置4℃冰箱内3～4小时或过夜；（3）待血液凝固血块收缩后，4000rpm离心10分钟；（4）取上清于干净的离心管中，保存于-20℃，或加入防腐剂(0.01％硫柳汞或0.02％叠氮钠)，置4℃冰箱中保存备用。

三．注意： 1. 采血前，可给小鼠喂点水； 2. 摘眼球采血取血量能达0.8～1.2ml，但老年和疾病小鼠血量会降低；3. 采血场所有充足的光线；室温夏季保持在25～28℃，冬季，15～20℃为宜；4. 防止血液浸入眼部周围毛发，否则会造成污染和溶血； 5. 按压心脏时，用力一定要适度，若用力过度，一是会造成动物采血中途死亡，使采血不完全，二是有可能引起溶血现象发生，影响实验结果；6. 采血用的器材和试管必须保持清洁干燥；7. 采血时要防止小鼠挣扎，否则会损失比较多的血样；8. 血液凝固后不宜在4℃放置过久，否则会溶血。

小鼠眼球取血技巧根据需要捻动拇指与食指的方向,使血液从眼眶内以不同速度垂直流

小鼠眼球取血技巧小鼠摘除眼球采血及分离血清一．器材离心管，弯头镊子，离心机，移液器二．步骤1. 摘除眼球采血（1）左手拇、食指抓取小鼠双耳及颈后皮肤，小指固定尾部；（2）中指将小鼠左侧前肢轻压在胸骨心脏部位，无名指按在腹部，捻动拇指，轻压取血侧眼部皮肤，使眼球充血突出；（3）用弯头镊夹取眼球；（4）根据需要捻动拇指与食指的方向，使血液从眼眶内以不同速度垂直流入离心管；（5）同时用左手中指轻按小鼠心脏部位，以加快心脏泵血速度；（6）当血液流尽时，用脱臼法处死小鼠。

2. 分离血清（1）将离心管中的血置37℃温箱或水浴1小时，也可室温2小时；（2）再置4℃冰箱内3～4小时或过夜；（3）待血液凝固血块收缩后，4000rpm离心10分钟；（4）取上清于干净的离心管中，保存于-20℃，或加入防腐剂(0.01％硫柳汞或0.02％叠氮钠)，置4℃冰箱中保存备用。

三．注意：1. 采血前，可给小鼠喂点水；2. 摘眼球采血取血量能达0.8～1.2ml，但老年和疾病小鼠血量会降低；3. 采血场所有充足的光线；室温夏季保持在25～28℃，冬季，15～20℃为宜；4. 防止血液浸入眼部周围毛发，否则会造成污染和溶血；5. 按压心脏时，用力一定要适度，若用力过度，一是会造成动物采血中途死亡，使采血不完全，二是有可能引起溶血现象发生，影响实验结果；6. 采血用的器材和试管必须保持清洁干燥；7. 采血时要防止小鼠挣扎，否则会损失比较多的血样；8. 血液凝固后不宜在4℃放置过久，否则会溶血。

另附其他几种采血方法1）尾尖取血：当所需血量很少时采用本法。

固定动物并历出鼠尾，将鼠尾在45℃温水中浸泡数分钟，也可用二甲苯等化学药物涂擦，使局新血管扩张。

将鼠尾擦干，剪去尾尖，血自尾尖流出，让血液滴入盛器或直接用移液器吸取。

如需间隔一定时间，多次采取鼠尾尖部血液，每次采血时，将鼠尾剪去很小一段，取血后，先用棉球压迫止血并立即用6％液体火棉胶涂于尾巴伤口处，使伤口外结一层火棉胶薄膜，保护伤口。

大小鼠眼眶取血方法(附图)

大小鼠眼眶取血方法(附图)
• 介绍 • 眼眶取血方法 • 眼眶取血的优点与局限性 • 眼眶取血的实际应用 • 结论
01
介绍
眼眶取血的目的
01
眼眶取血是一种常用的动物实验取血方法，主要用于获取鼠类的血液样本。
02
通过眼眶取血可以检测和分析动物血液中的各种成分，用于评估药物效果、生理和病理状态等研究。
对大小鼠眼眶取血的总结
眼眶取血是一种方便、快捷、对动物损伤较小的采血方法，适用
于大小鼠等小型哺乳动物。
在进行眼眶取血时，应掌握正确的操作技巧和注意事项，以确保
采血过程的安全和有效性。
眼眶取血可用于多种实验研究领域，如药理学、毒理学、生理学
等，具有广泛的应用价值。
对未来研究的建议
进一步研究眼眶取血方法的最佳操作流程和注意事项，以提高采血效率和动物福利。
优化实验设计根据实验需求合理设计实验方案，尽量减少对动物的损伤和实验误差。
提高操作技巧为提高取血的准确性和动物舒适度，操作者应熟练掌握操作技巧，尽量减少对动物的损伤和实验误差。
注意动物凝血状况对于凝血功能异常的动物，应避免使用眼眶取血方法，以防止出血不止或形成血肿。
04
眼眶取血的实际应用
适用于需要反复或连续采血的实验场景。
02
眼眶取血方法
大小鼠眼眶取血步骤
固定动物
将大小鼠固定在装置中，确保其舒适且稳定。
采血
使用采血针从大小鼠的眼眶静脉丛中采集血液。
准备工具
准备大小鼠固定装置、酒精棉球、采血针等工具。
消毒
用酒精棉球对大小鼠眼部周围进行消毒。
注意事项
采血过程中要轻柔，避免对动物造成伤害。

大小鼠眼眶取血方法(附图)课件

在实际操作中，需要注意压迫的力度和时间，以免对动物造成不必要的损伤或影响实验结果。
采血后需要对动物进行适当的护理和观察，以确保其健康和生存。
结论应用
眼眶取血方法适用于需要反复采血的实验，如药物筛选、毒理学研究等。
需要注意的是，眼眶取血方法不适用于需要大量采血的实验，如血液生理研究等。
由于该方法对动物损伤小，因此在需要长时间观察的实验中具有优势。
尽量快速地完成采血过程，以减少动物的不适感。
观察动物状态
在采血过程中，要密切观察动物的状态，如出现异常反应应及时停止操作。
操作注意事项
01
02
03
04
消毒措施
在操作前应确保所有工具和材料都已经消毒，以减少感染的
风险。
动物福利
在采血过程中，要确保动物的福利，避免对其造成不必要的
பைடு நூலகம்痛苦和应激。
避免损伤其他组织
眼眶取血针
专用的眼眶取血针，确保取血准确、快速、方便。
试管
用于存放采集的血液样本，根据需要选择不同规格的试管。
实验台和实验器具
实验台应保持清洁，准备好其他必要的实验器具，如手术刀、棉球等。
实验环境
清洁度
实验环境应保持清洁，定期进行消毒，确保无菌操作。
温度和湿度
控制实验环境的温度和湿度，保持适宜的温湿度，以减少对实验结果的影响。
光照
实验环境的光照应适度，避免过强或过弱的光照对实验结果产生影响。
03
方法
操作步骤
准备工具与材料
准备大小鼠固定装置、消毒棉球、眼科剪、眼科镊、试管、抗凝剂等。
固定动物
将大小鼠置于固定装置中，确保其舒适且稳定。

摘眼球采血

一、1.割(剪)尾采血当所需血量很少时采用本法。

固定动物并露出鼠尾。

将尾部毛剪去后消毒，然后浸在45℃左右的温水中数分钟，使尾部血管充盈。

再将尾擦干，用锐器(刀或剪刀)割去尾尖0.3-0.5cm，让血液自由滴入盛器或用血红蛋白吸管吸取，采血结束，伤口消毒并压迫止血。

也可在尾部作一横切口，割破尾动脉或静脉，收集血液的方法同上。

每鼠一般可采血10余次以上。

小鼠每次可取血0.1ml，大鼠0.3～0.5ml。

2.鼠尾刺血法大鼠用血量不多时(仅做白细胞计数或血红蛋白检查)，可采用本法。

先将鼠尾用温水擦拭，再用酒精消毒和擦拭，使鼠尾充血。

用7号或8号注射针头，刺入鼠尾静脉，拔出针头时即有血滴出，一次可采集10～50mm3。

如果长期反复取血，应先靠近鼠尾末端穿刺，以后再逐渐向近心端穿刺。

3.眼眶静脉丛采血采血者的左手拇食两指从背部较紧地握住小鼠或大鼠的颈部(大鼠采血需带上纱手套)，应防止动物窒息。

当取血时左手拇指及食指轻轻压迫动物的颈部两侧，使眶后静脉丛充血。

右手持续接7号针头的1ml注射器或长颈(3～4cm)硬质玻璃滴管(毛细管内径0.5-1.0mm)，使采血器与鼠面成45℃的夹角，由眼内角刺入，针头斜面先向眼球，刺入后再转180度使斜面对着眼眶后界。

刺入浓度，小鼠约2～3mm，大鼠约4～5mm。

当感到有阻力时即停止推进，同时，将针退出约0.1-0.5mm，边退边抽。

若穿刺适当血液能自然流入毛细管中，当得到所需的血量后，即除去加于颈部的压力，同时，将采血器拔出，以防止术后穿刺孔出血。

若技术熟练，用本法短期内可重复采血均无多大困难。

左右两眼轮换更好。

体重20-25g的小鼠每次可采血0.2-0.3ml；体重200-300g大鼠每次可采血0.5-1.0ml，可适用于某些生物化学项目的检验。

4.断头取血采血者的左手拇指和食指以背部较紧地握住大(小)鼠的颈部皮肤，并作动物头朝下倾的姿势。

右手用剪刀猛剪鼠颈，约1/2-4/5的颈部前剪断，让血自由滴入盛器。

小鼠眼眶静脉丛采血方法经验总结

小鼠眼眶静脉丛采血1、器材碘伏、1ml注射器或长颈(3～4cm)硬质玻璃管(毛细管内径0.5-1.0mm×100mm，对半折断)、5%葡萄糖注射液或生理盐水。

2、步骤先麻醉小鼠。

（可在采血前给予相应量5%葡萄糖注射液或生理盐水腹腔注射，这样可提高穿刺失血后小鼠的存活率）碘伏消毒眼周皮毛。

（必须等碘伏干后才可穿刺，否则会溶血）采血者的左手拇食两指从背部较紧地握住小鼠或大鼠的颈部(大鼠采血需带上纱手套)，应防止动物窒息。

当取血时左手拇指及食指轻轻压迫动物的颈部两侧，使眶后静脉丛充血。

右手持注射器或玻璃管。

玻璃管平端先沿着鼻侧眼角慢慢滑动至眼球正下方的眼皮内，此时左手微微顺时针旋转，使小鼠头部相对位置微向右下偏转，即相当于玻璃管刺入时是对着口腔方向的（这样做可避免小鼠失明）。

从眼眶下端中间垂直于鼠面略斜向内眦方刺入，针头斜面先向眼球，当感到有阻力时即停止推进，刺入后再转180度使斜面对着眼眶后界。

（刺入深度，小鼠约2～3mm，大鼠约4～5mm，不能插过深！）这个动作应稳且迅速。

一般情况下，即会有血液流出，若不行，则将针退出约0.1-0.5mm，若还不行，可快速拧搓毛细管，进一步破坏内眦静脉丛，加快出血速度。

（若血量还是不足或要不惜处死小鼠以尽可能多取血，可使臀部高于头部）如出血速度满意，最好计数出血小滴数目，一般25g左右的小鼠28小滴血（0.4毫升）的出血量不会危及小鼠生命。

当得到所需的血量后，即除去加于颈部的压力，同时，将采血器拔出，清洁棉球压迫眼部片刻，碘伏消毒眼部。

若要重复采血，可左右两眼轮换，同一动物可反复交替穿刺双眼多次。

（每次采血后需要3到4周才可采下一次）。

小鼠采血方法实验报告(3篇)

第1篇一、实验目的1. 掌握小鼠采血的方法和技巧。

2. 了解不同采血方法的特点和适用范围。

3. 提高动物实验操作的规范性和安全性。

二、实验材料1. 实验动物：健康小鼠若干只。

2. 实验器材：解剖显微镜、手术刀、剪刀、镊子、无菌手术器械、无菌棉球、液体火棉胶、注射器、无菌生理盐水、消毒液等。

三、实验方法1. 采血方法：本次实验主要采用剪尾采血和眼眶后静脉丛采血两种方法。

（1）剪尾采血：a. 将小鼠置于实验台上，用左手拇指和食指抓住小鼠颈部皮肤，将其头朝下。

b. 将小鼠尾巴浸泡于50℃热水中数分钟，使尾部血管充盈。

c. 擦干尾部，用剪刀或手术刀剪去尾尖1-2mm。

d. 用注射器吸取无菌生理盐水，注入伤口处，使血液流出。

e. 用无菌棉球压迫伤口处止血，并涂上液体火棉胶。

（2）眼眶后静脉丛采血：a. 将小鼠置于实验台上，用左手拇指和食指抓住小鼠颈部皮肤，将其头朝下。

b. 将麻醉药物滴入采血侧眼球，对小鼠眼部进行局部麻醉。

c. 用左手拇指和食指压迫小鼠颈部两侧，阻碍静脉回流，使眼球充分外突，眼眶后静脉丛充血。

d. 右手持硬质毛细玻璃管，沿眼角刺入眼眶底部，轻轻捻动毛细管，使其刺入眼眶静脉丛，可见血液流出。

e. 采集到所需血量后，用无菌棉球压迫伤口处止血。

2. 血液样本处理：a. 将采集到的血液样本注入无菌试管中。

b. 混匀血液样本，按照实验要求进行分离、检测等后续处理。

四、实验结果与分析1. 剪尾采血：a. 采血量：约0.1-0.2mL。

b. 采血时间：约5-10分钟。

c. 采血成功率：95%。

2. 眼眶后静脉丛采血：a. 采血量：约0.2-0.3mL。

b. 采血时间：约10-15分钟。

c. 采血成功率：90%。

五、实验讨论1. 剪尾采血方法操作简便，适用于少量多次采血，但可能导致小鼠尾部疼痛，影响动物福利。

2. 眼眶后静脉丛采血方法适用于中等量采血，成功率较高，但需要局部麻醉，可能对小鼠造成一定程度的刺激。