大鼠侧脑室穿刺给药方法
脑室穿刺术操作步骤
脑室穿刺术操作步骤
脑室穿刺术是一种常见的神经外科手术，用于治疗脑脊液积聚
或测量脑脊液压力。
以下是脑室穿刺术的基本操作步骤：
1. 患者准备：
- 患者需要空腹，通常在手术前6小时内停止进食和饮水。
- 患者应该在手术前进行全身检查，并提供血液检查和影像学
检查结果。
2. 麻醉：
- 通常使用局部麻醉，但在某些情况下可能需要全身麻醉。
- 当使用局部麻醉时，医生会在头部表面注射麻醉药物，以确
保患者不会感到痛苦。
3. 确定穿刺点：
- 医生会使用影像学技术，如CT或MRI扫描，来确定最佳的
穿刺点。
- 穿刺点通常选择在头骨的特定位置，以便能够准确进入脑室。
4. 穿刺过程：
- 医生会用消毒剂清洁穿刺点的皮肤，并注射局麻药以减少疼痛。
- 接下来，医生会使用尖锐的穿刺针穿过头皮、颅骨和硬膜，最终进入脑室。
- 一旦进入脑室，医生会取出穿刺针的内芯，以便进行样本采集或脑脊液引流。
- 在操作完成后，医生会在穿刺点处覆盖创口以避免感染，并采取必要的应对措施。
5. 后期护理：
- 穿刺术后，患者需要保持卧床休息，直到麻醉效果消退。
- 医生会定期观察患者的症状和体征，并进行必要的检查。
- 患者需要密切关注任何并发症的迹象，如头痛、发热、出血等。
需要注意的是，脑室穿刺术是一项复杂的手术，操作时需要非常谨慎。
在进行手术之前，患者应该与医生详细讨论手术风险和潜在的并发症。
请注意：以上内容仅供参考，具体操作步骤应根据医生的指示和实际情况进行。
盐酸多奈哌齐对侧脑室注射Aβ25-35大鼠海马脑源性神经营养因子表达的影响
盐酸多奈哌齐对侧脑室注射Aβ25-35大鼠海马脑源性神经营养因子表达的影响王亮亮; 王哲; 高旭红; 李黎黎; 马中子; 孟宪峰【期刊名称】《《中国全科医学》》【年(卷),期】2010(013)002【总页数】3页(P166-168)【关键词】脑源性神经生长因子; 盐酸多奈哌齐; 海马; A25-35【作者】王亮亮; 王哲; 高旭红; 李黎黎; 马中子; 孟宪峰【作者单位】110001 辽宁省沈阳市中国医科大学附属第一医院心理科; 中国医科大学解剖学教研室【正文语种】中文【中图分类】R749.1脑源性神经营养因子 (brain-derivedneurotrophicfactor,BDNF)是神经营养因子家族的一个重要成员,广泛分布于中枢神经系统,具有重要的神经保护作用并对学习记忆功能有重要的作用[1-2]。
同时,研究还发现阿尔茨海默病 (Alzheimer disease,AD)患者海马、皮质、基底前脑神经元中 BDNF和它的受体(tyrosinekinaseB,trkB)表达明显下降,提示BDNF可能与 AD呈一定的相关性[3-5]。
因此探讨 BDNF在 AD患者脑内表达下降的原因,并寻找有效药物以抑制细胞内下调BDNF表达的信号通路或增加细胞内BDNF表达成为治疗AD的措施之一。
盐酸多奈哌齐 (donepezil,DN)作为一种乙酰胆碱酯酶抑制剂广泛用于 AD的治疗,近几年的研究发现除以上的机制外,其对 AD神经元还有保护作用,使神经元免于丢失[6]。
但其是否能通过影响 AD患者脑内 BDNF的表达而发挥神经保护作用的研究还较少,故本研究通过向大鼠侧脑室注射微量Aβ25-35建立 AD动物模型[7],然后予以 DN治疗,通过免疫组化及免疫印迹方法观察大鼠海马区 BDNF的表达变化,以期探讨 DN对 AD脑内神经元保护的作用机制。
1 材料与方法1.1 实验动物及分组相同环境下饲养的清洁级雄性 Wistar大鼠 24只 (中国医科大学实验动物部,许可证号:SYXK[辽]2003-0013),3月龄,体质量(200±20)g,采用数字表法将大鼠随机分为对照组、模型组和干预组。
侧脑室注射及脑内置管
我给幼年（5周）SD大鼠侧脑室注射药物，有两个问题请教：1.因为我想增加造模的成功率，想尽可能往侧脑室注射更多的药物。
我想注射50ul，行吗？2.注射后如何验证注射的部位就是侧脑室呢？还仍然是用染色液注射后，多聚甲醛灌流，固定，然后做冰冻切片吗？那样的话，注射液会不会随脑脊液流动而无法辨认呢？能否给一个详细解答，谢谢1.脑室内注射液体量并没有绝对的上限,要看注射的时间,如果是微电泳注射,注射量应该大于压力注射法2.直接注射染液,随即断头,速冻,以刀片切至注射位置,观察染液是否在脑室内鉴于侧脑室的容积有限，不推荐注射50ul这么大的量，尤其是一次注射50ul。
个人推荐sd大鼠侧脑室注射药物控制在3－10ul之间，如果注射体积较大，应控制注射速度，不易过快，以免引起脑室压力过大。
我给幼年（5周）SD大鼠侧脑室注射药物，有两个问题请教：1.因为我想增加造模的成功率，想尽可能往侧脑室注射更多的药物。
我想注射50ul，行吗？2.注射后如何验证注射的部位就是侧脑室呢？还仍然是用染色液注射后，多聚甲醛灌流，固定，然后做冰冻切片吗？那样的话，注射液会不会随脑脊液流动而无法辨认呢？能否给一个详细解答，谢谢-----------------------------------------------------------------------------------------------------------你的实验可能较难做，首先侧脑室的定位是个大问题，估计你可能需要摸索较长时间。
一次注射50ul量太大，建议量控制在5---7ul最好。
我做过SD大鼠的侧脑室注射。
1.牙钻钻开颅骨，按照Paxinox& Watson 大鼠脑立体坐标，取AP＝－1.0mm ，ML＝2.0mm，DV＝4.5mm（250g体重）坐标注射药物，即可进入脑室。
在做实验前先预试验，用胎盘蓝代替药物，注射后半小时取脑观察胎盘蓝的分部。
实验大鼠的操作方法有哪些
实验大鼠的操作方法有哪些
实验大鼠的操作方法有以下几种：
1. 静脉注射：通过尾静脉或耳静脉等途径将试验物质注入大鼠体内。
这种方法常用于给药试验或血液样本收集。
2. 腹腔注射：将试验物质注射到大鼠的腹腔。
这种方法常用于给药试验或细胞移植。
3. 皮下注射：将试验物质注射到大鼠的皮下组织中。
这种方法常用于给药试验或细胞移植。
4. 鼻饲灌胃：通过胃插管将试验物质从大鼠的鼻孔或口腔灌入其胃部。
这种方法常用于给药试验或喂养试验。
5. 剖腹手术：通过剖开大鼠的腹部，可进行各种内脏器官的操作，如移植、切除、植入。
6. 经口给药：将试验物质通过灌胃器或针管等工具直接灌入大鼠的口腔中。
7. 麻醉：使用麻药将大鼠镇静或麻醉，以进行无痛操作，常用于手术。
8. 血液采集：通过尾静脉、颈静脉或眼眶窝等途径采集大鼠的血液样本。
以上仅列举了一些常见的实验大鼠操作方法，具体应根据实验目的和所需操作的策略选择合适的方法。
同时，在进行实验动物操作前，应遵循相关伦理规范和动物福利要求。
侧脑室注射
侧脑室注射一、大鼠侧脑室注射（需定位器）SD大鼠，侧脑室的坐标是以前囟点为中心定好坐标，旁开1。
5mm，向后囟方向1。
1mm ，深4。
5mm。
一、实验器具和药品（一)器具小号的注射用针头（外径为0。
7mm，内径为0.5mm，要磨平，磨光滑，长度大概为1cm，中间套有一小的塑料垫片，以便固定）,不锈钢的细铁丝（长度大概为1。
2-1.5cm,要求与小号针头的内径相一致，用作导管外的塞子,外面套有与小号的注射用针头粗细一致的塑料，用作塞帽，便于打开)，小号螺钉（固定用）和螺丝刀,剪毛剪，镊子，眼科剪（镊），手术刀片（柄），小号注射器,注射针头，烧杯，铝饭盒,手术灯，墨水（作标记），棉签,酒精棉球（二)药品生理盐水，青霉素，戊巴比妥钠,H2O2，502胶水，义齿基托树脂，义齿基托树脂液II型二、实验动物健康的成年大鼠，体重在170—200g，动物手术前在实验室条件下适应性饲养1周，并于手术前称重，以确定麻醉剂用量。
三、实验步骤（一)、麻醉麻醉剂为戊巴比妥钠溶液，浓度为20mg/ml，腹腔注射.体重在170—200g的成年大鼠，注射剂量为0.65ml/只，即可保证整个实验过程动物一直安静。
（二）、固定1、在一水平桌面上，水平调整好立体定向器（江弯I型C），包括水平上的左右2根钢针、前面的牙齿固定针以及上方的钢针部分.要求左右2根钢针在一水平线上，左右距离一致，牙齿固定针部位水平，与左右2根钢针在一水平面上,并且与左右2根钢针的尖端连接处形成一个等边三角形.上方钢针保持垂直，其尖端处与牙齿固定处以及2耳蜗连线的中点在同一个竖直平面上。
立体定向器的中空部分用一个空的形状适宜柔软的纸盒垫平，位置与底座左右2根坐杆齐平。
2、将已麻醉的动物（大鼠）水平并以俯卧的姿势置于盒子的上方，并使水平上的左右2根钢针的尖端刚好对准耳蜗，先将牙齿卡好，然后慢慢的旋紧水平钢针，使之尖端缓缓的伸进耳蜗（一边一边进行），直至松紧适宜，整个头颅水平固定，不能摇动为止（可从定向器前方察看）。
小鼠侧脑室重复给药
小鼠侧脑室重复给药
小鼠侧脑室重复给药是一种将药物注入小鼠侧脑室内，随后多次重复给药的实验方法。
侧脑室是大脑内一个含有脑脊液的腔体，可以通过脑室内注射给药，使药物迅速分布到整个大脑。
重复给药可以模拟临床上连续给药的情况，观察药物效果在时间上的演变。
小鼠侧脑室重复给药可以用于研究药物在大脑中的分布、药物对神经系统的影响以及疾病模型中药物治疗的效果。
例如，在神经科学研究中，可以通过侧脑室给小鼠注射神经递质激动剂或抑制剂，以研究神经递质对行为和认知功能的调控机制。
在实验中，需要将药物通过微注射泵或手动注射器注入小鼠侧脑室。
为了确保注射准确和安全，可以通过显微镜引导下将注射针精确地插入小鼠的侧脑室。
注射完成后，可以在特定时间点观察药物效果，并进行行为测试或取脑组织进行进一步的分析。
总之，小鼠侧脑室重复给药是一种常用的实验方法，可以用于研究药物在大脑中的作用机制和治疗效果，有助于进一步了解神经系统的功能和疾病的治疗策略。
实验动物的给药方法【范本模板】
实验动物的给药方法在动物实验中，为了观察药物对机体功能、代谢及形态引起的变化，常需要将药物注入动物体内。
给药的途径和方法多种多样，可根据实验目的、实验动物种类和药物剂型、剂量等情况确定。
(一）注射给药法1。
皮下注射注射时用左手拇指及食指轻轻捏起皮肤，右手持注射器将针头刺入，固定后即可进行注射.①小鼠在背部或前肢腋下，大鼠在背部或侧下腹部；②豚鼠在后大腿内侧、背部等脂肪少的部位；③兔在背部或耳根部注射;④蛙可在脊背部淋巴囊注射；⑤狗多在大腿外侧注射,拔针时,轻按针孔片刻，防药液逸出。
2。
皮内注射此法用于观察皮肤血管的通透性变化或观察皮内反应. 如将一定量的放射性同位素溶液、颜料或致炎物质、药物等注入皮内,观察其消失速度和局部血液循环变化，作为皮肤血管通透性观察指标之一。
方法是：将动物注射部位的毛剪去，消毒后，用皮试针头紧贴皮肤皮层刺入皮内，然后使针头向上挑起并再稍刺入,即可注射药液。
注射后可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘.3. 肌肉注射当给动物注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时，常采用肌肉注射。
肌肉注射一般选用肌肉发达、无大血管经过的部位，多选臀部。
注射时针头要垂直快速刺入肌肉，如无回血现象即可注射。
给大、小鼠作肌肉注射时，选大腿外侧肌肉进行注射。
4. 腹腔注射先将动物固定，腹部用酒精棉球擦试消毒,然后在左或右侧腹部将针头刺入皮下，沿皮下向前推进约0。
5厘米,再使针头与皮肤呈45 度角方向穿过腹肌刺入腹腔,此时有落空感，回抽无肠液、尿液后,缓缓推入药液。
此法大小鼠用的较多.5。
静脉注射是将药液直接注射于静脉管内，使其随着血液分布全身，迅速奏效。
但排泄较快，作用时间较短。
①小鼠、大鼠的静脉注射：常采用尾静脉注射。
鼠尾静脉共有3根，左右两侧和背侧各1根，两侧尾静脉比较容易固定，故常被采用。
操作时，先将动物固定在暴露尾部的固定器内（可用烧杯、铁丝罩或粗试管等物代替），用75％酒精棉球反复擦试使血管扩张，并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，注射时针头尽量采取与尾部平行的角度进针。
大鼠清醒无麻醉状态下的侧脑室给药方法的研究
［ 关键词 ］ 大鼠 ； 清醒 ； 侧脑室注射 ［ 中图分类号 ］ Ｒ ７ ４ ２ ； Ｒ ３ ３ ８ ［ 文献标 识码 ］ Ａ ［ 文章 编号］ １ ０ ０ ９— ０ ９ ５ ９ （ ２ ０ １ ７ ） ０ ８— ０ ７ ９ ７— ０ ３
Ｓｔ ｕ ｄｙ ｏ ｎ Ｉ ｎ ｔ ｒ ａ ｃ ｅ ｒ ｅ ｂｒ ｏ ｖ ｅ ｎｔ ｒ ｉ ｃ ｕｌ ａ ｒ Ａｄｍ ｉ ｎ ｉ ｓ ｔ ｒ ａ ｔ ｉ ｏ ｎ ｏ ｆ Ｒａ ｔ ｓ ｗｉ ｔ ｈｏ ｕｔ Ａｎｅ ｓ ｔ ｈ ｅ ｓ ｉ ａ
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• 手术步骤
• 1.用10%的水合氯醛麻醉大鼠（SD，250-350克），使动 物呈俯卧姿势，将大鼠头部固定于脑立体定位仪上，门齿 杆-3.3mm，三个标准检测是否固定成功，鼻对正中，头 部不动，提尾不掉。 • 2.头顶皮肤剃毛，消毒，在头部正中做一长约0.5-1cm切 口，分开头骨上附着的骨膜及肌肉，撕开颅顶筋膜，以棉 球蘸少量双氧水涂擦颅骨表面，清楚暴露前囟点，并用墨 水标记。
Part v: Materials and Methods
• 实验器材
• 1.套管系统：在SD大鼠上进行侧脑室置管给药使用的外管， 相配套的内芯和内针均购自深圳市瑞沃德生命科技有限公 司。并用该公司配套的PE管给药。 • 2.管道系统的直径和长度的选择：应根据需注射的脑区的 坐标进行选择。
• 外管，相配套的内芯和内针如下图所示
• 9.手术固定好大鼠的图片
• 10.术后大鼠刚苏醒的图片
ቤተ መጻሕፍቲ ባይዱ
Part III: The disadvantage
• 麻醉，立体定位仪固定时对动物的外耳道 及鼓膜的损伤，颅骨钻孔以及穿刺导管进 入脑实质造成的损伤等，使动物在术后几 天内都处于应激状态，可能干扰甚至掩盖 给药早期动物对药物的反应。
• 针道损伤破坏了血脑屏障的完整性，使血 细胞及血中的各种免疫因子进入脑，干扰 了神经元和胶质细胞周围的微环境，背离 了使结果接近正常生理状态反应的初衷。
• 3.以前囟点为0点寻找进针点，其坐标为：AP:1.0mm， L:1.5mm，H:4.5mm，墨水标记。 • 4.用牙科钻将标记点钻开至硬脑膜，用针尖刺破硬脑膜， 消毒棉签止血，干燥术野。 • 5.将穿刺导管垂直插入约4.5mm，用95%的酒精涂搽，使 颅骨表面干燥。
• 6.将牙托粉粉剂和水剂按比例混合调匀后涂到导管周围， 等待牙托粉完全凝固。 • 7.缝合大鼠头皮切口，保证头皮完整，同时更好地固定导 管。 • 8.术毕，单笼饲养，青霉素8万单位肌肉注射连续3天。一 周后可给大鼠微量泵灌注给药。
大鼠侧脑室穿刺给药方法
李嘉翔 中山大学附属第一医院心内科科研型研究生
Part I: Introduction
• 侧脑室置管穿刺给药是神经生物学研究中 常用的实验手段，多用于观察目的核团或 脑区对某些药物刺激的反应。
Part II: The advantage
• 将药物直接注入脑内可以直接作用于在体 状态下感兴趣的神经元及胶质细胞，比其 他给药途径更直接，得出的结果较体外实 验，如细胞培养等更接近生理状态下的反 应。
Part Iv: The solution
• 目前国际上公认的脑内给药方法为：在立 体定位仪的引导下，将一合适直径和长度 的带内芯的管道埋置于需要的位置，用牙 托粉将管道的外露部分固定于颅骨表面。
• 术后5到10天，手术应激已经基本消失，血 脑屏障基本恢复。此时，可以在动物清醒 状态下把内芯抽出，将一内针插入管道达 目的部位注射给药后将内针抽出，再插入 内芯封闭管道以再次给药。此法基本避免 了应激及血液因素的干扰，可以得到比较 可信的结果。