大鼠侧脑室穿刺步骤
脑室穿刺术操作步骤
脑室穿刺术操作步骤
脑室穿刺术是一种常见的神经外科手术，用于治疗脑脊液积聚
或测量脑脊液压力。
以下是脑室穿刺术的基本操作步骤：
1. 患者准备：
- 患者需要空腹，通常在手术前6小时内停止进食和饮水。
- 患者应该在手术前进行全身检查，并提供血液检查和影像学
检查结果。
2. 麻醉：
- 通常使用局部麻醉，但在某些情况下可能需要全身麻醉。
- 当使用局部麻醉时，医生会在头部表面注射麻醉药物，以确
保患者不会感到痛苦。
3. 确定穿刺点：
- 医生会使用影像学技术，如CT或MRI扫描，来确定最佳的
穿刺点。
- 穿刺点通常选择在头骨的特定位置，以便能够准确进入脑室。
4. 穿刺过程：
- 医生会用消毒剂清洁穿刺点的皮肤，并注射局麻药以减少疼痛。
- 接下来，医生会使用尖锐的穿刺针穿过头皮、颅骨和硬膜，最终进入脑室。
- 一旦进入脑室，医生会取出穿刺针的内芯，以便进行样本采集或脑脊液引流。
- 在操作完成后，医生会在穿刺点处覆盖创口以避免感染，并采取必要的应对措施。
5. 后期护理：
- 穿刺术后，患者需要保持卧床休息，直到麻醉效果消退。
- 医生会定期观察患者的症状和体征，并进行必要的检查。
- 患者需要密切关注任何并发症的迹象，如头痛、发热、出血等。
需要注意的是，脑室穿刺术是一项复杂的手术，操作时需要非常谨慎。
在进行手术之前，患者应该与医生详细讨论手术风险和潜在的并发症。
请注意：以上内容仅供参考，具体操作步骤应根据医生的指示和实际情况进行。
侧脑室注射
侧脑室注射一、大鼠侧脑室注射（需定位器）SD大鼠，侧脑室的坐标是以前囟点为中心定好坐标，旁开1.5mm，向后囟方向1.1mm ，深4.5mm。
一、实验器具和药品（一）器具小号的注射用针头（外径为0.7mm,内径为0.5mm,要磨平，磨光滑，长度大概为1cm，中间套有一小的塑料垫片，以便固定），不锈钢的细铁丝（长度大概为1.2-1.5cm，要求与小号针头的内径相一致，用作导管外的塞子，外面套有与小号的注射用针头粗细一致的塑料，用作塞帽，便于打开），小号螺钉（固定用）和螺丝刀，剪毛剪，镊子，眼科剪（镊），手术刀片（柄），小号注射器，注射针头，烧杯，铝饭盒，手术灯，墨水（作标记），棉签，酒精棉球（二）药品生理盐水，青霉素，戊巴比妥钠，H2O2，502胶水，义齿基托树脂，义齿基托树脂液II型二、实验动物健康的成年大鼠，体重在170-200g，动物手术前在实验室条件下适应性饲养1周，并于手术前称重，以确定麻醉剂用量。
三、实验步骤（一）、麻醉麻醉剂为戊巴比妥钠溶液，浓度为20mg/ml，腹腔注射。
体重在170-200g的成年大鼠，注射剂量为0.65ml/只，即可保证整个实验过程动物一直安静。
（二）、固定1、在一水平桌面上，水平调整好立体定向器（江弯I型C），包括水平上的左右2根钢针、前面的牙齿固定针以及上方的钢针部分。
要求左右2根钢针在一水平线上，左右距离一致，牙齿固定针部位水平，与左右2根钢针在一水平面上，并且与左右2根钢针的尖端连接处形成一个等边三角形。
上方钢针保持垂直，其尖端处与牙齿固定处以及2耳蜗连线的中点在同一个竖直平面上。
立体定向器的中空部分用一个空的形状适宜柔软的纸盒垫平，位置与底座左右2根坐杆齐平。
2、将已麻醉的动物（大鼠）水平并以俯卧的姿势置于盒子的上方，并使水平上的左右2根钢针的尖端刚好对准耳蜗，先将牙齿卡好，然后慢慢的旋紧水平钢针，使之尖端缓缓的伸进耳蜗（一边一边进行），直至松紧适宜，整个头颅水平固定，不能摇动为止（可从定向器前方察看）。
侧脑室注射及脑内置管
我给幼年（5周）SD大鼠侧脑室注射药物，有两个问题请教：1.因为我想增加造模的成功率，想尽可能往侧脑室注射更多的药物。
我想注射50ul，行吗？2.注射后如何验证注射的部位就是侧脑室呢？还仍然是用染色液注射后，多聚甲醛灌流，固定，然后做冰冻切片吗？那样的话，注射液会不会随脑脊液流动而无法辨认呢？能否给一个详细解答，谢谢1.脑室内注射液体量并没有绝对的上限,要看注射的时间,如果是微电泳注射,注射量应该大于压力注射法2.直接注射染液,随即断头,速冻,以刀片切至注射位置,观察染液是否在脑室内鉴于侧脑室的容积有限，不推荐注射50ul这么大的量，尤其是一次注射50ul。
个人推荐sd大鼠侧脑室注射药物控制在3－10ul之间，如果注射体积较大，应控制注射速度，不易过快，以免引起脑室压力过大。
我给幼年（5周）SD大鼠侧脑室注射药物，有两个问题请教：1.因为我想增加造模的成功率，想尽可能往侧脑室注射更多的药物。
我想注射50ul，行吗？2.注射后如何验证注射的部位就是侧脑室呢？还仍然是用染色液注射后，多聚甲醛灌流，固定，然后做冰冻切片吗？那样的话，注射液会不会随脑脊液流动而无法辨认呢？能否给一个详细解答，谢谢-----------------------------------------------------------------------------------------------------------你的实验可能较难做，首先侧脑室的定位是个大问题，估计你可能需要摸索较长时间。
一次注射50ul量太大，建议量控制在5---7ul最好。
我做过SD大鼠的侧脑室注射。
1.牙钻钻开颅骨，按照Paxinox& Watson 大鼠脑立体坐标，取AP＝－1.0mm ，ML＝2.0mm，DV＝4.5mm（250g体重）坐标注射药物，即可进入脑室。
在做实验前先预试验，用胎盘蓝代替药物，注射后半小时取脑观察胎盘蓝的分部。
大鼠脑脊液抽取的新方法
图 1 大鼠固定示意图
收稿日期： 2011 － 06 － 28 * 基金项目： 国家自然科学基金（ No． 30870854） ； 北京市教委科技 创 新 平 台 项 目 （ PXM2011 _014226 _07 _000070 ） ； 北 京 市 优 秀 人 才 基 金 D
类（ 2011D005018000007） 资助 作者简介： 任长虹 （ 1974 － ） ，女，博士。研究方向： 神经生物学。E-mail： ren97hong2001@ yahoo． com． cn 通信作者： 吉训明 （ 1970 － ） ，男，主任医师。研究方向： 神经外科脑血管病的机制及治疗研究。E-mail： jixm70@ hotmail． com
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第 29 卷 第 1 期 2012 年 2 月
櫴櫴櫴櫴櫴毷 技术·方法
实验动物科学 LABORATORY ANIMAL SCIENCE
Vol． 29 No． 1 February 2012
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大鼠脑脊液抽取的新方法*
任长虹1 高明清1，2 曹金强1，3 李 宁1 Kevin K． W． Wang4 吉训明1
大鼠固定后通过触摸找到枕骨嵴occipitalcrest如果是初学者为了明确具体位置可以在此处用记号笔标识大鼠头部固定后如果角度适中隐约可见枕骨嵴后有一肌肉间隙以枕骨嵴下mm处的肌肉间隙处为进针点用手触摸有三角形凹陷进针角度与身体平行即针与头部的角度约为135图2针尖坡面向上缓慢向前进针到小脑延髓池cisternamagna深度约为cm
脑脊液（ Cerebro-Spinal Fluid，CSF） 为无色透明 的液体，充 满 在 各 脑 室、蛛 网 膜 下 腔 和 脊 髓 中 央 管 内，由脑室中的脉 络 丛 产 生［1］。 若 中 枢 神 经 系 统 发 生 病 变 ，神 经 细 胞 代 谢 紊 乱 ，将 使 脑 脊 液 的 性 状 和 成 分发生改变。因此，大 鼠 脑 脊 液 常 被 用 于 脑 损 伤 机 制 、生 物 标 记 物 、药 物 治 疗 等 研 究 领 域 中 ，但 是 ，由 于 脑脊液提取过程复 杂，且 容 易 刺 穿 延 髓 致 使 大 鼠 死 亡，脑脊液提取的成 功 率 低 也 是 许 多 实 验 室 面 临 的 问题。因此，本文将 介 绍 一 种 简 便 易 行 的 大 鼠 脑 脊 液 的 提 取 方 法 ，为 大 鼠 脑 脊 液 的 相 关 研 究 提 供 参 考 。
脑室穿刺术操作规程
脑室穿刺术操作规程
1适应症：
1)主要应用于作脑室造影。
2)测量脑室内压力和脑脊液成分的变化。
3)用于抢救由后颅凹或中线结构占位性病变引起的脑疝。
2方法
1)手术前剃头，当日晨禁食。
2)依照病人情况给予镇静剂。
3)一般应用于侧脑室前角穿刺，小儿可用前囟穿刺，紧急情况下可用经眶穿刺。
3侧脑室前角穿刺：
1)仰卧位，划线，一般取右侧。
位置在矢状缝外2-5cm与冠状缝(眉间上13cm)前2-5cm交点处，消毒、铺巾、局麻。
2)纵切口直达骨膜，牵开，钻孔，电凝硬脑膜并“十”字切口。
3)电凝蛛网膜后，脑针垂直刺向双外耳孔连线的方向，进针4—6cm，获清楚的突破感即为进入脑室，记录进针深度。
4)拔出脑针后，放入“8”号尿管或硅胶管(注意不要快速放出脑脊液)进入脑室部分不超过3—4cm，脑脊液引流通畅后，自切口旁另切一小口自皮肤引出、固定，缝合原切口。
5)也可用颅锥穿刺法。
6)导管连接脑室引流瓶，置于脑室上方10cm，严密观察病情变化。
大鼠脑脊液、骨髓的采集方法
宝枫林
大鼠脑脊液、骨髓的采集方法
一、大鼠脑脊液的采集方法可以用枕骨大孔直接穿刺法
在大鼠麻醉后，头部固定于定向仪上。
头颈部剪毛、消毒，用手术刀沿纵轴切一纵行切口(约2cm）用剪刀钝性分离颈部背侧肌肉。
为避免出血，最深层附着在骨上的肌肉用手术刀背刮开，暴露出枕骨大孔。
由枕骨大孔进针直接抽取脑脊液。
抽取完毕逢好外层肌肉、皮肤。
刀口处可撒些磺胺药粉，防止感染。
采完脑脊液后，应注入等量的消毒生理盐水，以保持原来脑脊髓腔的压力。
二、骨髓的采集
1. 大鼠、小鼠骨髓的采集：用颈椎脱臼法处死动物,剥离出胸骨或股骨，用注射器吸取少量的Hank平衡盐溶液，冲洗出胸骨或股骨中全部骨髓液。
如果是取少量的骨髓作检查，可将胸骨或股骨剪断，将其断面的骨髓挤在有稀释液的玻片上，混匀后涂片凉干即可染色检查。
2. 大动物骨髓的采集：狗等大动物骨髓的采集可采取活体穿刺方法。
先将动物麻醉、固定、局部除毛、消毒皮肤，然后估计好皮肤到骨髓的距离，把骨髓穿刺针的长度固定好。
操作人员用左手把穿刺点周围的皮肤绷紧，右手将穿刺针在穿刺点垂直刺入，穿入固定后，轻轻左右旋转将穿刺针钻入，当穿刺针进入骨髓腔时常有落空感。
狗骨髓的采集，一般采用髂骨穿刺。
狗等大动物常用的骨髓穿刺点：胸骨：穿刺部位是胸骨体与胸骨柄连接处。
肋骨：穿刺部位是第5～7肋骨各点的中点。
胫骨：穿刺部位是股骨内侧、靠下端的凹面处。
如果穿刺采用的是肋骨，穿刺结束后要用胶布封贴穿刺孔，防止发生气胸。
侧脑室穿刺
各位老师，学长好我是麻醉学的学生，导师给我的课题是，侧脑室以预处理的方式，给吗啡，观察其对心肌缺血再灌注的影响现在我遇到的问题是：侧脑室置管模型和心肌缺血再灌注模型的联合建立，对大鼠的影响很大，动辄就死了，心肌Ｉ／Ｒ模型在我已经基本能掌握其精髓，但侧脑室置管模型，依然存在隐患，我给大家说下我的操作步骤，恳请各位老师，学长能我提出宝贵的意见，谢谢麻醉后的大鼠（Ｓ－Ｄ，２５０～３５０克）固定于立体定位仪（振华，蓝星Ｂ）上，暴露前囟，坐标是向后１.０毫米，旁开１.５毫米，自硬脑膜面向下３.５毫米．材料是我们麻醉科用于硬膜外麻醉置管的ＰＥ管，内芯插有细软铁丝，在定位仪的指导下穿刺，５０２胶和牙托粉固定，术后青霉素３０万单位抗感染．单笼饲养三天，再做心脏模型．还有想请教一下各位老师，关于侧脑室给吗啡（剂量？容积？）的问题及其阻断剂CTOP，NTD，nor-BNI,的剂量怎么给? 我查了文献大多数文献报道，脑室注射的剂量是有限的1-5ul药物或抑制剂只能是0.1--0.6ug，是腹腔注射或静脉注射的1/100--1/1000但是遗憾的是术后大鼠死亡率很高即模型的成功率很低要多练习，很浪费钱和动物的，初学这一定要用心掌握侧脑室注射的定位和模型的成功率！要熟悉术前术中常规及应对措施，由于术后创伤至脑室压力太高易出现脑疝，导致窒息死亡，再者术后一定要注射大剂量的抗生素防止大鼠感染脑膜炎致死，要求术后大鼠要温度保持在37°C左右这一点很重要，再者术后要注射一定剂量的胰岛素来抵抗术后血糖的升高【高糖导致大鼠昏迷】请在侧脑室注射方面有战绩的战友来支持一下！你的定位没有问题，关键的是导管太粗了，硬膜外导管直径过大，你可以使用4号或是6号头皮针作为外套管，用胰岛素针（29G）作为内针，这样损伤会小多了，成功率自然就提高了。
置管后让动物休息一周再做其他手术比较好，因为颅脑损伤恢复期也要一周的。
手术注意无菌，保温，术后注意营养就可以了。
神经外科脑室穿刺技术操作规范
神经外科脑室穿刺技术操作规范【适应证】1.诊断性穿刺(1)神经系统X线检查，向脑室内注入对比剂或气体做脑室造影。
⑵抽取脑脊液标本行生化和细胞学检查等。
(3)鉴别脑积水的类型，常须做脑室及腰椎的双重穿刺测试脑室与蛛网膜下隙是否通杨。
做脑室酚红(PSP)或∣⅛胭脂试验等。
2.治疗性穿刺(1)因脑积水引起严重颅内压增高的病人，特别是抢救急性枕骨大孔疝导致呼吸功能障碍者，行脑室引流暂时缓解颅内压是一种急救性措施，为进一步检查、治疗创造条件。
(2)脑室内出血的病人，穿刺引流血性脑脊液可减轻脑室反应及防止脑室系统阻塞。
(3)开颅术中为降低颅内压，以改善手术区的暴露，常穿刺侧脑室，引流脑脊液。
术后，尤其是在颅后窝术后，为解除反应性颅内高压，也常用侧脑室外引流。
(4)引流炎性脑脊液，或向脑室内注入药物以治疗颅内感染。
(5)做脑脊液分流手术时、将分流管脑室端置入侧脑室。
【禁忌证】1.穿刺部位有明显感染者。
如头皮感染、硬脑膜下积脓或脑脓肿病人，脑室穿刺可使感染向脑内扩散，且有脓肿破人脑室的危险。
2.有大脑半球血管畸形或血供丰富的肿瘤位于脑室附近时，做脑室穿刺可引起病变出血，必须十分慎重。
3.有明显出血倾向者，禁做脑室穿刺。
4.严重颅高压，视力低于0.1者，穿刺须谨慎，因突然减压有失明危险。
5.弥散性脑肿胀或脑水肿，脑室受压缩小者，穿刺困难，引流亦无价值。
【操作方法及程序】1.依据病情及影像学检查选择穿刺部位，并测量进针深度。
(1)额角穿刺(穿刺侧脑室前角)：常用于脑室造影及抢救性引流，亦可用于脑脊液分流术。
颅骨钻孔部位位于发际内或冠状缝前2~2.5cm,中线旁开2~3cm,穿刺方向与矢状面平行,对准两外耳道假想连线，深度依据影像学资料测量而定。
(2)枕角穿刺(穿刺侧脑室三角医)：常用于脑室造影、侧脑室■小脑延髓池分流术和颅后窝手术中及手术后的持续性脑脊液引流。
颅骨穿刺点位于枕外隆凸上方6-7cm,中线旁开3cm,穿刺方向与矢状面平行，对准同侧眉弓中点。
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中枢神经系统是神经生物学研究中常用的实验手段，多用于观察目的核团或脑区对某些药物刺激的反应。
优点：将药物直接注入脑内可以直接作用于载体状态下感兴趣的神经元及胶质细胞，比其他途径更直接。
得出的结果较体外实验，如细胞培养等更接近生理状态下的反应。
目前国际上公认的脑内给药方法为：在立体定位仪的引导下，将一合适直径和长度的带内芯的管道埋置于需要的位置，用牙托粉将管道的外露部分固定于颅骨表面。
术后5到10天，手术应激已经基本消失，血脑屏障基本恢复。
此时，可以在动物清醒状态下把内芯抽出，将一内针插入管道达目的部位注射给药后将内针抽出，再插入内芯封闭管道以再次给药。
手术步骤
1用10%的水合氯醛麻醉大鼠（SD，250-350克）后，动物呈俯卧姿势，将大鼠头部固定于脑立体定位仪上，门齿杆-3.3mm，三个标准检测是否固定成功，鼻对正中，头部不动，提尾不掉。
2 头顶皮肤剃毛，消毒，在头部正中做一长约0.5-1cm切口，分开头骨上附着的骨膜及肌肉，撕开颅顶筋膜，以棉球蘸少量双氧水涂擦颅骨表面，清楚暴露前囟点，并用墨水标记。
3 以前囟点为0点寻找进针点，其坐标为：AP:1.0mm，L:1.5mm，H:4.5mm，墨水标记。
4 用牙科钻将标记点钻开至硬脑膜，用针尖刺破硬脑膜，用消毒棉签止血，干燥术野。
5 将穿刺导管垂直插入约4.5mm，用95%的酒精涂搽，使颅骨表面干燥。
6 将牙托粉粉剂和水剂按比例混合调匀后涂到导管周围，等待牙托粉完全凝固。
7 缝合大鼠头皮切口，保证头皮完整，同时更好地固定导管。
8 术毕，单笼饲养，青霉素8万单位肌肉注射连续3天。