各类神经元细胞的培养方法
大鼠皮层神经元细胞原代培养 ppt课件

Hale Waihona Puke ppt课件11实验步骤
5 剪碎:
将大脑皮层转移到另一装有PBS的平皿中,用 手术剪将其剪成小块(1mm3),用PBS液洗 三次,转移至离心管中离心1000 rpm 5min 。
6 消化:
加入0.25%胰蛋白酶,放入37℃培养箱消化 20min,中间翻转振荡一次。使细胞分离。
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9
实验步骤
布局
器械
PBS 剪碎组织块
取脑,分离皮层神经 元
剥离血管及筋膜
PBS
冰盒
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酒精
PBS
断头
清洗血液
10
实验步骤
3 断头取脑: 超净台内,断头取脑,置于盛有PBS的培养皿
内,洗涤3次,弃除表面残余血迹,迅速置于无 菌的生理盐水冰浴上。
4 剥离软脑膜: 剥离大脑皮层至预冷的PBS中,用两把无齿弯
培养基
材料
包被
剥膜
消化
低温操作
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影响因素
材料选择
胎鼠就要胎鼠,新 生鼠就要新生鼠, 不能混淆
★易于操作 ★有一些受体,在 培养的工作中失去 功能,会不能再生
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影响因素
培养基选择
不建议血清培养
1 血清刺激胶质细胞和杂细胞分裂,影响神经元产量; 2 抑制胶质生长,往往要加入阿糖孢苷。严重的毒性会影响许多灵敏实验; 3血清培养的细胞状态很不均一,从正常到凋亡都有,严重影响试验准确,
皮层神经元细胞原代培养
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☞ 主要内容 :
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4
实验原理
神经胶质细胞培养

神经胶质细胞培养
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神经细胞(神经元)不易培养,只有在适宜情况下,如接种在胶原底层上,或加入神经生长因子和胶质细胞因子时,可出现一定程度的分化,长出突起等现象,但很难使之增值。
而神经胶质细胞是神经组织中比较容易培养的成分。
人、鼠等脑组织即可用于神经胶质细胞培养,不仅能获得生长的胶质细胞,也可形成能传代的二倍体细胞系。
一般说来,胶质细胞在培养中生长不稳定,不易自发转化,但对外界因素仍保持很好的敏感性,可用ROUS病毒和SV
等诱发转
4
化。
养方法如下:
1、从手术室无菌取脑髓灰质或白质后,仔细剥除脑膜、血管和纤维成分,置Hanks 液中漂洗一、二次。
2、置于30—50倍体积的Hanks液中,此时脑组织比较柔软,反复吹打即制成细胞悬液。
3、把悬液注入离心管室温中直立5—10分钟后,细胞或细胞团快自然下沉,脂肪等杂物易漂浮,可吸除上层、反复二、三次,即可排除脂肪成分和其它碎块并获较多细胞成分。
4、在沉降物中加入适量培养液,通过纱网成纱布过滤,计数并调整细胞密度。
5、接入培养瓶或皿中,置5%CO
温箱中培养。
2
该细胞适应环境过程较长,接种后贴壁较慢。
贴壁后短期内也可能不见细胞分裂现象,然而一旦生长后即能迅速进入旺盛的增殖状态。
细胞传代可以0.25%胰酶消化处理。
大鼠神经元细胞的原代培养

实验五:大鼠神经元细胞的原代培养2010级硕士研究生,周二组,严森,122010000178原代培养的细胞会不可避免地存留少量异质细胞一同生长.为了后续实验结果的针对性和准确性,一般都需要对培养物进行纯化。
纯化神经元的方法有很多种,最简便及常用的是采用有丝分裂抑制剂阿糖胞苷来抑制异质细胞的存活和生长。
神经元的分化增殖完成于胚胎期,大部分神经元在出生后即为永久的分裂后细胞,但其他细胞则仍然不断地进行分裂增殖,使用有丝分裂抑制剂后,非神经元的细胞生长会受到抑制及淘汰,神经元由此得到纯化实验材料:Hanks液,DMEM培养基10ml,有刻度吸管两只,弯头吸管两只,无刻度吸管一只,新生乳鼠(24小时)0.05%胰酶,1%双抗,10%胎牛血清,培养皿,小烧杯,空的离心管,镊子,剪刀,酒精灯,酒精棉,实验前准备工作:肥皂洗手,新吉尔灭擦手,开通风柜,将吸管从套筒中取出放入各自对应的试管内,将橡皮塞安装到各自吸管上,酒精灯分别迅速灼烧,1配液Hanks液近40ml加1%双抗1ml,加完双抗的小吸管留作计数,在DMEM培养基中加10%胎牛血清(已配好,全部加入),从离心管取一滴碳酸氢钠调节pH值至溶液呈紫色,一离心管0.05%胰酶,2.取材。
乳鼠新生24小时。
3,洗涤剪碎,在培养皿中加入少许Hanks液洗涤,将乳鼠头部用酒精棉擦拭消毒,在乳鼠头部位置剪一个工字型切口,将皮肤颅骨沿着切口依次剪开剥离,取出大脑组织,并去除乳鼠的血管脑膜,用弯头吸管将Hanks液与剥离干净的脑组织移走到另一个干净的培养皿中,用弯头吸管洗走洗液,弯头吸管将含有脑组织的Hanks移入到小烧杯中剪碎,每个组织块近似一立方毫米,静置后洗走上面的Hanks液,(吸取Hanks液时勿将下面的组织块洗走),同样方法再用Hanks液洗涤一次4.酶解,加一离心管0.05%胰酶,将上述小烧杯中的组织液移入空置的离心管中,37摄氏度水浴10分钟,观察组织块是否变小,静置2分钟,使组织沉淀下来,弃掉上请胰酶后,加DMEM培养基(全部倒入)来中和胰酶,吹散组织液5.离心1200转每分钟,离心5分钟,弃掉上清液,沉淀后加Hanks液吹散重悬组织液,用同样的转速和时间在离心一次,加完全培养基3-4mL吹散,静置1分钟,以便消化大块组织6.计数,取0.1ml离心后的细胞液加入苔盘蓝染色,加样抢加0.1微升与计数板计数,同时剩余细胞液加入培养瓶中进行培养接种,标注好组别和时间,培养细胞的名称37摄氏度,二氧化碳培养箱中,下周实验课观察细胞培养情况。
神经元原代培养方法

神经元原代培养方法
从孕17-18天的雌鼠的胎儿分离神经元细胞。
孕雌鼠麻醉然后解剖,胎
儿收集到HBSS-1中然后快速断头。
剥离脑膜和白质后,大脑皮质收集
入 HBSS-2 液中机械磨碎。
皮质碎片移到有0.025%胰酶的HBSS-2液中3 7°C消化15分钟。
胰酶消化后,细胞用含有10%胎牛血清的HBSS-2液冲
洗两次,用神经基础培养液重悬细胞(培养液添加了0.5mM左旋-谷氨
酰胺,25μM左旋-谷氨酸,2%B27和0.12mg/mL庆大霉素)。
以1×105c
ell/cm2接种到事先用多聚赖氨酸包被的培养皿上,放到37°C,5%CO2
湿温培养箱里进行培养。
每3天用吸管换液,一次换0.5mL。
体外培养8
天细胞就能用于实验。
选用17-18天的胎鼠能够提高神经元培养的效率,因为与乳鼠相比胚胎
组织的细胞连接还很少。
因此,用乳鼠会使神经元的分离更加困难,
会造成细胞连接不可逆的损伤,细胞之间的共同的轴突和树突更容易
发生损伤。
另外,用出生后1天内的大鼠皮质培养容易有胶质细胞污染,而用胎鼠则可以避免这种情况。
如果用的是乳鼠,一般是在培养36个
小时后加入阿糖胞苷,抑制胶质细胞生长。
另外,如果把分化的影响看成是考虑的重要因素,可以用培养4天的、
8天的、18天的细胞。
其中一个例子可以是观察毒性物质对小孩和成年
的不同效应。
世界上最完善最详细的神经元原代培养完全黄金版

世界上最完善最详细的神经元原代培养完全黄金版精华序言:国内外关于原代培养有很多文献;不幸的是;没有一篇是详细的;没有一篇解答过why.为了让大家少走弯路;根据我杀过3000只老鼠的经验;我把我这几年摸索的经验和大家分享;请求多投几票得几个叮当..相信你follow我的这篇文章一定会做的很好..我的标题说的很像吹牛;但是我是严肃认真的说的;I earn it.note:这篇文章全是我个人的经验;99..9%原创;经过无数失败的到的最完美的原代神经元培养法;除了最后那一副图是来自下面第2行那篇文献;所以我才说是99.9%原创..1.材料选择..一定要严格按照国际上;NCBI数据库;其他文献的材料一致..胎鼠就要胎鼠;新生鼠就要新生鼠;不能混淆..因为新生鼠有一些受体;在培养的工作中失去功能;会不能再生;比如NMDA受体..和文献不同会导致错误结论;甚至困惑..很多人写信问我新生鼠的培养问题;我回答用新生鼠的实验很少;八成是你自己搞错了实验对象;请确认国际上的相关研究文献所用老鼠;再来问我下面的问题..2;培养基选择neurbasal/neurobasal-a;invitrogen Co.ltd..我强烈不建议用血清培养..原因是:首先;血清刺激胶质细胞和杂细胞分裂;最后非常影响神经元产量;其次;为了抑制胶质生长;往往要加入阿糖孢苷..严重的毒性会影响许多灵敏实验;再次;最重要的;血清培养的细胞状态很不均一;从正常到凋亡都有;严重影响试验准确;而无血清专用培养基所有的正常细胞都处于一样的状态;要么都好;要么都差;高度一致..Invitrogen/GIBCO 无血清培养基neurobasalneurbasal-A被认为是最标准;最好的培养基..需要的添加剂为B27和谷氨酰胺..培养出的细胞状态均一;胶质细胞几乎不分裂..其中;neurobasal是胎鼠培养基;而-A为新生鼠培养基..不过根据笔者实验;没什么太大区别;都能很轻松培养成功;但是;切忌中途换培养基;要从一而终..很多实验室是不加抗生素的;也有的实验室加..由于很多初学者操作不熟练;不注意;很多人会污染;所以我还是建议加双抗..注意由于无血清培养基添加剂不是血清;而是人工合成的B27也有用N2的;但是推荐B27;只差10美金;血清有复杂的解毒作用而B27没有;双抗对细胞的干扰;无血清培养基要大的多..所以;如果你在neurobasal里添加抗生素;记得用量只要标准量的一半..另一个添加成分谷氨酰胺溶液不稳定;所以每次用时候要现配现加..大概是0.5-2mmol/l大部分人用0.5mmol/l.虽然笔者试过;没加这个也正常生长;但是几乎所有文献都添加;we just simply follow.3.解剖过程一定要全程在冰上预冷..这就意味着;从你处死母鼠后;胎鼠的大脑的温度要最快的降低到0度..另外;在解剖过程中;胎鼠直到皮层或海马被剪碎的过程;有时候可能需要2小时;如果样品多..一定要注意多准备冰袋子..确保你的任何过程都在冰浴的培养液中进行消化步骤除外..这样可以大大提高存活率..在解剖大脑时候;有人用hank's;在其中解剖..根据我的经验;即使是0度;神经元还是在进行着很大程度代谢..所以;hanks的无糖环境很不利..我个人建议;用DMEM-高糖或DMEM-F12+马血清来浸泡解剖过程中的大脑;来供给大脑的代谢;血清可以抑制神经凋亡..这其中还有一个问题;就是DMEM培养液会在空气中变碱性..国外有的实验室用L-15培养液来浸泡解剖过程中的脑;因为L-15不会再空气中变碱性..没有L-15的国内几乎没有;可以全程用DMEM-HG或者DMEM-F12+血清浸泡解剖过程中的脑..注意注意:一切操作都在冰浴的液体中;所以要多准备冰袋..中途冰袋没了的是猪头4.关于培养皿的问题..一般来说;6孔板是最佳选择..神经元让人苦恼的问题是;神经元发育的情况和密度相关..大于6孔板比如6CM DISH会使得中间很难和周围的细胞密度一样;造成板中间和边缘成熟度不一样;而这会给实验带来很大干扰..而太小的话96孔或128孔细胞会倾向于向中间集中也会照成发育不均匀..所以笔者经验是6孔板是最佳选择..神经原代培养一定是要包被;用POLY-LYS或者胶原..关于POLY-LYS包被;我们是包被30分钟;吸干晾过夜;然后洗两次;或者只洗一次但是要30分钟接着晾干..由于neurobasal培养法相当成熟;所以没必要用难固定的胶原..5.处死母鼠并把胎鼠解剖时候;一定要注意母鼠状态;是否有死胎;胎儿胎盘是不是正常;有多少胎;母鼠是多少天的一般是E16-E18这些信息也要严格记录..处死孕鼠后;要立即取出子宫放入冰冷培养液中..注意孕鼠处死后要短暂的浸泡酒精消毒;防止污染..一般来说;冰袋笔者选择一面蓝一面白的..蓝的朝上;可以很清晰看到海马结构..而去除血管膜的时候;白的那面朝上;这样可以很清楚看到血管膜..从处死老鼠到大脑被剥离出这段是人就会做;我就不多说了..不过有一点要注意;不管你是用皮层还是海马;不要取一个分离一个;而是要快速把所有胎鼠大脑都迅速取出放到冰预冷的培养液中..我建议胎鼠取出来的时候胎鼠就放在冰冷的缓冲液中..就是说;处死后要迅速把大脑的温度降到0.6:最影响原代培养的成败因素之一:这小段请大家一定注意看..无论皮层还是海马;上面都是有一层血管膜..注意:一定要尽可能的去掉所有的血管和血管膜..可以用解剖显微镜..胎鼠很好剥离;而新生鼠则比较难..这里千万不能粗心大意血管膜没剥离干净的后果是:1 吹打时候很难吹打下来神经元;被迫多次吹打;造成神经元大量死亡;2 血管膜一部分细胞会混入原代培养中;这些细胞往往会分裂;导致你的培养成果根本不能用..可以说;剥离的不好不干净;实验就是失败的;不可能得到高质量的神经元..注意的事情二:如果是要的是皮层的神经元原代培养;而皮层的细胞很多;切忌不要放太多皮层消化吹打过多的细胞反而会导致神经元大量死亡..另外;请仔细注意文献中要的是皮层哪一部位..没有详细要求的话一般是取顶端..从大脑到单个海马的剥离我不细说了..我现在以海马神经元为例..在所有海马都成功剥离后;请仔细的去除血管膜;原因上面说过..最后;请再仔细检查一下是不是都去掉了..确认后;海马片段被移入一个小烧杯里;加少量培养液;用剪刀剪成0.5-1立方毫米的小块;放置冰上准备消化;7:实验成败的关键之二:消化..一般来说;我看很多人都用0.125%的胰酶消化..实话说;胰酶消化非常的难以掌握速度;而且消化效果真的是--很烂稍微不注意;就会消化过头;细胞都消化光了..而胰酶消化的快;还会出现细胞快速破裂释放出DNA;和其他蛋白缠结成絮状包裹在组织块外面;使得块里面的不到应有的消化..所以我个人不推荐胰酶..想做一个完美成功的消化;我强烈推荐木瓜酶+DNA酶..木瓜酶是消化过后;存活率最高的酶见附图..笔者是配成2mg/ml的木瓜酶..另外要用的是DNA 酶..DNA酶的作用是;消化掉破裂细胞的DNA;避免了释放的DNA和蛋白缠结在组织块表面而阻碍进一步消化..DNA酶由于各个公司的活性不一样;很难有标准浓度;需要摸条件;不过不是很严格;只要能防止DNA缠结就好..木瓜酶的特点是不会消化过头;非常温和..缺点是一定要现配请直接用无血清的培养液配来保证神经元的营养代谢;而且一定要现用现配..消化的技巧:消化时候;很多人有不良习惯;喜欢用个50ml试管装着所有东西..结果是组织都沉底;下面消化不足;上面消化的没细胞..笔者的技巧是;用一个6或10CM 培养皿来消化..这样消化液在培养皿里形成浅而广阔的一层;均匀分布着组织块;从而彻底解决了上述问题..消化酶是2mg/ml木瓜蛋白酶+适量DNA酶..木瓜蛋白酶很便宜请放心..消化过程是20-30分钟..由于木瓜蛋白酶温和;因此不会消化过头;使得你的实验消化的很稳定..消化时候请在37度温箱里;每5分钟稍微摇动一下..注意:1木瓜酶不要用巯基化合物激活;激活后消化好很多但是成活率坏很多;2尽量用不含血清的培养液来配置木瓜酶而不是用hanks;使得神经元保持营养;3木瓜酶一定要现用现配..再次重申:除了消化过程中要37度;其余任何时刻都是要浸泡在0度冰浴的液体中..消化过后可以用1ml血清终止反应我是用马血清;便宜;但是切忌不要用国产血清;污染几率很大..把消化用的培养皿放在冰上冷却;然后垫高一面使得液体集中在另外一面便于吹打..整个体系静止2-3分钟;然后仔细的去掉上层的液体;保留消化过的组织块8.实验成败最关键最关键的:吹打..笔者经验是;没有必要用巴斯德管..对于胎鼠和10天之内的新生鼠;一般的1ml蓝枪头就可以达到满意的效果..在一边被垫高的皿里面;加入1-1.5ml新鲜培养基和少量DNA酶;吹打10次..吹打时候要注意;切忌过快;要缓慢吹打..吸入时候要很缓慢;吹出的时候可以略快;但是也要缓慢..轻柔吹打是细胞成活关键要用进口枪头;国产的有时候会过细..我们采用的是最合理的分步吹打法..每个10次吹打过后;静止2分钟..这时候游离的单细胞在上面;而团块会沉到下面去..上面的那层就是你要的单个悬浮细胞;把它们挪到指定容器里一样要冷在冰上..下面沉淀下去的细胞团块不要丢弃;再加1-1.5ml新鲜培养液;重复刚才的步骤;轻柔吹打;再静止2分钟;转移上层的单细胞到刚才指定容器里;一共这样分步吹打3次..3次之后如果还有团块在下面;请果断丢弃..造成这个的原因就是刚才的血管膜没剥好..这个分步吹打的过程保证了每一个单细胞都避免了过度吹打;而分布吹打又保证了尽可能多的收获单细胞..重申一下;为了保证最大程度收获活细胞;每次吹打之前;可以加入少量DNA酶..这招可以更容易收获大量高质量细胞;尤其是实验材料不足时候..消化和吹打非常忌讳操作的细胞过多;这样反而会使大量细胞死亡..实验者如果是用的皮层这种原材料充足的话;切忌不要放入过多皮层..9可选可不选;但是我建议全选神经元进一步纯化.. 一般来说;收获的细胞悬液已经是很纯的神经细胞了..但是;由于实验者等个人或者客观原因;血管膜可能不会被完全剥离;杂细胞可能也被吹入了细胞悬液;操作者手法不熟练;造成死细胞过多;影响种板等等原因;还是会影响到培养的神经元的质量..为了克服这些;笔者查了一些文献;经过反复测试采用了nycoprep低转速密度-梯度离心..现在这个梯度溶液已经被公司升级为optiprep.稀释时候;NycoPrep 1.077 推荐稀释成 60%;就用刚才悬浮细胞的培养液来配置..注意:1.077被广泛应用于血液中分离血细胞;如果你拿到的nycoprepoptiprep不是1.077;那么请换算一下稀释度值得注意的是;皮层和海马可能需要的稀释度稍微有不同..一般来说;一个10ml梯度离心管中;2-4ml稀释过的梯度液体就够用;取决于你收获的细胞量多少..把你收获的细胞悬液小心的加到稀释好的梯度剂的上面一层;经过1500转不是15000请注意5-8分钟;神经元被高度压缩到梯度面和上面的培养液分界面那一层..而最下面的梯度剂下的沉淀则是细胞团块;血细胞;杂细胞;以及部分小胶质细胞..而最上层最浮头;则是细胞碎片..这样;你就得到了最大限度去除了杂细胞;和细胞碎片;并去掉了一定的胶质细胞的最干净最纯粹的神经元..如果实验者技术精湛;也可以不用这步;但是用这步会效果更好..注意:母液稀释到60%只是参考;具体实验室不同可能略微有差别;要摸条件而不是死记硬背..另外皮层和海马浓度也稍微有差别..有些文献曾经报道;在梯度一定的情况下;一些特定梯度可以分开神经元和少突和其他胶质细胞;但是笔者从来没成功过..10.种板..这一步没有那么非常重要;但是如果没认真弄;浓度的不均一也会使得整个实验失败..记住的是;神经元原代培养是细节决定成败;任何一个环节没处理好;整个实验都会失败..种板密度过低是非常有害的..首先;神经元互相接触的几率小;难以存活和成熟..其次;胶质细胞会大量分裂;导致神经元变得更少;从而得到失败的实验..密度过高也是很有害的..由于营养争抢;密度过高有可能导致局部细胞营养枯竭死亡..另外;高密度会导致细胞聚团;结果也是细胞不正常形态或者死亡;导致错误或失败的实验结果..笔者的经验是6孔板每一个孔要有7×100000 个正好如果是台酚蓝染色只记录活细胞;那么酌情减少密度..注意;注意由于神经元的成熟速度和接种密度有很大关系;所以细胞计数一定要非常严肃认真一定要所有格子都看如果发现计数板细胞不均匀;宁愿重新计数由于接触抑制现象;适当密度的神经元可以抑制胶质细胞生长;从而达到理想的实验由于neurbasal培养液相当昂贵;所以种板时候是不用它的;而第一次换液才用..一般种板时候我们用的是DMEM-HG或者DMEM-F12 +10%马血清..注意一定要进口的..国产杂质很多会导致莫名其妙的细胞死亡..马血清会抑制神经元凋亡并且抑制胶质细胞生长FBS也可以;但是太贵种板注意事项一:种板时候的溶液推荐使用含有谷氨酸的培养液..神经元的NMDA等谷氨酸毒受体一般3天后才会出现..所以种板时候有谷氨酸不会导致细胞毒性反应..而这时候的谷氨酸反而是有利条件;可以促使神经元贴壁;从而提高存活率..注意事项二严格注意种板后都是要摇晃板摇匀细胞;切记千万不能圈圈摇晃圈圈摇晃会导致神经元都集中到培养板的孔中间;导致浓度不均;生长不均匀;会直接导致实验失败..正确的摇法是左右平行翻转角度;然后前后平行翻转角度;千万不要让里面液体画圈注意事项三严格注意种板后过过一定时间要换成正常标准培养神经元的neurobasal+b27+谷氨酰胺的无血清培养液..很多paper是1小时就换液;理由是胶质细胞贴壁差;会除去..但是笔者的经验来看;这是极端错误的1小时换液;神经元还没有完全贴壁;这时候换液会吹下很多神经元;流到孔另外一侧再贴壁;直接照成一个孔内细胞分布不均匀;从而成熟的不均匀..严格来说这种事情直接实验失败..笔者的经验是种板4-6小时换液;但是千万不能超过12小时..原因是:超过12小时;混在细胞悬液中的大量细胞碎片也会牢牢贴壁;而细胞碎片直接影响神经元存活和正常代谢;另外12小时后;胶质细胞会开始分裂;这时候就很难抑制了..笔者推荐是4小时;但是别超过8小时..注意事项四:4小时后换液时;请轻轻摇晃板几下再换..原因:细胞碎片贴壁很慢而且不牢固;这时候的摇晃可以最大程度去掉细胞碎片..然后;注意:细胞请再用没有加血清的;种板时候用的培养液清洗一次;也是要轻微摇晃;来进一步去除细胞碎片;从而得到良好的细胞生长环境..有条件也可以洗两次;但是笔者觉得一次足够..洗了之后吸干液体;换成neurbasal+B27+谷氨酰胺的神经元专用无血清培养基..对于原代培养;是细节决定成败;一个地方不够好会满盘皆输;所以请严肃对待..德国队的fans于凌晨×××××××××ugly分界线××××××××××××下面是对版面一些犯错误的研究方法中最严重的错误之一的提醒;请大家注意;我把回帖编辑到这里了..enjoy.刚回答了一系列形形色色的问题;我把这个问题挑明了说..如果您不相信 neurobasal最好的而还是坚持用DMEM之类的培养液;麻烦检查一下你们的DMEM或者MEM或者DMEM-F12的invitrogen产品序列号;到网站上检查下相应的组成公式..很多这种培养液都是含有谷氨酸;而且是mmol级的..成熟的神经元10um的谷氨酸即可照成细胞凋亡;而谷氨酸受体4-6天就开始表达;如果胎鼠神经元经历了mmol浓度的培养液中的谷氨酸还不被毒死;那就是怪事了..新生鼠不受这个限制;新生鼠原代培养没有有功能的 NMDA受体;×××××××××××ugly 分界线××××××××最雷到我的;是板上有人用材料非常混乱;一会用胎鼠;一会用新生鼠;一会成年鼠的你们这叫对自己不负责任 we do all cases seriously 而不是凭借肉眼观察和猜测..做原代培养的;首先就是收集大量背景文献;看看你的相关要求的国际公认的做法是用哪种..胎鼠和新生鼠虽然形状一样;但是神经元的功能一点都不一样;表达受体都不一样.. 大部分实验都是用胎鼠;而新生鼠往往用来培养测一些LTD之类的not quite sure;文献太少;所以有人问我新生鼠的问题;我都是说你先看下背景文献是不是你搞错了..而成年鼠是另外的培养方法;要求更小心仔细和特别的处理..硬套胎鼠的原代培养必然导致失败..另外;在一些药物保护实验中;不要以为NGF就一定对神经有很大作用;笔者的经验是;想要细胞存活;FGF2是最佳选择但是;FGF2会导致细胞变化很大;所以还是别用在原代培养中;不过成年鼠培养一定要用FGF2..对于一些雷到我的;我只能再次说;请收集足够的背景文章在去选择合适材料;please do it carefully and seriously祝大家都能培养出健康漂亮的神经元;欢迎大家来问问题如果是美女的话;给个电话我会很开心声明;除了最后一幅图是来自别的文献;前面所有的经验都是我的原创;从无数失败总结出的我认为最完美的神经原代培养..最后提醒大家注意:nycoprepoptiprep可能有很多浓度;但是NycoPrep 1.077 以前是最常用的;笔者默认的就是用这个溶液配置的密度梯度..如果您买到的不是这个密度;请换算一下..笔者当时只有NycoPrep 1.077在中国能买到;现在可能会有更多浓度供选择;请大家注意换算..。
原代神经细胞培养

原代神经细胞培养新生鼠神经元细胞的培养准备工作:1、解剖器械一套(实验室有专门用于细胞间取材用的成套器械),需提前一天灭菌,过夜烤干。
2、试剂、溶液:Neuralbasal培养基(2mM glutamine);D-PBS缓冲液;0.25%trypsin/0.02%EDTA消化液;0.05%poly-lysin。
3、包被玻片:干烤灭菌12 x 12mm2玻片,12孔板。
包被过程:0.05%poly-lysin滴于置培养板中的盖玻片上(注意勿溢出玻片),37℃放置12hr后纯水洗3遍,晾干。
4、操作中所用枪头均用剪刀剪去枪头尖,然后在酒精灯上迅速过一下抛光。
取材:1、从-200C取出三个冰袋,预冷若干皿D-PBS,一大皿用于冷却剥出的脑子,另外的35mm的皿用于冷却分离出的脑组织,如:海马,皮层,下丘脑等,分离几个部位就预冷几小皿D-PBS,小皿盖子上做好标记,第三个冰袋上放一皿盖,上面放灭过菌的滤纸,用于剥离脑子的操作。
2、取1-3天鼠,75%酒精浸泡片刻后,用大剪子断头处死。
3、弯头眼科剪剪开颅骨,取出完整脑至盛有预冷D-PBS的培养皿中,在体式镜下分离相应部位的组织,分别放在相应的皿中。
4、将组织块用弯头眼科剪剪碎,每小块约2mm3左右,用枪移入5mlEP中,稍为沉淀1分钟,吸弃上清,加入0.25%trypsin/0.02%EDTA,37℃消化10-15分钟左右,期间每3分钟颠倒几下。
注:每四个海马用胰酶1ml,每个皮层用胰酶2ml。
5、消化完毕,每毫升胰酶加入100ul血清以终止胰酶,颠倒混匀;1000rpm,4分钟,离心沉淀。
6、吸弃上清,注意不要将组织吸出。
7、加入37℃预热的1-2ml DMEM/10%FBS,用枪头吹打20下左右,此时液体浑浊,组织块明显变小。
8、放置沉淀3分钟左右,可见组织块沉底,吸取上清,其中包含所要的细胞。
9、计数,将细胞密度调整至2-4 x 10 5 /ml后接种于预先用poly-lysine包被过的盖玻片或皿上,100ul每玻片(12 x 12mm玻片)。
原代海马神经元细胞培养

原代海马神经元细胞培养-CAL-FENGHAI.-(YICAI)-Company One1原代海马神经元细胞培养溶液的配制:(1) 4%多聚甲醛溶液:4g多聚甲醛溶于100ml pH=7.4的0.01mol/l PBS中,混匀过滤,室温保存。
(2)磷酸盐缓冲液(PBS)(0.01mol l-1):KH2PO4,0.1g;Na2HPO412H2O,1.7g;KCl,0.1g;NaCl,4.0g,双蒸水加至500ml,pH=7.2~7.4。
用0.2m滤膜过滤,4℃保存。
(3) 1%蛋白酶的配制:用磷酸缓冲液(pH=7.2~7.4)配制成浓度为1%的胰蛋白酶母液冻存。
使用时,用解剖液稀释至0.25%。
(4) 培养皿涂被多聚赖氨酸:配制0.01%的多聚赖氨酸,分装冻存。
将上述多聚赖氨酸放入培养皿中涂两遍,自然晾干后备用。
(5) 解剖液:葡萄糖,3.0g;蔗糖,7.5g;NaCl,8.0g;KCl,0.4g;Na2HP047H20,0.18g;KH2PO4,0.03g;HEPES,2.14g;加双蒸水1000ml,调pH=7.0~7.4,过滤,4℃保存。
(6) 种植液:DMEM 79%,胎牛血清,10%;马血清,10%;谷氨酰胺培养液1%。
(7) 饲养液:Neurobasal培养基,97%;谷氨酰胺培养液,1%;B-27,2%。
(8) 阿糖胞苷:用双蒸水配制成浓度为l mg ml-1的母液储存。
用0.2m 滤膜过滤,-20℃储存。
使用时,取6l母液加入2ml培养液中,终浓度为3g ml-1。
(根据实验情况调整浓度)大鼠原代海马神经元细胞的培养(1) 新生SD大鼠(<12h),75%酒精浸泡消毒后断头,剥离出全脑并将其放入盛有解剖液的培养皿中。
(2) 在解剖液中解剖大脑,分离出海马,移入另一盛有解剖液的培养皿中。
在分离出全部的海马后,去除血管等组织,然后用剪刀将海马分成数小块,放入盛有0.25%胰蛋白酶的培养皿中,将培养皿放入9%CO2、37℃消化20min。
胎鼠DRG神经元细胞培养方法的建立

收稿日期262基金项目国家自然科学基金资助项目(366)作者简介杨瑞瑞(82),女,硕士生,专业方向神经及血管电生理。
通讯作者司军强(652),男,教授,从事神经及血管电生理研究。
第25卷 第5期2007年10月石河子大学学报(自然科学版)Journal of Shihezi University (Natural S cience )V ol.25 N o.5Oct.2007文章编号:100727383(2007)0520596203胎鼠DR G 神经元细胞培养方法的建立杨瑞瑞1,石文艳1,骆海舰1,赵 磊1,成洪聚1,司军强1,2(1新疆地方与民族高发病教育部重点实验室,新疆石河子832002;2武汉大学基础医学院生理学系,湖北武汉430071)摘要:目的建立胎鼠背根神经节(dorsal root g anglion ,DRG)神经元原代培养的方法。
方法无菌条件下取E 16天的胎鼠DRG 进行原代培养,观察神经元生长状态并用神经元特异性烯醇化酶(neuronal specific enolase ,NSE )免疫细胞化学染色鉴定细胞。
结果培养的DRG 神经元可存活1个月左右,并长出突起,形成密集的网络。
NSE 鉴定细胞阳性表达率高,神经元达到90%左右纯度。
结论本文建立了DRG 神经元细胞简洁、经济、高效的培养方法并成功鉴定了神经元。
为对神经元的深入研究提供了实验模型。
关键词:神经元;细胞培养;背根神经节;特异性烯醇化酶;免疫细胞化学中图分类号:R338.1 文献标识码:A 细胞培养是从体内组织取出细胞在体外模拟体内环境下,使其生长繁殖,并维持其结构和功能的一种培养技术。
该技术已经成为当今生物医学研究的主要方法之一。
其主要优点在于,体外细胞培养的条件减少了在体神经组织的复杂性以及对细胞环境的操纵性,有利于预测和研究单个细胞在在体的功能[1]。
此外,有大量证据表明,体外培养的神经细胞也能表达许多在体细胞的同样特征,更重要的是培养的细胞的膜特性不变,受体的所有组成成分不变[2]。
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体外神经细胞的培养已成为神经生物学研究中十分有用的技术手段。
神经细胞培养的主要优点是:(1)分散培养的神经细胞在体外生长成熟后,能保持结构和功能上的某些特点, 而且长期培养能形成髓鞘和建立突触联系,这就提供了体内生长过程在体外重现的机会。
(2)能在较长时间内直接观察活细胞的生长、分化、形态和功能变化,便于使用各种不同的技术方法如相差显微镜、荧光显微镜、电子显微镜、激光共聚焦显微镜、同位素标记、原位杂交、免疫组化和电生理等手段进行研究。
(3)易于施行物理(如缺血、缺氧)、化学和生物因子(如神经营养因子)等实验条件, 观察条件变更对神经细胞的直接或间接作用。
(4)便于从细胞和分子水平探讨某些神经疾病的发病机制,药物或各种因素对胚胎或新生动物神经细胞在生长、发育和分化等各方面的影响。
我们实验室从80年代始开展了神经细胞的体外培养工作,取得了一些经验,现将培养细胞分类及方法简要介绍如下:一、鸡胚背根神经节组织块培养主要用于神经生长因子(NGF)等神经营养因子的生物活性测定。
在差倒置显微镜下观察以神经突起的生长长度和密度为指标半定量评估NGF的活性。
1、材料和方法(1)选正常受精的鸡蛋,置于37℃生化培养箱内孵化,每日翻动鸡蛋一次。
(2)取孵化8-12 d 的鸡蛋, 用70% 酒精消毒蛋壳,从气室端敲开蛋壳,用消毒镊剥除气室部蛋壳。
(3)用弯镊钩住鸡胚颈部,无菌条件下取出鸡胚置小平皿内,除去头部后,腹侧向上置灭菌毛玻璃片上,用眼科弯镊子打开胸腹腔,除去内脏器官。
(4)在解剖显微镜下,小心除去腹膜,暴露脊柱及其两侧,在椎间孔旁可见到沿脊柱两侧排列的背根节(图1),用一对5号微解剖镊小心取出。
(5)置背根节于解剖溶液内,用微解剖镊去除附带组织,接种于涂有鼠尾胶的玻璃或塑料培养瓶中,在DMEM无血清培养液中培养。
2、结果鸡胚背根神经节在含神经生长因子(NGF, 2.5S,20ng/ml)的无血清培养液中培养24 h,神经节长出密集的神经突起。
而未加NGF的神经节培养24 h, 未见神经突起生长。
二、新生大鼠、新生小鼠及鸡胚背根神经节分散细胞培养背根神经节(DRG)细胞起源于神经嵴,NGF研究先驱Levi-Montalcini的实验表明,外原性NGF能刺激DRG细胞生长发育并形成广泛的神经网络。
在体外,分离培养的神经节在NGF存在的情况下,神经突起的生长在一天之内可长达数毫米,因此,利用培养的DRG细胞,进行轴突生长发育的研究,是最为经典而常用的方法之一。
1、材料和方法取新生一天的大鼠(wistar种)和小鼠(昆明种)。
用眼科剪在无菌条件下除去背部皮肤, 然后剪取一段脊髓,背侧朝上置于灭菌毛玻璃片上,在解剖显微镜下沿椎管两侧水平剪除腹侧一半椎骨,暴露脊髓和神经节,用解剖镊分离出神经节。
鸡胚背根神经节的取材方法同前。
剥除神经节被膜, 用0.125%胰蛋白酶消化(37℃30min)分散后用种植(Plating)培养液稀释成0.2×105 个细胞/ml密度的细胞悬液,接种于涂有鼠尾胶的35mm塑料培养皿中,每皿2ml细胞悬液置。
置标本于36℃、10%CO2培养箱中培养。
24h后倾去培养皿内种植培养液,改用饲养(Feeding)培养液培养。
接种第3d, 在培养皿中分别加入细胞分裂抑制剂5-氟-2'-脱氧尿苷15μg/ml和尿苷35μg/ml以抑制非神经细胞的增殖, 作用48 h后更换新鲜饲养培养液,以后每周换液两次, 每次更换一半新鲜饲养培养液。
2、培养液成份种植培养液: 80%Eagle's DMEM(含葡萄糖600mg/100ml、NaHCO33.7g/L);10%胎牛血清; 10%马血清;NGF 20ng/ml; 谷氨酰胺100μg/ml。
脱氧核糖核酸酶I 40μg/ml。
饲养培养液: 95%Eagle's DMEM(含葡萄糖600mg/100ml、NaHCO3 3.7g/L,);5 % 马血清;NGF 20ng/ml;神经营养素1ml/100ml;谷氨酰胺100μg/ml。
3、新生大鼠背根节神经元的生长分化和形态特征新生大鼠背根节神经元接种后4h,大部分细胞可贴壁, 呈圆形或椭圆形,直径8-14μm, 胞体周围呈现一圈光晕。
神经元的细胞核位于中央或偏于胞体一侧,核仁明显,亦可见双核神经元。
接种后24h, 大部分贴壁细胞开始长出突起。
其中多数为具有多个突起的多极神经元,少数为双极和假单极神经元, 突起细长,并可观察到突起末端的生长锥。
除单个散布的神经元外,还常见到几个或多个神经元聚集在一起, 它们向四周发出树枝状的神经突起。
培养2-3d后神经元的突起逐渐增多并延长, 形成稀疏的神经网络。
随着培养时间的延长, 神经元突起的主干和分枝明显延长并增粗,神经突起网络变得更加稠密, 神经元胞体逐渐增大。
大鼠背根节神经元可维持培养2个月。
4、新生小鼠背根节神经元的生长分化和形态特征新生小鼠背根节神经元的形态结构和生长分化基本上与新生大鼠相似,但小鼠背根节神经元的胞体较大鼠稍小。
神经元亦随着培养时间的延长而逐渐增大。
小鼠背根节神经元亦可维持培养2个月。
5、鸡胚背根节神经元的生长分化和形态特征鸡胚背根节神经元的生长分化基本上亦与新生大鼠和小鼠相似。
但鸡胚背根节神经元以假单极为多见。
与大鼠或小鼠背根节培养神经元相比,神经突起分枝较少。
神经元胞体稍小,神经元亦随着培养时间的延长而逐渐增大。
鸡胚背根节神经元亦可维持培养2个月。
三、新生小鼠颈上交感神经元分散细胞培养交感神经系统在维持机体的正常功能和对环境的适应性反应中起着十分重要的作用。
交感神经细胞培养特别有助于神经细胞发育和可塑性研究,利用体外培养系统可进行交感神经细胞的发生、死亡、形态和生化发育、递质表形的获得,以及靶组织与传入纤维的突触形成的研究。
此外,通过体外培养系统可获得关于神经营养因子、激素,细胞因子等调节交感神经元发育的信息,了解传入纤维的输入以及与靶组织的联系的机制。
1、材料和方法实验用出生当天的昆明种小鼠,在无菌条件下腹部朝上固定于塑料泡沫板上,用微解剖镊在解剖显微镜下找到气管两侧的颈总动脉,并以此为标志,在颈总动脉分为颈内外动脉交叉处找到上颈交感节, 取出上颈交感节, 置于含 1 % 胶元酶(Collagenase)和1 % 消化酶(Dispase)的2ml混合消化液中消化(37℃,1 h)分散后,用种植(Plating)培养液稀释成0.2×105个细胞/ml密度的的细胞悬液;接种于涂有小牛皮胶或以小鼠脑皮层胶质细胞为背景的35mm塑料培养皿中,每皿2ml细胞悬液置。
置标本于36℃、10%CO2培养箱中培养。
24h后倾去培养皿内种植培养液,改用饲养(Feeding)培养液培养。
接种第3d, 在培养皿中分别加入细胞分裂抑制剂5-氟-2'-脱氧尿苷15μg/ml和尿苷35μg/ml, 作用48 h后更换新鲜饲养培养液,以后每周换液两次, 每次更换一半新鲜饲养培养液。
2、培养液成份种植培养液: 80%Eagle's DMEM(含葡萄糖600mg/100ml、NaHCO3 3.7g/L);10%胎牛血清;10%马血清;NGF 20ng/ml; 谷氨酰胺100μg/ml。
脱氧核糖核酸酶I 40μg/ml。
饲养培养液: 95%Eagle's DMEM(含葡萄糖600mg/100ml、NaHCO3 3.7g/L,);5%马血清;NGF 20 ng/ml;神经营养素1ml/100ml;谷氨酰胺100μg/ml。
3、新生小鼠交感节神经元的生长分化和形态特征新生小鼠交感节神经元在含NGF 的培养液中种植后4h, 细胞即开始贴附在胶元薄膜或在皮层胶质细胞层上生长, 交感神经元的胞体一般为圆形, 有时亦可见椭圆或梭形,体积较大, 直径约8-14μm左右,胞体周围呈现一圈光晕,神经元的细胞核大多偏于胞体一侧,核仁明显,亦可见双核神经元。
接种后24h, 大部分贴壁神经元开始长出突起。
培养2-3天后,神经元突起逐渐增多并延长, 形成稀疏的网络。
随着培养时间的延长, 神经突起网络变得更加稠密。
神经细胞的主干和分枝明显延长并增粗, 神经元的胞体逐渐增大。
小鼠交感神经元可维持培养1-2个月。
四、胚胎小鼠、大鼠、鸡胚脊髓腹角运动神经元培养中枢神经系统包括脑和脊髓,脊髓是中枢的初级部分,其功能有二,一是传导感觉和运动冲动,二是完成躯体运动的基本反射。
脊髓突然被横断并与高级中级失去联系后产生脊休克。
因此,利用体外培养的脊髓腹角运动神经元进行脊髓损伤和修复的研究日益受到重视。
1、材料和方法用12-14d 胚龄的小鼠、12-14d 胚龄的大鼠、孵化10 d 的鸡胚,在无菌条件下取出胎鼠或鸡胚脊髓,剥除脊膜后,将整个脊髓腹侧面朝上置于平皿中,用微解剖镊和双面刀片沿脊髓中央管纵切两半,再将脊髓两侧的腹侧部分切下,将组织块切碎,用0.125% 胰蛋白酶消化(37℃30min)分散后,用种植培养液(同第二节)稀释成5×105个细胞/ml密度的细胞悬液,接种于涂有小牛皮胶的35mm塑料培养皿中,每皿2ml,置36℃、10%CO2的培养箱中培养,24h后倾去培养皿内种植培养液, 改用饲养培养液(同第二节)进行培养。
以后每周换液两次,每次更换50%的新鲜饲养培养液。
2、胚胎小鼠、大鼠、鸡胚脊髓腹角运动神经元的生长分化和形态特征胚鼠和鸡胚脊髓腹侧神经元培养12h后,大部分神经元可贴壁,贴壁神经元呈圆形,直径5-8μm,其中少数神经元开始伸出1-2个突起。
培养24h后, 神经元突起逐渐增多并延长,形成稀疏的网络,培养的脊髓神经元以双极和多极为多见, 神经元呈圆形或椭圆形及多边形不等,胞核清楚,多数具1-2个核仁。
随着培养时间延长, 神经元突起进一步增多、增粗并延长,形成稀疏的神经网络, 神经元胞体逐渐增大。
多极胞体大的神经元逐渐增多,经胆碱乙酰转移酶(ChAT)免疫组织化学染色和乙酰胆碱酯酶(AChE)组化染色呈阳性反应。
此后,只要定期换液并适当抑制非神经细胞的过度增殖,胚眙大鼠、胚盼小鼠和鸡胚脊髓腹侧运动神经元在体外可维持培养2个月。
五、新生大鼠海马神经元分散培养海马属大脑边缘系统,与情绪、学习及记忆有关,它具有明显的长突触传递的长时间程长时程增强(LTP)和长时程抑制(LDT)的能力。
LTP和LDP具有协动性、特异性、长时性的特点,目前已被认为是学习和记忆的基础。
而且海马组织常常是引起癫痫发作的病变部位,并且海马细胞对缺血、缺氧特别敏感。
这些特征反映了海马神经元的内在性。
例如,对缺氧的可塑性和易感性均与NMDA (N-methyi-D-aspartate,N-甲基-D-天冬氨酸)受体的独特性质相关。