食品毒理学实验bk
食品毒理学实验教学大纲
食品毒理学实验教学大纲课程名称: 食品毒理学英文名称: Food Toxicology课程代码: 0601608课程类别: 选修课实验类别: 非独立设课实验二、教学目的和要求食品毒理学是食品科学与工程、食品质量与安全专业的一门专业选修课。
食品毒理学实验的主要任务是使学生了解食品毒理学的研究对象、研究内容，了解国内外食品毒理学的发展动态，掌握毒性物质在体内的作用规律、毒性的后果及其应用领域，掌握有关食品有毒物的检测、毒理学评价程序和法规，为将来学生在食品安全质量控制以及卫生防疫工作中运用毒理学理论和实验方法解决实际问题提供基础知识和技能。
因此通过实验不仅可以使学生验证和加深对理论教学的理解，也是培养学生科学实验方法和掌握实验技能的必要环节。
通过实验，培养学生严谨的科学态度和良好的实验习惯，掌握规范的操作方法和正确的数据处理方法。
实验前要求学生做好预习，实验中要严格遵守实验室的各项规章制度，严格执行操作规程，如实记录实验结果。
实验后认真完成实验报告。
五、考核方式与评分办法采用“学生实验平时考核成绩”取和按全部题目求平均的方法进行实验考核。
“学生实验平时考核”是指学生每完成一次实验题目要考核一次，每次考核的内容包括实验过程和实验报告，其中，实验过程考核成绩占70%，主要包括：实验预习、实验操作和记录以及实验纪律；实验报告考核成绩占30%。
在平时的实验教学过程中，如发现学生对本实验有独创的见解，或设计出独创的实验内容等，实验指导教师要及时以书面的形式报告主讲教师，由主讲教师审查，综合考虑给该学生加分，最高加分控制在实验成绩的20%以内。
六、实验教材及参考书[1] 刘宁. 沈明壕. 食品毒理学. 中国轻工业出版社, 2005[2] 金泰廙. 毒理学基础. 复旦大学出版社, 2003[3] 金泰廙. 现代毒理学. 复旦大学出版社, 2004[4] 杨晓泉, 卞华伟. 食品毒理学. 中国轻工业出版社, 1999执笔人：刘秀河审定人：邵秀芝。
食品毒理学实验讲义
实验一毒物损害的形态表现一、实验目的1. 通过本实验，掌握毒物的形态损害作用；2. 学会毒物形态损害的表现及如何记录相关实验现象。
二、实验原理有关重金属铜、锌、铬、镉对鱼类的急性毒性研究国内已有许多报道，鱼类早期发育是整个生活史中对各种污染物最为敏感的阶段，用以作为急性毒性试验具有快速、敏感、经济有效等特点，是生物测试保护天然水体的重要方法。
鲫鱼是我国重要的经济鱼类, 其分布面广而数量大, 个体生长快, 性成熟时间短, 繁殖季节长, 在人工控制饲养条件下可常年繁殖, 选择鲫鱼进行重金属离子毒性实验, 具有一定代表性。
本实验以鲫鱼为研究对象，向其生长环境中加入重金属硫酸铜，观察其形态损伤，希望在形态方面，有利于水体污染的观察。
三、实验试剂、仪器及动物1. 实验动物鲫鱼幼鱼, 购自鱼市场。
实验鱼在水族箱中驯养7 d 以上，暂养期间活动正常，无病，死亡率低于5%；实验前1 d 停止投饵，选择身体健康，反应灵敏，大小基本一致的幼鱼随机分组。
2. 实验试剂CuSO4, 先配制成质量浓度为3000 mg/ L 的母液, 再根据需要稀释成各质量浓度。
3. 实验仪器聚乙烯塑料水族箱，小型鱼类充氧机。
四、实验方法与步骤1. 实验动物的驯养实验鱼在水族箱中驯养7 d 以上，暂养期间活动正常，无病，死亡率低于5%；实验前1 d 停止投饵。
2. 实验动物的分组采用随机实验进行分组，将21只鲫鱼随机分成7组，其中一组为空白对照组，另外六组为实验组。
3. 实验动物的染毒采用静水法生物测试，实验期间不更换实验液，全天充气。
为防止饵料影响，实验期间不喂食。
为确定质量浓度的大致范围, 先作预实验, 估计CuSO4的7个质量浓度值, 在每一个质量浓度的水族箱内放入3 尾鲫鱼, 分别观察24 h、48h、96h, 找出各金属的100% 致死质量浓度和最大耐受质量浓度。
再根据预实验结果设6个质量浓度组及1个对照组, 每一质量浓度放鱼5尾, 在曝露的过程中观察它们的形态损伤。
食品毒理学实验报告
食品毒理学实验报告引言食品毒理学是研究食品对人体健康的影响的学科，其中实验是评估食品毒性的重要手段之一。
本实验旨在通过对不同食品样品的毒性实验，评估其对人体的潜在危害。
本文将逐步介绍实验的设计、步骤和结果，以及对实验结果的分析和讨论。
实验设计为了评估不同食品样品的毒性，我们选择了常见的食品类别，包括蔬菜、水果、肉类和加工食品。
每个类别中，我们选取了两种常见的食品样品作为实验对象。
实验采用小鼠作为模型动物，将食品样品以不同剂量投喂给小鼠，并观察其行为、生理指标和组织病理学变化。
实验步骤1.实验前准备：准备好实验所需的各种食品样品，确保其新鲜和无污染。
2.动物选取：随机选择一定数量的健康小鼠作为实验对象。
3.实验组设置：将小鼠分为不同实验组，每个实验组分别接受不同剂量的食品样品。
4.实验操作：将食品样品按照设定剂量投喂给小鼠，记录每组小鼠的进食情况。
5.观察记录：观察每组小鼠的行为变化，记录可能存在的异常反应和症状。
6.体重测量：定期测量每组小鼠的体重变化，以评估食品样品对生长发育的影响。
7.生理指标测定：定期采集小鼠的血液样本，测定血液生化指标，如血红蛋白水平、肝功能指标等。
8.组织取样：在实验结束后，取出小鼠的组织标本，进行组织病理学分析。
9.数据统计与分析：对实验结果进行统计学分析，比较不同组别之间的差异。
实验结果1.行为观察：根据观察记录，发现有两组小鼠在接受高剂量食品样品后出现食欲不振、乏力等异常行为。
2.体重变化：高剂量食品样品组的小鼠体重增长较慢，与对照组相比存在显著差异。
3.生理指标：高剂量食品样品组的小鼠血红蛋白水平降低，肝功能指标异常升高，说明可能存在毒性反应。
4.组织病理学：高剂量食品样品组的小鼠组织中观察到炎症细胞浸润和组织损伤等病理学变化。
结果分析与讨论根据实验结果，高剂量的某些食品样品可能对小鼠的健康造成不利影响。
食欲不振、乏力、体重增长缓慢等行为和生理指标的变化表明这些食品样品可能存在毒性。
食品毒理学实验指导书
食品毒理学实验指导郭红辉刘永吉编写韶关学院英东食品科学与工程学院2012年9月实验注意事项食品毒理学所开设实验均要用到实验动物，为保证实验安全顺利进行，特别提出以下注意事项，所有实验人员务必认真阅读，严格遵守。
1.遵守卫生部颁布实施的《医学实验动物管理实施细则》和广东省第十一届人民代表大会常务委员会第十九次会议通过的《广东省实验动物管理条例》相关规定，不得戏弄或者虐待实验动物。
2.课前预习实验指导，熟悉实验操作流程，撰写预习报告。
3.进入实验室后，到小组所在实验台进行实验操作，不要随意走动，大声喧哗；抓取实验动物或解剖时要做好防护，防止被动物咬伤或抓伤、被实验器具扎伤等意外事故发生；如有意外发生，马上报告老师。
4.实验动物器官和尸体不要随意丢弃，交由班级指定负责人集中处理。
5.实验结束后，清洗和整理好实验用具，交由老师清点后方可离开。
实验一实验动物的基本操作一、目的和意义毒理学研究需要用实验动物来进行各种实验，通过对动物的实验观察和分析来研究毒作用，获得毒物的毒性、剂量-反应关系、毒作用机制等各方面的资料，因此掌握动物实验基本操作是毒理学研究必备技能。
二、实验器材及试剂1、器材大头针、泡沫板、帆布手套、橡胶手套、剪刀、棉签、小鼠鼠笼、1.5及0.5ml EP管等2、试剂（1）3% ~ 5%苦味酸溶液（即２，４，６－三硝基苯酚），因与动物的被毛中的蛋白发生反应，可染成较为牢固的亮黄色。
可用水，也可用一定浓度的乙醇来配制。
（2）0.5% 中性红或品红溶液,可染成红色。
三、内容（一）健康动物的选择无论选择哪种种属品系的动物进行实验，均要求选择健康的实验动物。
健康动物检查时要求达到：外观体形丰满，被毛浓密有光泽、紧贴体表，眼睛明亮，行动迅速，反应灵活，食欲及营养状况良好。
（二）实验动物性别的鉴定动物性别不同对毒物的敏感性也不同，这可能与性激素、肝微粒体羟基化反应有关，也随受试物而异。
因此，要根据实验要求选择性别，一般实验如对性别无特殊要求者，以选用雌雄动物各半。
第五章 食品毒理学实验基础.
• SD大鼠：白色，产仔多，生长发育较Wistar 大鼠为快，对疾病的抵抗力尤以呼吸道疾病的 抵抗力强。自发肿瘤发生率较低，对性激素感 受性高。
• BALB/c小鼠：对致癌因子敏感，对放射性照 射极为敏感。生产性能良好，繁殖期长，广泛 应用于肿瘤学、生理学、免疫学、核医学和单 克隆抗科学（生物、医学、食品等） 研究的重要基础和支撑条件，在科研、教学、 生产、检定、安全评价和成果评定中都离不开 实验动物，被称为“活的仪器、活试剂”。 • 英国一位科学家曾这样比喻：“在生命科学研 究中使用实验动物就象在分析化学中使用分析 天平一样重要”。
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落户武汉大学实验动物中心的慰灵碑， 旨在纪念在抗非典疫苗和药物实验中为人 类健康献身的38只恒河猴
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2. 剂量-反应(效应)研究。剂量-反应(效应)研究是 毒性评价和安全性评价的基础。 在急性(致死性)毒性试验中，应该得到LD50（半数致死 剂量/浓度），也可以得到LD01（最小致死剂量或浓度 ）和MTD（最大耐受剂量或浓度）。 在急性非致死性毒性试验中，可应该得到急性可观察到 有害作用的最低剂量(LOAEL)和未观察到有害作用的剂 量(NOAEL)。 在亚急性、亚慢性及慢性毒性试验中，可得到相应的 LOAEL和NOAEL。 在致突变、致癌和致畸等特殊毒性试验中，剂量-反应( 效应)研究将为确定受试物是否具有这些特殊毒性提供 依据。在致畸试验也可得到LOAEL和NOAEL；在致突变、 致癌试验中，尽管认为是无阈值的，但也可得到表观的 LOAEL和NOAEL。
第三个原则，成年的健康(雄性和雌性未孕)实验动物和 人可能的暴露途径是基本的选择。
• 不能重复的实验结果是没有任何科学价值的。选用成 年的健康(雄性和雌性未孕)实验动物是为了使实验结 果具有代表性和可重复性。 • 以成年的健康(雄性和雌性未孕)实验动物作为一般人 群的代表性实验模型，而将幼年和老年动物、妊娠的 雌性动物、疾病状态作为特殊情况另作研究。这样可 降低实验对象的多样性，减少实验误差。
食品毒理学实验教学大纲
《食品毒理学》实验教学大纲课程名称：食品毒理学课程编码：1002527038课程类别：专业课所属学科：预防医学实验总学时：44学时一、制订教学大纲的依据吉林大学本科培养方案二、本课程实验教学在培养实验能力中的地位和作用《食品毒理学》是毒理学的一个分支，既是一门重要的基础理论课，又是一门综合性的实践课。
教学的目的在于使营养与食品专业的学生掌握食品毒理学的基本理论、基本知识和基本的实验技能，使学生毕业后能进行简单的毒理学安全性评价。
教学中要求学生既要掌握理论课的基本内容，又要掌握实验课的基本原理和技术操作。
同时在实验课教学中培养学生独立处理问题和解决问题的能力。
三、应达到的实验能力标准1.掌握实验动物的一般操作方法，如：大、小鼠的性别判定，捉拿，固定，灌胃等毒理学常用技术。
2.掌握急性毒性实验设计，操作方法，结果判定。
能较熟练地计算出LD50。
3.掌握Ames实验的基本原理，了解实验的全过程。
4.掌握胎鼠鼠仔的观察方法，学会观察药物致畸胎鼠标本。
5.掌握小鼠骨髓细胞微核标本及染色体标本的制备技术；掌握染色体、微核标本分析技术，能对畸变类型进行判定。
6.了解人类染色体常规标本、G显带标本的制备技术，SCE形成原理及标本制备技术。
通过对预先制备好的标本片的镜检分析，了解不同诱导因素引起染色体畸变的类型。
7.掌握精子标本制备及畸变类型分析技术8.掌握皮肤刺激实验操作技术及判定标准四、学时、教学文件及教学形式学时：本课程总学时为80学时，其中实验课学时数为44学时，占总学时的55%。
教学文件：自编实验指导。
教学形式：学生实验前预习实验指导。
指导教师概述实验基本原理，实验设计及操作方法，对实验中的关键环节进行重点强调，并明确注意事项，具体实验步骤及数据处理由学生自行完成，写出实验报告。
五、实验成绩评定实验课成绩占本课程总成绩的20%。
试验课成绩由教师根据学生的实验报告,课堂操作及出勤情况,经综合评定后给出。
对缺实验课成绩者，本课程不予通过。
食品毒理学实验
实验一动物的一般操作技术1. 实验目的和要求*毒理学研究需要用实验动物来进行各种实脸，通过对动物的实验观察和分析来研究毒作用，获得毒物的毒性、剂量-反应关系、毒作用机制等方面的资料，因此动物实验是毒理学研究中重要的手段之一。
通过本次学习毒理学实验中有关动物实验的基本操作技术，掌握实验动物的选择、动物抓取和分组等技术。
2. 实验原理做毒理学实验，首先要了解实验动物选择的要求，实验动物分组、实验样品的采集、实验动物处死方法等。
3. 实验仪器设备:小鼠若干，手套15副，苦味酸酒精饱和液，0.5%中性红或品红溶液，棉签，解剖剪刀10把，感应量为0.1g的天平一台。
4. 实验内容步骚:(一) 健康动物的选择无论选择哪种种属品系的动物进行实验，均要求选择健康的实验动物。
健康动物检查时要求达到：外观体型丰满，被毛浓密有光泽、紧贴体表，眼睛明亮，行动迅速，反应灵活，食欲及营养状况良好。
选择时重点检查以下几项：1. 眼睛明亮，瞳孔双侧等圆，无分泌物2. 耳耳道无分泌物溢出，耳壳无脓疮3. 鼻无喷嚏，无浆性粘液分泌物4. 皮肤无创伤、无脓疮、疥癣、湿疹。
5. 颈部要求颈端端正，如有歪斜提示可能存在内耳疾患，不应选作实验动物。
6. 消化道无呕吐、腹泄，粪便成形，肛门附近被毛洁净。
7. 神经系统无震颤、麻痹。
若动物(大鼠、小鼠)出现圆圈动作或提尾倒置呈圆圈摆动，应放弃该动物。
8. 四波及尾四肢、趾及尾无红肿及溃疡。
(二) 实验动物的性别鉴定小鼠主要依据肛门与生殖孔间的距离区分，间距大者为雄鼠，小者为雌性。
成年雄鼠卧位可见睾丸，雌性在腹部可见乳头。
(三) 抓取方法正确地抓取固定动物，是为了在不损害动物健康、不影响观察指标、并防止被动物咬伤的前提下，确保实验顺利进行。
小鼠的抓取方法先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台上向后位，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可。
《食品毒理学》实验1
（一）实验动物的染毒途径和方法
1.经口染毒
（1）灌胃将毒物不经口腔和食道，直接灌入胃内。
急性毒性试验多用此法。
具体方法：用带有灌胃器的适当容积注射器吸取所需的受试液（溶液、混悬液、乳液）备用。
①小鼠保定，一手紧抓住耳后、颈部皮肤，用无名指、小指和大鱼际肌压紧尾根部。
将动物固定成垂直体位，腹部面向操作者，使上消化道固定呈一直线。
另一手持注射器，将针头由动物口腔侧插入，避开牙齿，沿咽后壁缓缓滑入食道。
若遇阻力，可轻轻上下滑动探索，当感到阻力消失时，即将针头深入至胃部。
如动物挣扎，应停止进针或将针头拔出，千万不能强行插入，以免损伤、穿破食道，甚至误入气管，导致动物立即死亡。
进针深度一般是小鼠2.5～４cm。
为验明灌胃针是否正确地插入胃部，可轻轻回抽注射器，如无气泡抽出表明已在胃中，可将受试液推入。
（2）喂饲将受试化学物均匀拌入饲料或溶于饮水中，由动物自由采食。
适用于染毒时间较长的毒性试验，如亚慢性和慢性毒性试验。
（3）吞咽胶囊将所需剂量的受试化学物装入胶囊内，强制动物咽下。
适用于易挥发、易水解和有异味的化学物，兔、犬、猫可用此法。
2．注射染毒外源化学物的毒性研究中，根据试验目的和需要，可选择腹腔注射、静脉注射、肌肉注射、皮下注射等途径染毒。
大鼠和小鼠经尾静脉注射，兔则经耳静脉注射。
五、注意事项
１.对实验动物要有尊重爱护的态度，实验操作必须严肃认真，注意力高度集中。
２.正确抓取动物，防止被咬伤；严禁乱扔小鼠；防止将小鼠掉在地上。
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食品毒理学实验指导食品毒理学实验（一）毒理学实验的目的和要求食品毒理学实验的目的是通过实验掌握有关的毒理学实验技术和方法，培养分析问题和解决问题的能力。
为了提高实验效率，特作如下要求：１．课前预习实验指导，对实验目的、方法、步骤应有充分了解，明确本次实验的目的和理论根据，作到心中有数，避免实验中出现忙乱和差错。
２．进入实验室后，首先检查实验桌面上的仪器、器皿、药品等实验器材是否齐全及有无损坏。
３．实验时务必安静，不能喧哗，作到整齐整洁，有条有理。
严格按照实验指导的步骤进行操作，准确计算用药量，注意爱护实验动物，节约实验材料和药品。
４．仔细阅读实验指导，根据实验指导进行小组分工，尽可能每人都有操作机会。
５．及时地、准确地将观察到的数据和反应如实记录。
实验完毕，根据实验结果写出实验报告。
６．实验后整理实验器材，作好实验室的清洁卫生工作。
实验室规则１．实验室须保持安静、整齐和清洁。
２．实验完毕将实验台、桌、仪器、用具等擦洗干净。
仪器、用具如有损坏，应报告老师，各组轮流打扫实验室。
关好门窗，切断水源及电源。
３．节约实验用品，爱护器材及动物。
４．随时注意安全操作。
实验一、食品毒理学实验基础常用实验动物的捉取方法小鼠：用右手提起尾部，放在鼠笼盖上或其他粗糙面上，向后上方轻拉，此时小鼠前肢紧紧抓住粗糙表面，迅速用左手拇指和食指捏住小鼠颈部皮肤并以小指和手掌尺侧夹持其尾根部固定手中。
兔：捉拿时一手抓其颈背部皮肤，轻轻将兔提起，另手托其臀部。
二、实验动物的选择毒理学中研究外源化学物的基础毒性主要是进行体内试验，常选用大白鼠和小白鼠、家兔。
根据不同实验目的，可选用不同实验动物。
例如，皮肤刺激实验，可选用家兔，因为家兔为皮肤刺激实验的敏感动物。
动物应注明来源及品系。
除特殊要求外，动物年龄一般选用初成年者：大白鼠、小白鼠为出生后2～3个月左右，体重分别为180～240g和18～24g；家兔为2～2.5kg，猫为1.5～2kg；狗为出生后一年左右。
实验中一般均应采用两种性别动物进行试验。
所用动物进入实验室后，于实验开始前应观察一周以上，以删除不健康的动物，并使实验动物适应环境。
三、染毒途径和方式1、经口染毒①灌胃灌胃体积依所用实验动物而定，小鼠一次灌胃体积在0.1～0.5ml/kg体重，大鼠在1.0ml/100g体重之内，家兔在5ml/kg体重。
②喂饲喂饲方法染毒是将化学物溶于无害的溶液中拌入饲料或饮用水中，使动物自行摄入含化学物的饲料或水，然后依每日食入的饲料与水在推算动物实际摄入化学物的剂量。
由于摄入的化学物量不准确，仅适用于动物数量较大的毒理学实验。
此种方法更适宜进行多日染毒，急性毒性试验一般不用之。
2、经呼吸道染毒凡是气态或易挥发的液态化学物均有经呼吸道吸入的可能，经呼吸道染毒有两种类型，一是动物自行吸收，一是人工动物气管注入。
动物自行吸入呼吸道染毒又分静式吸入染毒与动式吸入染毒两种方法。
静式吸入染毒，即在一定容积的染毒柜内加入一定量受试物造成含一定浓度受试物的空气环境，使受试动物在规定时间内,经吸入而达到染毒，故适用于短时间染毒的试验使用。
动式吸入染毒，即采用机械通风为动力，连续不断地将含有已知浓度受试物的新鲜空气送入染毒柜内，并排出等量的污染气体，使染毒浓度保持相对稳定，这样可使染毒时间不受染毒柜(室)容积的限制，也可避免动物缺氧、二氧化碳积聚、温度增加等对试验结果的可能影响，故适用于较长时间以及反复染毒的试验使用。
气管注入，将液态或固态外源化学物注入肺内。
这是一个手术过程，仅适用于制造化学物对肺脏损伤模型的制备，而不用于一般毒性研究。
3、经皮肤染毒经皮肤吸收的化学物主要以扩散方式经过皮肤角质层屏障，在表皮角质细胞的间质中充满非极性的脂类物质。
脂溶性化学物主要通过这种途径渗透入皮肤，所以角质层薄的皮肤部位更易吸收。
面积则依据选用动物及受试物的剂量和剂型而定。
如，家兔可取5cm×6cm、豚鼠取3cm×4cm、大鼠取1.5cm～2.0cm直径的面积，小鼠取1.0cm～1.5cm直径的面积。
实验前详细检查去毛部位皮肤有无擦伤、红肿、皮疹等异常现象，剔除不合格动物。
4、其它途径染毒注射途径包括静脉注射(大鼠、小鼠尾静脉，兔耳缘静脉)、肌肉注射、皮下注射及小动物腹腔注射染毒。
但注射时应控制注射体积。
四．几种常用实验动物的染毒途径的操作方法小鼠１．灌胃法左手拇指和食指捏住小鼠颈背部皮肤，无名指和小指将尾部紧压在手掌上，使小鼠腹部朝上。
右手持灌胃管（注射针头稍加弯曲制成）经口角插入口腔，用灌胃管向后上方压迫小鼠头部，使口腔与食道成一直线，再将胃管沿上颚壁轻轻推进食道，推注药液。
２．皮下注射注射部位可选背部皮下，操作时轻轻拉起背部皮肤，将注射针头刺入皮下，稍稍摆动针头，若容易摆动则表明针尖的位置确定在皮下，此时注射药物。
拔针时，轻捏针刺部位片刻，以防药液逸出。
３．肌肉注射小鼠固定如上述，将注射器针头刺入小鼠臀部外侧肌肉，注入药物。
４．腹腔注射左手固定动物，使小鼠呈头低位，腹部朝上，右手持注射器，在左或右侧下腹部将针头刺入皮下，沿皮下向前推进３～５ｍｍ，然后使针头与皮肤呈４５。
角方向穿入腹腔。
针尖进入腹腔可有抵抗消失感，此时可轻推药物。
５．尾静脉注射将小鼠装入笼内，使其尾部外露．尾部用温水浸泡半分钟或用酒精棉球擦拭，使其血管充血和表皮角质软化，以拇指和食指捏住尾根部的两侧，阻断其静脉回流，使尾静脉充盈明显，以无名指和小指夹持其尾尖，用中指托起尾巴，使之固定。
选其一侧尾静脉穿刺，如针头确在血管内，则推注药液。
需反复静脉注射时，易从尾端开始。
家兔１．灌胃法可用固定箱，将开口器固定于兔口腔中，术者将胃管经开口器中央小孔慢慢沿上颚壁插入食道，为避免插入食道，可将胃管的外口端放入水中，如有气泡逸出，说明已插入气管，应拔出从插。
若无气泡逸出，则用注射器将药液灌入，并以少量清水冲洗胃管。
灌胃完毕，先拔出胃管再拿出开口器。
２．腹腔注射法参照小鼠腹腔注射法。
３．静脉注射法兔静脉注射一般采用耳缘静脉（兔耳缘静脉为静脉，中央的血管为动脉）。
先用酒精棉球涂擦耳缘静脉部皮肤。
以左手食指放在耳下将兔耳垫起，并以拇指压耳缘部分，右手持带有针头的注射器，尽量从血管远端刺入血管，注射时针头先刺入皮下，沿皮下向前推进少许，然后刺入血管。
针头刺入血管后再少向前推进，轻轻推动针栓，若无阻力和局部皮肤隆起发白现象，即可注药。
注射完毕后，用棉球压住针眼，拔去针头。
几种动物不同注射途径注射量(ml)范围注射途径小鼠大鼠豚鼠兔狗静脉肌肉皮下腹腔0.2~0.50.1~0.20.1~0.50.2~1.01.0~2.00.2~0.50.5~1.01.0~3.01.0~5.00.2~0.50.5~1.02.0~5.03.0~100.5~1.01.0~3.05.0~10.05.0~15.02.0~5.03.0~10.0－五、实验动物处死及生物标本采集1．实验动物处死方法大小鼠可用颈椎脱臼法，然后股动脉放血。
兔、豚鼠、狗等一般用股动脉放血处死。
应尽量采用适当的处死方法，减少实验动物的痛苦。
2．血液采集大小鼠如需血量小可用鼠尾采血，如需血量较多可用眼眶静脉丛采血或处死时股动脉放血采血。
六、毒性反应的观察与检查1、一般性指标1）.一般综合性观察指标①动物体重实验动物在亚慢性方式接触外来化合物过程中，有多种因素均可影响动物体重的增长，包括食欲变化、消化功能变化、代谢和能量消耗变化等。
体重变化的表示方式，可将接触组与对照组同期体重绝对增长的重量加以比较和统计学处理。
也可将接触组与对照组同期体重百分增长率(以接触化合物开始时动物体重为100%)进行统计和比较。
②实验动物在接触外来化合物过程中所出现的中毒症状及出现各症状的先后次序、时间均应记录和分析。
③脏器系数是指某个脏器与单位体重之比值或称脏/体比值。
单位体重通常以100g 体重计,如肝/体比，即指(全肝湿重/体重)×100。
其依据是实验动物在到达成年末期或老年期之前,尤其是小动物均随着年龄的增加体重增长,且各脏器与体重之间的重量比值有一定规律。
若某脏器受到受试化学物损害,此比值将发生改变。
一般包括心、肝、脾、肺、肾、肾上腺、甲状腺、睾丸、子宫、脑、前列腺等。
在排除称重前的失水、年龄、性别、营养不良等因素的影响后,脏器系统增大,表示脏器充血、水肿或增生肥大性变化等；脏器系数减小,表示脏器萎缩、退行性变化等。
脏器系数的观测可依据实验要求加以选用。
2）.一般化验指标主要指血象和肝、肾功能的检测，在亚慢性试验中研究外来化合物对实验动物的毒性作用，使用这类指标，一般为筛检性和探讨性。
通常血象检测包括红细胞计数、白细胞计数和分类、血红蛋白定量等。
肝、肾功能也是一种常规指标，如SGOT、SGPT、血清尿素氮、尿蛋白定性或定量、尿沉渣镜检等。
2、病理学检查亚慢毒性试验中应重视病理学检查。
凡是在染毒过程中死亡的动物均应及时解剖，肉眼检查后再进行病理组织学检查。
必要时作组织化学或电镜镜检。
试验的观察期限，如受试动物于接触受试物后24～48h内中毒死亡，未发现有迟发中毒作用时，一般观察7～14d即可。
否则应适当延长观察期限，直到中毒症状基本恢复正常为止，延长观察需要2～4周。
观察期限，特别要注意动物的饲养和管理，以防止与受试物无关的意外死亡情况发生。
实验二、化学物质半数致死量（LD50））的测定【目的】.求出受试化合物对一种实验动物的致死剂量(通常以LD50为主要参数)，以初步估计该化合物对人类毒害的危险性。
掌握LD50测定的意义、方法、计算过程。
【原理】LD50是指使一群体动物中半数死亡的剂量，是衡量化学物质毒性大小的指标，是评价药物优劣的重要参数。
了解化学物质单次给药或短时间内多次给药后动物所产生的毒性反应及其严重程度，为安全使用及监测提供一定的参考。
LD50的测定方法很多，较为常用的有改良寇氏法、简化概率单位法。
本试验将一定浓度和一定体积的药物，按一定比例一定方式给予小鼠，观察2-4小时，记录不同剂量小鼠的死亡情况，计算半数致死量，以确定药物急性毒性。
【器材】鼠笼、烧杯、2ml注射器等。
【药品】亚硝酸盐溶液（5个剂量）【动物】小鼠【方法】1、预试验模拟实验剂量范围，找出引起0～100%的估计致死量。
2、正式试验（1）取小鼠50只，体重20±2g，♀♂各半，随机分为5组，10只/组。
（2）剂量按等比级数增减，相邻两剂量比值1:0.6～0.9，设4～5个剂量组。
（3）给药亚硝酸盐溶液，ip。
5个剂量组。
（4）统计按改良寇氏法公式进行计算。
LD50=log-1[Xm-i（∑P-0.5）](公式1)Xm：最大剂量组剂量对数值i：相邻两组剂量高剂量与低剂量之比的对数(相邻两组对数剂量的差值)P：各组动物死亡率，用小数表示（如果死亡率为80%应写成0.80）∑P：各组动物死亡率之总和n：每组动物数Sx50=i×(公式2)Sx50：logLD50的标准误X50=logLD50LD50的95%可信限=log-1（X50±1.96Sx50）(公式3)LD50的平均可信限=LD50±(LD50的95%可信限的高限-低限)/2(公式4)【结果】填入表1。