2020年金纳米颗粒的合成精品版

目录

摘要 (2)

Abstract (3)

1.引言 (4)

1.1. 传统实验方法 (5)

1.2. 基于纳米颗粒的实验方法 (5)

1.3. FRET和NSET (5)

1.4. 捕光材料—共轭聚合物 (6)

1.5. 实验机理 (7)

1.5.1嵌入染料TO (7)

1.5.2阳离子共轭聚合物PFP (7)

1.5.3 实验过程 (9)

2.实验部分 (9)

2.1. 实验材料 (9)

2.2. 表征 (10)

2.3. 金纳米颗粒的合成 (10)

2.4. 金纳米颗粒的表面功能化 (111)

2.5. 金纳米颗粒表面DNA的固定 (12)

2.6. 表面固定DNA的GNPs的杂化 (12)

2.7. TO和PFP的NSET实验 (12)

2.8. 一个碱基不匹配的双链DNA S1核酸酶切反应的分析 (13)

3.实验结果及分析 (13)

3.1. 以CPPs/GNPs/dsDNA复合物进行的核酸酶探测 (13)

3.1.1. PFP量的优化 (13)

3.1.2. GNPs-DNA量的优化 (14)

3.1.3. S1核酸酶探测 (16)

3.2. 以CPPs/TO/GNPs-dsDNA复合物进行的核酸酶探测 (16)

3.2.1. PFP量的优化 (17)

3.2.2.S1核酸酶探测 (18)

3.3. 用PG作为荧光探针 (19)

结论 (21)

参考文献 (22)

致谢 (24)

摘要

我们使用共轭高分子/金纳米颗粒/染料标记的DNA复合物发展了S1核酸酶的一种新

型检测方法，此方法利用了金良好的荧光淬灭性质和共轭高分子的信号放大特性。这种方法是由于纳米材料表面能量转移（NSET）中，能量从供体分子到纳米颗粒表面的转移遵循可预测的约为70-100nm的距离。在此过程中，由于从共轭高分子到嵌入染料进而到金纳米颗粒表面的NSET，不存在S1核酸酶的情况下将观察不到嵌入染料的荧光信号。而存在S1核酸酶的情况下，双链DNA被切离金纳米颗粒的表面，NSET过程中断，从共轭高分子到嵌入染料高效的荧光共振能量转移所得的嵌入染料的荧光得以恢复。

关键词

S1核酸酶分析，共轭高分子（CP），金纳米颗粒（GNPs），DNA，信号放大，纳米材料表面能量转移（NSET），荧光共振能量转移（FRET）

Abstract

A new strategy for S1 nuclease assay has been developed using conjugated polymer/gold nanoparticle/dye-labeled DNA complex by taking advantage of good fluorescence quencher of gold nanoparticles and the amplification feature of conjugated polymer. This method is based on nanomaterial surface energy transfer (NSET) which energy transfer from a donor molecule to a nanoparticle surface follows a predictable distance as large as 70-100 nm. In this process, no signal of intercalated dye was observed in the absence of S1 nuclease due to the NSET from conjugated polymer to intercalated dye and further to the surface of gold nanoparticles. In the present of S1 nuclease, dsDNA was cleaved from gold nanoparticles which intermit NSET process, thus recovering the fluorescence of intercalated dye through efficient fluorescence resonance transfer (FRET) from conjugated polymer.

Key Words

S1 nuclease assay, conjugated polymer(CP), gold nanoparticles(GNPs), DNA, signal amplification, NSET, FRET.

1.引言

实时高选择性及高敏感的酶检测方法对于科研和经济都是非常重要的。DNA酶切反

应，如限制及非限制酶参与了许多重要的生物进程，如复制，重组和修复。此外，环境中DNA和酶的相互作用可能会导致遗传信息的改变进而引起健康问题。[1-5]

1.1.传统实验方法

传统方法已被建立用于测定核酸酶的活性，其中包括凝胶电泳，高效液相色谱法（HPLC），电化学研究和酶联免疫吸附实验。[6]然而这些方法具有如下缺点，耗时，耗DNA，不连续，费力，而且通常需要同位素标记。为了避免这些限制，近几十年来基于荧光共振能量转移（FRET）或非荧光共振能量转移淬灭机理的核酸酶分析方法得以发展。[7-10]

1.2.基于纳米颗粒的实验方法

基于纳米颗粒NPs的实验方法已被广泛应用于化学及生物探测。纳米颗粒能用作许多量子点及染料分子封装载体，已被主要用于荧光免疫分析的信号记录以提高检测灵敏度。因为纳米颗粒NPs具有大的表面积及球形形状。DNA探针在其表面的固定具有高浓度。此外，NPs悬浮液所提供的几乎均质的环境可促进DNA的固定及杂交。[15] 然而，由于洗涤步骤中荧光分子的泄露，基于NPs的生物标记方法的潜在应用受到限制。加之染料掺杂的NPs通常具有宽的发射波和较小的斯托克斯位移，这将导致激发和发射信号间的交互调制。引入荧光共振能量转移（FRET）将供体激发和受体发射间的波长分离开是避免这些缺陷的一种有效方法。[34]

由于荧光团能通过有效的非辐射能量转移在金球表面淬灭，基于荧光共振能量转移现象，金纳米颗粒Au NPs已被应用于实验中。由于胶体金具有很强的淬灭能力，其具有大的摩尔消光系数（10-20 nm 金球约为105 cm-1 M-1）和有机染料纳摩尔亲和力。

1.3.FRET和NSET

存在另一种分子的情况下，荧光分子的激发能量可被转移到另一临近的分子上，从而发光。这种现象称为能量转移。典型的能量转移机理是福斯特共振能量转移。FRET是激发态供体通过远距离偶极相互作用将能量转移到近基态受体的一种无辐射过程。[11] 尽管具有可观的前景，这种利用FRET机理的方法的距离受到偶极机制性质的限制，从而限制了距离的尺度。最近几个研究组报道了纳米材料表面能量转移（NSET）技术能

够测量约为FRET两倍的距离，其中能量从供体分子遵循可预测的距离转移到纳米颗粒表面。

使用金纳米颗粒作为能量转移的受体时，NSET和FRET有两方面的不同：(1) 与距离的关系从1/R6 变化为1/R4，延长了可用的测量距离；(2) 同一种纳米颗粒可以淬灭不同发射频率的染料，可见范围横穿到近红外区。因此，NSET可用于距离超过10nm或需淬灭多种染料的研究中。单一纳米颗粒能够同时淬灭多个具有不同能量的染料，从而在单一实验中进行多个距离的分析。[13]

1.4.捕光材料—共轭聚合物

共轭聚合物（CPs）具有离域结构，有利于光电部分的电子耦合，同时高效的分子间及分子内能量转移引起了荧光信号放大。[16-18] 这种光放大的原因是共轭高分子具有长的由很多重复单元组成的高分子链。无论从哪里激发聚合物，激发能量将沿高分子链迁移直至能量转移到邻近的受体（图1.1）。

图1.1. 通过荧光共振能量转移使用共轭聚合物作为放大信号的捕光分子

因此，使用共轭聚合物作为化学或生物传感原件已经获得了强烈的研究兴趣，尤其是在生物分子如核苷酸和蛋白质的敏感的光学检测方面。[19-24] 最近，王等人报道了量热法及基于FRET使用阳离子共轭聚合物/DNA复合物用于核酸酶放大分析的荧光方法。[25,26] 尽管经证实这些实验方法是可靠，灵敏，方便的，由于需使用荧光标记的DNA仍受到限制。

1.5.实验机理

考虑到传统方法的缺陷，如耗时，耗DNA，不连续，费力及通常需要同位素标记，提出了基于FRET的核酸酶分析方法。然而检测的长度受到偶极机理性质的限制。此外，由于需要荧光标记的DNA，而这是不利于检测的，量热法和基于FRET使用阳离子共轭聚合物/DNA复合物用于核酸酶放大分析的荧光方法受到限制。因此，我们提出了一种新的概念，利用共轭聚合物/金纳米颗粒/染料标记的DNA复合物进行具有灵敏性，可信度及统一平台的无标记核酸酶活性检测，以此攻克这些缺陷。通过使用GNPs（金纳米颗粒）这种检测系统扩展了测量距离，同时通过直接将发色团嵌入DNA结构攻克了需使用荧光标记的缺陷，从而获得了无需标记的核苷酸酶活性检测平台。

1.5.1嵌入染料TO

实验所使用的嵌入染料是噻唑橙（TO），TO的结构如图1.2所示。TO是一种具有由甲炔基连接的苯并噻唑和喹啉基不对称菁染料，在水溶液中TO是非荧光分子。当存在DNA 时，TO通过将芳香基插入DNA碱基对中与DNA结合。因此，与DNA结合后TO的荧光量子产率得以提高。荧光发射的增强是由于芳香基间的甲炔基旋转的限制关闭了非辐射衰变通道。[27]

图1.2.噻唑橙的化学结构

1.5.2阳离子共轭聚合物PFP

实验中选择阳离子共轭聚合物PFP（结构如图1.3所示）作为光放大捕光高分子。PFP 的最大发射波长为425nm，TO的最大吸收波长为510nm，如图1.4所示。[18] PFP发射光谱和TO吸收光谱间从400nm到550nm的光谱重叠符合从能量供体PFP到能量受体嵌入染料TO的有效FRET的要求。380nm波长的光照射选择性激发了PFP，进而引发从PFP 到嵌入DNA碱基对的TO的FRET。[28-29] 能量转移过程将引起荧光信号的显著放大。

图1.4. PFP化学结构

图1.5. PFP的荧光光谱（空心圈，λex=380 nm）及TO在水中的的吸收光谱（实心圈）[18]

1.5.3实验过程

图1.6. 使用共轭聚合物/金纳米颗粒/染料标记的DNA复合物

进行核酸检测的示意图

如图1.6所示，该检测系统是由三部分组成的：DNA（紫色）功能化的金纳米颗粒（绿色），嵌入型染料（蓝色），以及水溶性阳离子聚合物PFP（黑色）。将核酸功能化GNPs 与互补核酸（橙色）杂化。经嵌入型染料和PFP处理后，带正电荷的PFP和带负电荷的寡核苷酸间的静电所用将使PFP和嵌入型染料接近，引起了从PFP到嵌入型染料的FRET过程，进而引起在金球表面的NSET过程。使用S1核酸酶处理复合物后，双链DNA将在不配对碱基处被切断，金纳米颗粒，PFP和嵌入型染料间的距离将增大，从而引起了荧光恢复。

2.实验部分

2.1.实验材料

表2.1. 实验所用DNA

名称序列

含有5’–SH结构的单链DNA 5’SH CGCATTCAGGATTCTCAACTCGTA

缺少一个核苷酸的互补DNA 5’TATGAGTTGAGTATCCTGAATGC

表2.2. 实验所用缓冲溶液

名称浓度pH

PB 缓冲液(a) 0.1M PB 7.0

PB 缓冲液(b) 0.1M PB 8.0

洗涤缓冲液0.3M NaCl , 10mM PB 7.0

4.6

反应缓冲液2mM CH3COONa, 15mM NaCl, 0.1mM

ZnSO4

使用微孔过滤系统净化实验用水（MilliQ水），以制备缓冲液。

其他试剂包括噻唑橙（TO），PFP，聚乙烯吡咯烷酮（PVP），二硫苏糖醇（DTT），柠檬酸钠，氯金酸（HAuCl4）以及S1核酸酶。

所有的DNA，TO，S1核酸酶都是从Sigma Genosys公司购买的。PFP是从美国染料源购得的。

2.2.表征

所有的荧光测量是由Perkin Elmer LS55亮度光谱仪完成的。

2.3.金纳米颗粒的合成

直径约为14nm的金纳米颗粒是用氯金酸（HAuCl4）的柠檬酸还原法制得的。[30] 实验所使用的所有玻璃仪器都用王水（三份HCl，一份HNO3）彻底清洗过，用蒸馏水冲洗过，然后烘干备用。

在1L装有冷凝器的圆底烧瓶中，于剧烈搅拌下加热50mL 1mM的HAuCl4至沸腾。快速加入5mL 38.8mM柠檬酸钠，溶液逐渐由纯黄色变为酒红色。再持续加热10分钟，移去热源，持续搅拌15分钟。对最终反应溶液进行表征，所合成的乳胶微粒的最大吸收波长在520nm处，直径为13nm±1.7nm。投射电子显微镜TEM及UV/Vis吸收光谱如图2.1及图2.2所示。用每个金胶粒最大吸收波长处的摩尔消光系数结合UV/Vis光谱计算颗粒浓度，ε520nm=3.6×108 cm-1 M-1。[33]

图2.1. 金纳米颗粒的TEM 图

图2.2. 所合成的金纳米颗粒的UV 光谱（样品：100uL GNPs + 2.4mL H 2O ε 520nm =3.6×108 cm -1 M -1 , A= ε c L, [Au NPs]=12.22 nM 7.36×1011 /uL ）。

2.4. 金纳米颗粒的表面功能化

简单来说，搅拌下在2.5mL 胶体微粒溶液中加入PVP （(~4g/L ~500μL ）。振 荡混合物，于室温下培养3小时。由于PVP （化学结构如图2.3所示）可溶于水

图2.3. PVP 化学结构

400

500

600

700

800

0.0

0.1

0.2

0.3

E x t i n c t i o n

Wavelength (nm)

520nm

且具有良好的润湿性能易成膜，我们用它来进行金纳米颗粒的表面功能化同时部分中和电荷。

2.5.金纳米颗粒表面DNA的固定

GNPs探针是根据文献中所提到的方法制备的。[31] 首先将3’-或者5’-二硫键端基的寡核苷酸序列浸在0.1M DTT（结构如图2.4所示）磷酸缓冲液（pH 8）中2小时，然后用NAP-5柱除杂。将经除杂的寡核苷酸（8nM）加入3mL金颗粒溶液中。反应后的混合物最终分散在0.3M NaCl 10 mM NaH2PO4/Na2HPO4 (pH 7)中，过48小时，离心30分钟以出去多余的试剂。纳米颗粒探针重新分布在0.3M NaCl 10mM磷酸缓冲液中以备使用。

图2.4. DTT的化学结构（DTT通常用作硫化DNA还原或脱保护剂，

硫化DNA的端基硫原子倾向于在溶液中尤其存在氧气时形成二聚物）

2.6.表面固定DNA的GNPs的杂化

将1mLPBS缓冲液中100μL表面固定了DNA的GNPs和5μL互补DNA的混合物70℃加热30分钟。混合物冷却到室温后，离心，用反应缓冲液（2mM CH3COONa, 15mM NaCl, 0.1mM ZnSO4）洗涤以除去多余的DNA分子。收集到的GNPs重新分散在2mL反应缓冲液中。

2.7.TO和PFP的NSET实验

PFP和TO-DNA间FRET及进一步到金纳米颗粒表面的NSET过程的研究中，于缓冲溶液中（2mM CH3COONa, 15mM NaCl, 0.1mM ZnSO4, pH 4.6）逐滴加入PFP，每次滴加0.2μL-0.5μL。每次滴加后，在荧光测量前将混合物于室温下温和振荡。每次加入PFP后在380nm波长下直接激发复合物测量390nm到650nm间的荧光。

首先向400μL含有固定了DNA的GNPs的缓冲液中加入固定量的TO以制备TO-dsDNA/GNPs复合物。过15分钟，再加入固定量的PFP。这是为了防止形成TO-dsDNA 结构之前PFP对TO的斥力使TO从DNA结构中脱离。

2.8.一个碱基不匹配的双链DNA S1核酸酶切反应的分析

杂化的GNPs分散在2mL反应缓冲溶液（2mM CH3COONa, 15mM NaCl, 0.1mM ZnSO4, pH 4.6）中。将固定量的TO（[TO]=10-4M）一次性加入400μL溶液中，室温下温和振荡15分钟。随后一次性向溶液中加入优化量的PFP。加入S1核酸酶，37℃下培养溶液以便酶切反应发生。30分钟后测量荧光光谱，激发波长为485nm（TO的直接激发）及380nm （TO的FRET激发），分别监测500nm-650nm及390nm-650nm间的发射。

3.实验结果及分析

3.1.以CPPs/GNPs/dsDNA复合物进行的核酸酶探测

首先讨论以CPPs/GNPs/dsDNA复合物进行的核酸酶探测。单链特异性核酸酶是使用广泛的多功能酶，选择性作用于单链及双链核酸单链区。如图2.5所示，PFP和双链DNA 强的静电作用使得PFP邻近GNPs，引起NSET，导致了荧光信号的淬灭。然而，当复合物被S1核酸酶切断，GNPs和CPPs/dsDNA结构的距离增大，引起了荧光信号的恢复。

首先用HAuCl4的柠檬酸还原法合成金纳米颗粒。[30] 用稀释后的胶体微粒溶液，我们估计出合成的GNPs浓度约为12.22nM 7.36×1011/μL。接着用PVP进行表面修饰部分中和电荷。随后将PVP功能化的纳米颗粒和~SH修饰的DNA偶联。通过观察溶液的颜色及均匀的分布，我们推断DNA已成功固定在纳米颗粒表面。之后将固定了DNA的纳米颗粒与互补DNA序列置于杂化缓冲液中培养，最终在纳米颗粒表面形成DNA双螺旋结构。

3.1.1.PFP量的优化

PFP含有大量的吸收离域分子单元，激发能量延PFP骨架的传递引起荧光信号的放大。[16-18] 通过改变PFP在含有GNPs-dsDNA的缓冲溶液及空白缓冲溶液中的浓度来进行PFP和双链DNA间的静电作用的研究。每次加入后连接上的PFP的荧光即为两者之差。

图3.1. 空白缓冲溶液中（红线）及含有GNPs-dsDNA （20μL ）

的缓冲溶液中的PFP 发射强度

测量条件：2mM CH 3COONa, 15mM NaCl, 0.1mM ZnSO 4, pH 4.6, 37°C

如图3.1所示，PFP 发射强度随PFP 浓度的增加几乎线性增长，PFP 发射差随PFP 量的增加而变大。考虑到检测的灵敏性及仪器的条件，我们认为~3μL PFP 即为合适。

3.1.2. GNPs-DNA 量的优化

用PFP 处理后，带正电的PFP 和带负电的寡核苷酸间的静电作用使彼此接近，引起了由PFP 到金纳米颗粒表面的NSET 。为了研究PFP 和GNPs 间的NSET 效果，在含有不同量的GNPs-DNA 的缓冲溶液中加入定量的PFP 。420nm 处PFP 的发射随GNPs-DNA 量的增加而降低，如图3.2所示。加入更多的GNPs-DNA 导致更多的高效的PFP 在金纳米颗粒表面的荧光淬灭。380nm 激发波长下420nm 处PFP 的荧光发射随GNPs-DNA 量的变化关系如图3.3所示。PFP 发射随GNPs-DNA 量的增加几乎线性下降，当GNPs-DNA 达到~20μL 时保持不变。

0.0

0.5

1.0 1.5

2.0

2.5

3.0

01000000

2000000300000040000005000000

F l u o r e s c e n t I n t e n s i t y

Amount of PFP(uL)

pure PFP

add AuNP-DNA

7000000

图3.2. 不同浓度GNPs-DNA 中PFP 的荧光光谱 测量条件：PFP 的量为3μL ，[PFP]initial = 10-4M 2mM CH 3COONa, 15mM NaCl, 0.1mM ZnSO 4, pH 4.6，37°C

图3.3. 420nm 处不同浓度GNPs-DNA 中相同量的PFP 的荧光发射

测量条件：PFP 的量为3μL ，[PFP]initial = 10-4M 2mM CH 3COONa, 15mM NaCl, 0.1mM ZnSO 4, pH 4.6，37°C

5

10

15

20

1000000

200000030000004000000500000060000007000000

F l u o r e s c e n c e I n t e n s i t y

Amount of GNPs-DNA(uL)

3.1.3. S1核酸酶探测

用S1核酸酶处理复合物后，PFP 和金纳米颗粒间的距离增大，从而引起荧光信号的恢复。图 3.4所示为DNA 复合物S1核酸酶切反应过程中所测得的荧光光谱。在PFP/GNPs-DNA 初始溶液中于波长420nm 处发生荧光淬灭，这是由于PFP 到金纳米颗粒表面的高效NSET 。加入S1核酸酶后，420nm 波长处PFP 发射强度显示恢复（红线所示）。这种现象证实S1核酸酶成功切断DNA 双螺旋结构的不配对区域，从而使PFP 和金纳米颗粒间的距离增加。

图3.4. S1核酸酶处理前（实线所示）和处理后（虚线所示）的荧光光谱 测量条件：PFP ，GNPs-DNA ，S1核酸酶的量分别为3μL ，20μL ，1μL 反应时间：30分钟 2mM CH 3COONa, 15mM NaCl, 0.1mM ZnSO 4, pH 4.6, 37°C

3.2. 以CPPs/TO/GNPs-dsDNA 复合物进行的核酸酶探测

嵌入型染料TO 能嵌入双链DNA 内部紧密堆积的碱基对间，从而引起其荧光量子产率的增加。这种检测方法简单且有效但是由于在溶液中嵌入型染料能嵌入任何双链DNA 分子产生信号而缺乏特异性。改善嵌入型染料分析方法的灵敏度和特异性的一种方法是利用能量传递过程，荧光共振能量转移FRET 能够在供体分子和嵌入型染料间发生。捕光性阳离子共轭聚合物（CCPs ）能在特定探针上与嵌入型染料相连，对具有高检测灵敏度的序列特异性DNA 是十分有效的。[15] 因此我们提出了用CPPs /TO/GNPs-dsDNA 复合物来进行检测的方法，使其更灵敏精确。

400

450

500

550

600

020000

400006000080000100000120000140000

160000180000F L I n t e n s i t y

Wavelength (nm)

如图1.6所示，用嵌入型染料和PFP 处理之后，带正电荷的PFP 和带负电荷的寡核苷酸间的静电作用将使PFP 和嵌入型染料彼此邻近，从而引起PFP 到嵌入型染料的FRET 进而到GNPs 表面的NSET 。然而，用S1核酸酶处理复合物之后，将使双链DNA 在不配对部分被切断，进而引起PFP 和嵌入型染料TO 间的高效FRET 。

3.2.1. PFP 量的优化

由于检测系统变为CCPs/TO/GNPs-dsDNA 复合物，我们需要重新优化PFP 的量以保证探测的效率。为了研究PFP 到TO 的FRET ，将PFP 加入CCPs/GNPs-

DNA 系统中固定浓度的嵌入DNA 结构的TO 中。PFP 浓度随每次PFP 液滴的加入增加。图3.5所示为TO 荧光发射强度在530nm 处及PFP 荧光发射强度在420nm 处随PFP 加入的增强。加入更多的PFP 后，将引起PFP 和TO 间更多的荧光共振能量转移，因此我们观察到530nm 处TO 荧光发射的增加。

图3.5.不同PFP 浓度下PFP 敏化TO-dsDNA 荧光发射荧光光谱 测量条件：[TO] = 1.5×10-7M, [dsDNA] = 3.25×10-8M, λex =380 nm 2mM CH 3COONa, 15mM NaCl, 0.1mM ZnSO 4, pH 4.6, 37°C

图3.6所示为TO 嵌入dsDNA 后激发波长为380nm 时530nm 处TO 的荧光发射。通

400

500600

500000

1000000

1500000

2000000

F l u o r e s s e n c e I n t e n s i t y

Wavelength (nm)

PFP amount

4.8uL 4.0uL ...0.8uL 0uL

过逐滴加入PFP 液滴来改变PFP 浓度，TO 发射几乎随PFP 浓度的增加线性增加直至PFP 的量达到3μL 。PFP 的量超过3μL 时，TO 发射强度降低。TO 发射强度的降低可能由于以下三点原因，首先，由于PFP 静电斥力的作用TO 从双链DNA 上错位；其次，溶液中PFP 聚合物链的聚合形成了非发光链间的激发态导致了光子的淬灭；[32] 最后一点是高PFP 浓度引起的内滤影响。[11]

图3.6. 不同PFP 浓度下TO 发射最大波长530nm 处PFP 敏化荧光发射

测量条件：[TO] = 1.5×10-7M, [dsDNA] = 3.25×10-8M, λex =380 nm 2mM CH 3COONa, 15mM NaCl, 0.1mM ZnSO 4, pH 4.6, 37°C

3.2.2. S1核酸酶探测

正如我们所估计的那样，用S1核酸酶处理复合物之后，PFP 和金纳米颗粒间的距离增大，导致荧光信号的恢复。图3.7所示为S1核酸酶切DNA 双螺旋结构过程中所测得的荧光光谱。PFP/GNPs/TO-dsDNA 初始溶液中在波长420nm 处显示荧光淬灭，这是由于PFP 到嵌入型染料的FRET 进而到GNPs 表面的NSET 。加入S1核酸酶后，波长420nm 处PFP 发射强度显示恢复（红线所示）。这种现象证实S1核酸酶成功切断DNA 双螺旋结构的不配对区域，从而使PFP 和金纳米颗粒间的距离增加。

1

2345

-50000

050000

100000150000200000250000300000350000400000F l u o r e s s e n c e I n t e n s i t y

Amount of PFP(uL)

图3.7. S1核酸酶处理前（实线所示）和处理后（虚线所示）的荧光光谱测量条件：TO，PFP，GNPs-DNA，S1核酸酶的量分别为6μL ，3μL，20μL，1μL 反应时间：30分钟2mM CH3COONa, 15mM NaCl, 0.1mM ZnSO4, pH 4.6, 37°C

3.3.用PG作为荧光探针

PicoGreen（PG）是一种能够选择性连接在双链DNA上的荧色物，最大激发波长为480nm，发射峰在520nm处。当连在双链DNA上时，PG的荧光增强极其高，由于未连接的染料实际上没有荧光因此只有极少的背景。PG不易光致褪色，这是更长的暴露时间和分析灵活性的保障。

我们检测了PFP和PG间的FRET效率，同时与TO进行比较。为了研究PFP到PG 的FRET效果，将PFP加入固定浓度的连在相同浓度的双链DNA上的PG中，在CPPs/GNPs-dsDNA体系中完成。随后通过加入PFP液滴来增加PFP浓度。图3.8所示为波长520nm处PG荧光发射和420nm处PFP荧光发射随TO-dsDNA中PFP浓度的增加而增强的关系。加入更多的PFP引起PFP到PG更多的FRET，因此我们观察到PG520nm处荧光发射的增强。

图3.9所示为PG嵌入双链DNA结构中激发波长为380nm时520nm处PG的荧光发射。通过逐滴加入PFP液滴改变PFP浓度，PG发射几乎随PFP浓度的增加线性增强直至PFP的量达到5μL，超过5μL，则PG发射降低。通过比较其他试剂的量相同时520nm处

PG 和530nm 处TO 的发射强度，我们可以估计出PFP 和PG 间的FRET 更高效。因此为了使检测更加灵敏，我们可以利用更有效的荧光探针PicoGreen （PG ）。

图3.8. 不同PFP 浓度中PFP 敏化PG-dsDNA 荧光发射荧光光谱 测量条件：[PG] = 1.5×10-7M, [dsDNA] = 3.25×10-8M, λex =380 nm 2mM CH 3COONa, 15mM NaCl, 0.1mM ZnSO 4, pH 4.6, 37°C

图3.9. PG 最大发射波长520nm 处不同PFP 浓度中PFP 敏化荧光发射 测量条件：[PG] = 1.5×10-7M, [dsDNA] = 3.25×10-8M, λex =380 nm 2mM CH 3COONa, 15mM NaCl, 0.1mM ZnSO 4, pH 4.6, 37°C

400

500

600

400000

800000120000016000002000000240000028000003200000

3600000amount of PFP

5.6uL 4.8uL ...0.8uL 0uL

F l u o r e s s e n c e I n t e n s i t y

Wavelength (nm)

1

2

3

4

5

6

200000

400000600000800000100000012000001400000

F l u o r e s s e n c e I n t e n s i t y

Amount of PFP(uL)