细胞凋亡实验报告
细胞凋亡途径实验报告
细胞凋亡途径实验报告一、实验目的细胞凋亡是一种重要的细胞程序性死亡方式，对于维持生物体的正常发育和稳态具有关键作用。
本实验旨在探究细胞凋亡的不同途径，深入了解细胞凋亡的分子机制和调控过程。
二、实验原理细胞凋亡主要通过内源性途径（线粒体途径）和外源性途径（死亡受体途径）来实现。
内源性途径中，细胞内的应激信号，如 DNA 损伤、氧化应激等，会导致线粒体膜通透性改变，释放细胞色素C 等凋亡因子到细胞质中。
细胞色素 C 与凋亡蛋白酶激活因子 1（Apaf-1）结合，形成凋亡体，激活 caspase-9，进而激活下游的 caspase 级联反应，导致细胞凋亡。
外源性途径则是通过细胞表面的死亡受体，如肿瘤坏死因子受体（TNFR）、Fas 受体等，与相应的配体结合，招募并激活 caspase-8，启动凋亡信号传导。
三、实验材料1、细胞株：选用人肝癌细胞株 HepG2 作为实验对象。
2、试剂：细胞培养基（DMEM）、胎牛血清（FBS）、胰蛋白酶、Annexin VFITC/PI 凋亡检测试剂盒、线粒体膜电位检测试剂盒（JC-1）、caspase 活性检测试剂盒、抗caspase-8、抗caspase-9 等抗体。
3、仪器：CO2 培养箱、倒置显微镜、流式细胞仪、酶标仪等。
四、实验方法1、细胞培养将 HepG2 细胞接种于培养瓶中，在含有 10% FBS 的 DMEM 培养基中，置于 37°C、5% CO2 的培养箱中培养。
待细胞融合度达到 80%左右时，进行传代培养。
2、诱导细胞凋亡（1）内源性途径诱导：使用丝裂霉素 C（MMC）处理细胞，终浓度为1 μmol/L，处理 24 小时。
（2）外源性途径诱导：使用肿瘤坏死因子α（TNFα）处理细胞，终浓度为 20 ng/mL，处理 24 小时。
3、凋亡检测（1）形态学观察：通过倒置显微镜观察细胞形态的变化，如细胞皱缩、染色质凝集等。
（2）Annexin VFITC/PI 双染法：收集处理后的细胞，用 Annexin VFITC 和 PI 进行双染，然后通过流式细胞仪检测凋亡细胞的比例。
细胞凋亡实验报告
细胞凋亡实验报告细胞凋亡实验报告引言：细胞凋亡是一种重要的细胞死亡方式，它在维持生物体内部平衡和发育过程中起着关键作用。
本次实验旨在通过细胞凋亡实验，探究不同因素对细胞凋亡的影响，从而进一步了解细胞凋亡的机制和调控。
材料与方法：1. 细胞系：使用人类肺癌细胞系A549作为实验对象。
2. 药物：选择化学药物紫杉醇（Paclitaxel）作为细胞凋亡诱导剂。
3. 细胞培养条件：将A549细胞系在含有DMEM培养基和10%胎牛血清的培养皿中培养，保持在37℃、5% CO2的恒温培养箱中。
实验步骤：1. 细胞培养：将A549细胞系接种于培养皿中，培养至细胞密度达到80%左右。
2. 细胞处理：将培养皿中的培养基抽取，加入不同浓度的紫杉醇处理液，分为高、中、低三个浓度组，每组设置相应的对照组。
3. 细胞观察：将处理后的细胞培养皿放回恒温培养箱中，培养24小时后观察细胞形态和数量的变化。
4. 细胞计数：使用显微镜观察细胞数目，并通过计数室内的细胞数目，计算细胞存活率。
5. 细胞凋亡检测：使用流式细胞仪检测细胞凋亡率，采用荧光染料标记细胞并进行分析。
结果与讨论：在本次实验中，我们观察到不同浓度的紫杉醇处理后，A549细胞的形态和数量发生了明显变化。
在高浓度组，细胞数量明显减少，细胞形态发生变化，出现细胞收缩和凋亡体的形成。
而在低浓度组，细胞数量减少较少，细胞形态变化不明显。
对照组中，细胞数量和形态均与处理组相似。
通过细胞计数的结果，我们计算出了细胞存活率，并发现随着紫杉醇浓度的增加，细胞存活率逐渐降低。
这说明紫杉醇可以诱导A549细胞发生凋亡，并且凋亡率与药物浓度呈正相关。
进一步使用流式细胞仪检测细胞凋亡率，我们发现在高浓度组中，细胞凋亡率明显增加，而在低浓度组和对照组中，细胞凋亡率相对较低。
这与细胞存活率的结果相一致，进一步验证了紫杉醇可以诱导A549细胞发生凋亡的能力。
细胞凋亡是一种高度调控的细胞死亡过程，它在生物体内部平衡和发育过程中发挥着重要作用。
细胞凋亡实验报告
竭诚为您提供优质文档/双击可除细胞凋亡实验报告篇一：实验14细胞凋亡的诱导和检测实验14细胞凋亡的诱导和检测20世纪60年代人们注意到细胞存在着两种不同形式的死亡方式：凋亡（apoptosis）和坏死（necrosis）。
细胞坏死指病理情况下细胞的意外死亡，坏死过程细胞膜通透性增高，细胞肿胀，核碎裂，继而溶酶体、细胞膜破坏，细胞内容物溢出，细胞坏死常引起炎症反应。
细胞凋亡apoptosis一词来源于古希腊语，意思是花瓣或树叶凋落，意味着生命走到了尽头，细胞到了一定时期会像树叶那样自然死亡。
凋亡是细胞在一定生理或病理条件下遵守自身程序的主动死亡过程。
凋亡时细胞皱缩，表面微绒毛消失，染色质凝集并呈新月形或块状靠近核膜边缘，继而核裂解，由细胞膜包裹着核碎片或其他细胞器形成小球状凋亡小体凸出于细胞表面，最后凋亡小体脱落被吞噬细胞或邻周细胞吞噬。
凋亡过程中溶酶体及细胞膜保持完整，不引起炎症反应。
细胞凋亡时的生化变化特征是核酸内切酶被激活，染色体DnA被降解，断裂为50～300kb长的DnA片段，再进一步断裂成180～200bp整倍数的寡核苷酸片断，在琼脂糖凝胶电泳上呈现“梯状”电泳图谱(DnALadder)。
细胞凋亡在个体正常发育、紫稳态维持、免疫耐受形成、肿瘤监控和抵御各种外界因素干扰等方面都起着关键性的作用。
1．细胞凋亡的检测方法凋亡细胞具有一些列不同于坏死细胞的形态特征和生化特征，据此可以鉴别细胞的死亡形式。
细胞凋亡的机制十分复杂，一般采用多种方法综合加以判断，同时不同类型细胞的凋亡分析方法有所不同，方法选择依赖于具体的研究体系和研究目的（表？）。
表凋亡的检测方法（引自DL斯佩克特等，20XX）形态学观察方法：利用各种染色法可观察到凋亡细胞的各种形态学特征：（1）DApI时常用的一种与DnA结合的荧光染料。
借助于DApI染色，可以观察细胞核的形态变化。
（2）giemsa染色法可以观察到染色质固缩、趋边、凋亡小体形成等形态。
细胞凋亡检测
细胞凋亡检测目录一、实验原理二、实验设计原则三、实验操作步骤四、实验结果分析一、背景知识（1）细胞凋亡，又称程序性细胞死亡，是细胞在一定的生理或病理条件下，由基因控制的自主的、有序的死亡。
细胞调亡是生物体生长发育过程中出现的正常现象，在生物体形态构成、正常细胞更替以及维持细胞内环境稳定等过程中发挥重要作用，细胞凋亡受阻可以导致肿瘤。
（2）检测细胞凋亡的方法：早期调亡的形态学变化：前向角散射光降低：细胞核固缩，核碎裂，细胞质及细胞器密度增高，细胞体积变小。
侧向角散射光增高：染色体降解，细胞核碎裂，细胞内颗粒增多。
Annexin V-FITC/PI法：基本原理：细胞凋亡早期改变发生在细胞膜表面，目前早期识别仍有困难。
这些细胞膜表面的改变之一是磷脂酰丝氨酸(PS)从细胞膜内转移到细胞膜外，使PS暴露在细胞膜外表面。
PS是一-种带负电荷的磷脂，正常情况下主要存在于细胞膜的内面，在细胞发生凋亡时，细胞膜上的这种磷脂分布的不对称性被破坏而使PS暴露在细胞膜外。
AnnexinV是一种Ca2+依赖的磷脂结合蛋白，具有易于结合到磷脂类如PS的特性，对PS有高度的亲和性。
PS转移到细胞膜外不是凋亡所独特的，也可发生在细胞坏死中。
两种细胞死亡方式间的差别是在调亡的初始阶段细胞膜是完好的，而细胞坏死在其早期阶段细胞膜的完整性就破坏了。
因此，可以建立一种用Annexin V-FITC（异硫氰基荧光素）结合在细胞膜表面作为凋亡的指示，并结合一种染料（PI）排除试验，以检测细胞膜的完整性。
凋亡细胞对所有用于细胞活性鉴定的染料如PI有抗染性，坏死细胞则不能。
细胞膜有损伤的细胞的DNA可被PI染色产生红色荧光，而细胞膜保持完好的细胞则不会有红色荧光产生。
因此，在细胞凋亡的早期PI不会着染而没有红色荧光信号。
二、实验设计原则1、样本类型：Live、Dead、Fixable2、检测指标：增殖还是凋亡3、荧光染料/检测通道例子：VGSC β3亚基诱导HepG2细胞的凋亡样本类型Live、HepG2(β3干扰）检测指标细胞膜完整性、有无PS荧光染料/检测通道PI、Annexin V-FITC三、实验操作步骤试剂盒名称:：Annexin V-FITC/PI双染凋亡试剂盒染色步骤：1、贴壁细胞：用不含EDTA的胰酶消化后，300g，4℃离心5 min，收集细胞。
细胞生物学实验报告(3篇)
细胞生物学实验报告（3篇）细胞生物学实验报告（精选3篇）细胞生物学实验报告篇1一、实验目的：1、掌握显示细胞中过氧化物酶反应的原理和方法。
2.了解细胞凋亡的生物学意义3、掌握凋亡细胞的形态学检测方法二、实验原理：1、细胞内的过氧化物酶能把许多胺类氧化为有色化合物，用联苯胺处理标本，细胞内的过氧化物酶能把联苯胺氧化为蓝色的联苯胺蓝，进而变为棕色产物，因而可以根据颜色反应来判定过氧化物酶的有无或多少。
中间产物蓝色联苯胺是不稳定的，无需酶的参加即可氧化为棕色化合物。
2、细胞凋亡是指细胞在生理或病理条件下，遵循自身的程序，自己结束其生命的过程。
它是一个主动的、高度有序的，基因控制的，一系列酶参与的过程。
3、凋亡细胞形态学特征是:体积变小,细胞质浓缩;细胞核发生染色质凝聚和聚集于核膜周围(边缘化);细胞膜有小泡状形成;晚期细胞膜内陷形成大小不同的凋亡小体;根据细胞凋亡形态学特征进行显微观察是检测细胞凋亡的一种直观、可靠的方法。
三、实验步骤：细胞中过氧化物酶的显示1、在载片上滴一滴PBS缓冲液；2、取骨髓细胞：用断颈法处死小鼠，立即剪取后肢，去除肌肉，剥出后肢股骨，剪开股骨一端，用牙签尖的一端插入剪开的小孔中，抠取少许骨髓细胞置滴有PBS的载片上；3、涂片：用另一玻片将骨髓细胞沿一个方向涂布推开，室温晾干；4、媒染：在涂片上滴0.5％硫酸铜液，以盖满涂片为宜，处理30秒-1分钟。
5、倾去硫酸铜液，直接滴入联苯胺混合液反应6分钟（以盖满涂片为宜）6、清水冲洗，番红复染2min。
7、镜检：清水冲洗，室温晾干，先低倍镜下观察，后换高倍镜下观察（油镜100_）细胞凋亡的形态学检测与观察吉姆萨染色:1、取细胞爬片置于小培养皿中(有细胞面朝上)2、生理盐水轻轻漂洗细胞3、95%乙醇固定5min4、PBS缓冲液洗2次5、吉姆萨染色液染色5min6、蒸馏水轻轻洗去染液7、普通光学显微镜下观察。
吖啶橙染色:1、取细胞爬片置于小培养皿中(有细胞面朝上)2、生理盐水轻轻漂洗细胞3、甲醇：冰醋酸（3：1）固定5min4、PBS缓冲液洗2次每次1min5、0.01%吖啶橙染色液在避光环境下染色5min6、蒸馏水轻轻洗去染液6、选用蓝光激发滤片在荧光显微镜下观察。
细胞凋亡的形态实验报告
一、实验目的本实验旨在观察细胞凋亡的形态学特征，了解细胞凋亡的发生过程，为细胞凋亡的研究提供形态学依据。
二、实验材料1. 细胞培养：小鼠胚胎成纤维细胞（NIH 3T3细胞）；2. 试剂：H2O2（双氧水）、Annexin V-FITC、PI（碘化丙啶）、RPMI-1640培养基、胎牛血清、胰蛋白酶、PBS缓冲液；3. 仪器：倒置显微镜、荧光显微镜、流式细胞仪、超净工作台、CO2培养箱。
三、实验方法1. 细胞培养：将小鼠胚胎成纤维细胞接种于培养瓶中，置于37℃、5%CO2的CO2培养箱中培养，待细胞生长至80%左右时，进行实验处理。
2. 实验分组：（1）正常组：不做任何处理，作为对照组；（2）凋亡组：加入0.8mol/L H2O2溶液处理细胞24小时。
3. 细胞染色：（1）Annexin V-FITC/PI双重染色：收集细胞，用PBS缓冲液洗涤2次，加入Annexin V-FITC和PI，室温避光孵育15分钟；（2）H.E染色：收集细胞，用PBS缓冲液洗涤2次，加入H.E染色液，室温避光孵育15分钟。
4. 细胞观察：（1）荧光显微镜观察：用荧光显微镜观察细胞凋亡形态学特征，包括细胞膜起泡、细胞收缩、凋亡小体形成等；（2）流式细胞仪检测：用流式细胞仪检测细胞凋亡率。
5. 数据分析：采用SPSS软件对实验数据进行统计分析。
四、实验结果1. 荧光显微镜观察：凋亡组细胞出现细胞膜起泡、细胞收缩、凋亡小体形成等形态特征，与对照组相比，凋亡组细胞凋亡率显著升高（P<0.05）。
2. 流式细胞仪检测：凋亡组细胞凋亡率显著升高（P<0.05），约为对照组的2倍。
五、实验讨论1. 细胞凋亡是细胞程序性死亡的一种形式，具有形态学特征，如细胞膜起泡、细胞收缩、凋亡小体形成等。
本实验中，凋亡组细胞出现这些形态特征，表明细胞凋亡已发生。
2. Annexin V-FITC/PI双重染色是一种常用的细胞凋亡检测方法，可以检测细胞凋亡率。
细胞凋亡测定_实验报告
一、实验目的本实验旨在通过观察细胞凋亡的形态学特征和检测凋亡相关蛋白表达，了解细胞凋亡的发生机制，为细胞凋亡相关疾病的研究提供理论依据。
二、实验材料1. 细胞：人肝癌细胞株HepG2，人正常肝细胞株LO2。
2. 试剂：Annexin V-FITC/PI细胞凋亡检测试剂盒，Caspase-3活性检测试剂盒，DNA ladder检测试剂盒，荧光显微镜，流式细胞仪等。
3. 仪器：CO2培养箱，细胞培养瓶，移液器，离心机，荧光显微镜，流式细胞仪等。
三、实验方法1. 细胞培养：将HepG2和LO2细胞分别接种于培养瓶中，置于CO2培养箱中培养，待细胞生长至对数生长期时进行实验。
2. 细胞凋亡检测：（1）Annexin V-FITC/PI细胞凋亡检测：将细胞悬液离心后弃去上清，加入Annexin V-FITC/PI染液，室温避光孵育15分钟，流式细胞仪检测细胞凋亡率。
（2）Caspase-3活性检测：按照试剂盒说明书操作，检测细胞中Caspase-3活性。
（3）DNA ladder检测：按照试剂盒说明书操作，进行琼脂糖凝胶电泳，观察DNA ladder现象。
3. 数据分析：采用SPSS软件进行统计学分析，比较两组细胞凋亡率、Caspase-3活性和DNA ladder的差异。
四、实验结果1. Annexin V-FITC/PI细胞凋亡检测：HepG2细胞凋亡率为（30.2±2.5）%，LO2细胞凋亡率为（2.1±1.2）%，两组间差异具有统计学意义（P<0.05）。
2. Caspase-3活性检测：HepG2细胞Caspase-3活性为（2.58±0.21）U/mg，LO2细胞Caspase-3活性为（0.83±0.14）U/mg，两组间差异具有统计学意义（P<0.05）。
3. DNA ladder检测：HepG2细胞出现明显的DNA ladder现象，LO2细胞无DNA ladder现象。
细胞凋亡途径实验报告
细胞凋亡途径实验报告一、引言细胞凋亡（apoptosis）是一种重要的细胞死亡方式，对于维持组织与器官的正常发育和功能起着关键作用。
在细胞凋亡过程中，多种调控因子和途径参与其中，包括外源性凋亡途径和内源性凋亡途径。
为了深入了解细胞凋亡的机制及其调控方式，本次实验旨在通过应用典型的细胞凋亡途径实验方法，探究细胞凋亡的分子机理。
二、材料与方法1. 细胞系：本实验使用人类肺癌细胞株A549；2. 细胞培养基：DMEM培养基；3. 细胞处理试剂：Apo-BrdU TUNEL试剂盒（用于检测细胞凋亡指标DNA断裂）；4. 荧光显微镜：用于观察荧光标记的细胞；5. 细胞培养器具：含培养皿、离心管、培养瓶等。
三、实验步骤1. 培养细胞：将A549细胞接种于含有DMEM培养基的培养皿中，放置在37摄氏度、5% CO2培养箱内，培养至细胞处理需要的密度；2. 细胞处理：使用指定浓度的药物（如化学药物或生物试剂）处理A549细胞，不同药物处理组设有对照组；3. 细胞凋亡检测：使用Apo-BrdU TUNEL试剂盒，按照生产商指南进行操作，检测细胞内DNA断裂的程度；4. 获得结果：使用荧光显微镜观察处理后的细胞，记录并存储图像；5. 数据分析：根据实验结果，进行统计学分析和绘图。
四、结果与讨论1. 细胞凋亡的观察结果：通过使用Apo-BrdU TUNEL试剂盒，观察到处理组细胞中明显的DNA断裂现象，而对照组则相对较少；2. 细胞凋亡比较分析：对不同处理组的细胞进行统计学分析，得出细胞凋亡率的比较结果；3. 讨论细胞凋亡的调控机制：根据实验结果和已有研究，讨论细胞凋亡途径中的关键分子和信号通路。
五、结论通过本实验的细胞凋亡路径研究，我们得出了以下结论：1. 细胞凋亡途径在A549细胞中能够被有效触发，导致DNA断裂；2. 细胞凋亡途径中的关键分子和信号通路起到调控细胞凋亡的重要作用。
六、进一步研究建议基于本次实验结果，我们提出以下进一步研究的建议：1. 探究细胞凋亡途径与肿瘤发生发展的关系；2. 研究细胞凋亡途径的调控因子在治疗肿瘤等疾病方面的应用潜力。
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实验七、Hela细胞凋亡诱导及检测
一、实验目的
学习细胞凋亡诱导及检测。
二、实验原理
1.细胞凋亡是多细胞有机体为调控机体发育，维护内环境稳定，由基因控制的细
胞主动死亡过程，是细胞衰老自然死亡的主要方式之一，是一种自然的生理学
过程。
与细胞坏死不同，不会引起炎症反应，不释放细胞内容物。
2.DAPI是一种荧光染料，它可以与DNA双螺旋的凹槽部分发生相互作用，从而与
DNA紧密结合，可在紫外下激发蓝光。
三、实验材料
8.8mol/L的H2O2溶液，甲醇，PBS溶液，10μg/mL的DAPI染液
四、实验步骤
1.细胞传代（上一次实验完成）
2.凋亡诱导
1)取做H.E染色的小皿，加H2O2溶液150μL使终浓度为0.8mol/L
2)24小时后收集细胞进行染色和形态学观察。
3. 染色
1）收集细胞，观察，贴壁细胞较多，直接用PBS溶液洗
2）吸出洗液，加入500μL甲醇，室温固定10min
3）倒掉甲醇，PBS洗净，加500μLPBS溶液和50μLDAPI母液，于37℃染色10min
4）倒掉染液，用PBS洗净（注意避光），加入500μLPBS溶液，倒置荧光显微镜
下观察并拍照。
五、实验结果与分析
1.观察：
实验开始前镜检：
细胞贴壁较多，细胞有的仍呈不规则状，有的细胞已皱缩，还有一些细胞呈圆形浮在培养基中，核质分界不明显。
可以看到有的细胞处于裂解状态。
染色后：
由于DAPI染料只对核进行染色，所以在紫外下只可见核的结构。
视野里最多的是正常细胞，其特点是染色质均一且核表面光滑，说明凋亡是不同步的。
凋亡各时期的细胞也都可见，其主要特点是染色不均一。
凋亡前期和中期的细胞较多。
很少看到凋亡末期的细胞，除了这个时期细胞较少外，还可能因
为在前期操作中很多凋亡小体被洗掉了。
而且有的细胞在正常光下观察是明显
的裂解状态，但是到紫外光路下就变得很不明显了。
另外，可以看到很多分裂期的细胞，其特点为染色深，细胞核染色质浓缩，但是看起来较均一，往往有对称性，特别是分裂末期的细胞两个子细胞会靠在
一起。
2.照片及分析：
Control:对照组的细胞核形态正常，表面光滑，染色质均一。
Stage Ⅰ：凋亡前期的细胞染色质凝集化，可以看到染色不均一，细胞核形态发生变化，表面不再光滑，核轮廓不规则。
Stage Ⅱa ：凋亡中期细胞核固缩，染色体凝集化边缘化，细胞核仍然形状不规则。
Stage Ⅱb ：凋亡后期核崩解，成为碎片，可以看到颗粒状的染色体碎片，它们会形成凋亡小体。
六、 讨论
1. 细胞凋亡的意义
确保正常生长、发育（如胎儿发育中指间蹼的消失），维持内环境稳定，发挥积极地防御功能
2. 区分凋亡、坏死
从形态学上区分：主要区别在于凋亡细胞膜完整直到形成凋亡小体且不释放细胞内含物；坏死细胞细胞膜破损且释放内容物
从信号通路区分：线粒体内凋亡信号入核，引发核内调控细胞凋亡的基因表达；细胞坏死则没有准确的信号通路
3. 荧光显微镜下区分凋亡和分裂细胞
分裂细胞两个大小基本一致，最重要的是核均匀
凋亡细胞核不均匀
4. 凋亡细胞特点
图1 Hela 细胞凋亡过程中核染色质的形态学变化DAPI 染色（图片来自我拍的照片，用photoshop 把不同凋亡时期的不同细胞放在了一张图里以便观察。
） control Stage Ⅰ
Stage Ⅱa Stage Ⅱb
细胞空泡化，体积缩小。
早中期：核固缩，核轮廓不规则，有深染区域
后期前期：出芽，染色体凝集化边缘化
后期：核崩解，成小碎片，被膜包围形成凋亡小体
5.本次实验应该注意的地方
1）由于会发生荧光淬灭，加入DAPI染色后要尽量避光操作；在显微镜下观察拍照时，要先用可见光找到细胞，再转换到紫外光拍摄，因为紫外对荧光的
淬灭效果比可见光强很多
2）实验要求设置阴性对照，不然无论什么结果都无法说明问题，由于材料有限，我们的阴性对照是由一位同学完成的
3）每一个步骤后都要PBS洗掉上一步的试剂，避免对下一步的影响。
4）在显微镜下观察时要操作迅速，因为细胞会变干而发生改变，而且紫外照射过久发生荧光淬灭也不不利于观察
七、实验小结
这次的实验其实是三天完成的，第一天传代，第二条诱导，第三天染色及观察，每
一次的操作都会对后续实验有所影响。
比如第一天传代的时候如果能做得比较好，
得到细胞较多，在染色时可见较多贴壁细胞，就可以省去很多离心的步骤，使实验
变得简单。
诱导的操作很简单，但是要理解它的意义，首先，细胞凋亡分自发凋亡
和诱导凋亡，诱导凋亡又有物理、化学、生物诱导之分，我们采取的是化学诱导法，即利用化学试剂双氧水进行凋亡诱导；然后，我们在诱导后24小时染色观察，这个时间是经过大量对照的实验得出来的，凋亡并不是同步的，但是在24小时，已经有很多细胞处于凋亡状态，足以观察。
染色有两种方案，如果贴壁细胞多就可以直接
在平皿中进行，如果较少则需胰酶处理后经多次离心再染色制片，前者简单但是对
试剂的消耗较大，后者复杂但是更节约试剂。
染色要求我们对染料有基本的认识，
DAPI染料会发生荧光淬灭，所以要注意避光，另外，它是一种很强的染料，所以不用担心放得太久会褪色（和H.E染色不同），知道这些在操作中便更清楚哪些是要小心地，哪些是不用担心的。
八、参考资料
细胞生物学实验指导王宏英、吴逸、常智杰、王伟 2007。