动物实验的基本知识与给药方法
动物实验的基本知识和操作技术
动物实验的基本知识和操作技术第⼆章动物实验的基本知识和操作技术第⼀节实验动物药理学实验常⽤的动物有蛙、蟾蜍、⼩⽩⿏、⼤⽩⿏、豚⿏、家兔、猫和⽝等。
常根据实验⽬的和要求选⽤不同的实验动物。
由于不同的动物具有不同的特点，故所选⽤的动物应能较好地反映试验药物的选择性作⽤，并符合节约的原则。
（⼀）、实验动物的选择原则1、尽量选择与⼈体结构、机能、代谢及疾病特征相似的动物；2、选⽤的实验动物的解剖、⽣理特点应符合实验⽬的；3、根据⼈与实验动物对同⼀刺激的反应差异，选⽤具有明显反应的动物；4、根据⽣物医学研究必须达到的精确度，选⽤结构功能简单⼜能反映研究指标的动物；5、选⽤患有⼈类类似疾病的近交系或突变系动物；6、选⽤与实验设计、技术条件、实验⽅法等相适应的标准化动物；7、在不影响实验⽬的与结果的前提下，选择最易获得、最经济、便于操作管理的动物；8、供实验⽤的动物应具备质量合格证。
（⼆）、常⽤实验动物的特点1、蛙和蟾蜍离体⼼脏能较持久地有节律地搏动，常⽤于观察药物对⼼脏的作⽤；坐⾻神经和腓肠肌标本可⽤来观察药物对周围神经、神经肌⾁或横纹肌的作⽤；蛙的腹直肌还可以⽤于鉴定胆碱能药物的作⽤。
2、⼩⽩⿏是实验室最常⽤的⼀种动物。
易于⼤量繁殖，且价廉，适⽤需要⼤量动物的实验，如药物筛选、半数致死量测定、药物效价⽐较、抗感染、抗肿瘤药物及避孕药物的研究等。
3、⼤⽩⿏与⼩⽩⿏相似。
⼀些在⼩⽩⿏⾝上不便进⾏的实验可选⽤⼤⽩⿏，如药物抗炎作⽤的实验常选⽤⼤⽩⿏踝关节制备关节炎的模型。
此外，也可⽤⼤⽩⿏直接记录⾎压、作胆管插管，或⽤⼤⽩⿏观察药物的亚急性或慢性毒性。
⼤⽩⿏的⾎压和⼈相近，且稳定，现常⽤于抗⾼⾎压药物实验。
4、豚⿏是实验室常⽤动物之⼀。
对组织胺很敏感，容易致敏，常⽤于平喘药和抗组胺药的实验。
对结核菌亦敏感，故也⽤于抗结核药的研究。
此外还⽤于离体⼼脏及平滑肌实验，其乳头肌和⼼房常⽤于电⽣理特性及⼼肌细胞动作电位实验，研究抗⼼律失常药物的机理。
实验动物的给药方法
实验动物的给药方法在动物实验中，为了观察药物对机体功能、代谢及形态引起的变化，常需要将药物注入动物体内。
给药的途径和方法多种多样，可根据实验目的、实验动物种类和药物剂型、剂量等情况确定。
（一）注射给药法1. 皮下注射注射时用左手拇指及食指轻轻捏起皮肤，右手持注射器将针头刺入，固定后即可进行注射。
①小鼠在背部或前肢腋下，大鼠在背部或侧下腹部；②豚鼠在后大腿内侧、背部等脂肪少的部位；③兔在背部或耳根部注射；④蛙可在脊背部淋巴囊注射；⑤狗多在大腿外侧注射，拔针时，轻按针孔片刻，防药液逸出。
2. 皮内注射此法用于观察皮肤血管的通透性变化或观察皮内反应。
如将一定量的放射性同位素溶液、颜料或致炎物质、药物等注入皮内，观察其消失速度和局部血液循环变化，作为皮肤血管通透性观察指标之一。
方法是：将动物注射部位的毛剪去，消毒后，用皮试针头紧贴皮肤皮层刺入皮内，然后使针头向上挑起并再稍刺入，即可注射药液。
注射后可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘。
3. 肌肉注射当给动物注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时，常采用肌肉注射。
肌肉注射一般选用肌肉发达、无大血管经过的部位，多选臀部。
注射时针头要垂直快速刺入肌肉，如无回血现象即可注射。
给大、小鼠作肌肉注射时，选大腿外侧肌肉进行注射。
4. 腹腔注射先将动物固定，腹部用酒精棉球擦试消毒，然后在左或右侧腹部将针头刺入皮下，沿皮下向前推进约0.5厘米，再使针头与皮肤呈45 度角方向穿过腹肌刺入腹腔，此时有落空感，回抽无肠液、尿液后，缓缓推入药液。
此法大小鼠用的较多。
5. 静脉注射是将药液直接注射于静脉管内，使其随着血液分布全身，迅速奏效。
但排泄较快，作用时间较短。
①小鼠、大鼠的静脉注射：常采用尾静脉注射。
鼠尾静脉共有3根，左右两侧和背侧各1根，两侧尾静脉比较容易固定，故常被采用。
操作时，先将动物固定在暴露尾部的固定器内(可用烧杯、铁丝罩或粗试管等物代替)，用75％酒精棉球反复擦试使血管扩张，并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，注射时针头尽量采取与尾部平行的角度进针。
实验动物的给药方法
3.4 实验动物的给药方法3.4.1 经口投药法(1) 口服法．口服法是将能溶于水并且在水溶液中较稳定的药物放入动物饮水中，不溶于水的药物混于动物饲料内，由动物自行摄入。
该方法技术简单，给药时动物接近自然状态，不会引起动物应激反应，适用于多数动物慢性药物干预实验，如抗高血压药物的药效、药物毒性测试等。
其缺点是动物饮水和进食过程中，总有部分药物损失，药物摄入量计算不准确，而且由于动物本身状态、饮水量和摄食不同，药物摄入量不易保证，影响药物作用分析的准确性。
(2) 灌服法灌服法是将动物适当固定，强迫动物摄入药物。
这种方法能准确把握给药时间和剂量，及时观察动物的反应，适合于急性和慢性动物实验，但经常强制性操作易引起动物不良生理反应，甚至操作不当引起动物死亡。
故应熟练掌握该项技术。
强制性给药方法主要有两种：①固体药物口服一人操作时用左手从背部抓住动物头部，同时以拇、食指压迫动物口角部位使其张口，右手用镊子夹住药片放于动物舌根部位，然后让动物闭口吞咽下药物。
②液体药物灌服小白鼠与大白鼠一般由一人操作，左手捏持小白鼠头、颈、背部皮肤，或握住大白鼠以固定动物，使动物腹部朝向术者，右手将连接注射器的硬质胃管由口角处插入口腔，用胃管将动物头部稍向背侧压迫，使口腔与食管成一直线，将胃管沿上颚壁轻轻插入食道，小白鼠一般用3 cm，大白鼠一般用5 cm的胃管(图3.4-1)。
插管时应注意动物反应，如插入顺利，动物安静，呼吸正常，可注入药物；如动物剧烈挣扎或插入有阻力，应拔出胃管重插，如将药物灌入气管，可致动物立即死亡。
给家兔灌服时宜用兔固定箱或由两人操作。
助手取坐位，用两腿夹住动物腰腹部，左手抓免双耳，右手握持前肢，以固定动物；术者将木制开口器横插入兔口内并压住舌头，将胃管经开口器中央小孔沿上腭壁插入食道约15 cm，将胃管外口置一杯水中，看是否有气泡冒出，检测是否插入气管，确定胃管不在气管后，即可注入药物(图3.4-2)。
实验动物基本知识及基本操作实验方法
实验动物基本知识及基本操作实验方法实验动物是指在实验室内用于科学研究目的的动物，为了保护人类和其他动物的生命、健康和安全，科学研究常常需要进行动物实验。
以下内容将介绍实验动物的基本知识以及实验中的基本操作和实验方法。
一、实验动物的基本知识1.实验动物种类常见的实验动物种类包括小鼠、大鼠、兔子、猴子、猪等。
其中，小鼠和大鼠是最常用的实验动物，因其生命周期短、繁殖能力强、易于养殖和管理，且与人类基因相似度较高。
2.实验动物的饲养环境实验动物需要有严格的饲养环境，包括适宜的温度、湿度、光照和通风条件。
饲养设施应具备合适的空间和设备，如饲养箱、自动饮水器、饲料箱等。
3.实验动物的繁殖和饲养实验动物的繁殖需要注意选配合理的配对，控制种群数量和质量，以确保实验结果的可靠性。
同时，对实验动物进行规范、科学的饲养，提供合适的饲料、清洁的饮用水、舒适的环境等。
二、实验中的基本操作1.动物体重测定动物体重是评估动物生长、健康状态的重要指标。
测定体重时，可以用电子天平称量，将动物置于天平上并记录体重。
2.手术操作一些研究需要进行手术操作，例如在动物体内植入微电极等。
手术操作前需进行充分的准备工作，如消毒手术器具、获取麻醉剂等。
手术操作过程中，需要保持操作区域清洁、注意操作技巧，保护动物的生命安全。
3.采集生物样本实验动物的生物样本如血液、尿液、组织样本等，是研究动物健康状况和药物效果的重要依据。
采集血液时，可以通过尾静脉抽血、眼眶静脉抽血等方法。
采集尿液时，通常采用代谢笼或尿液收集器。
1.长期观察法长期观察法是通过观察实验动物在不同条件下的生长发育、行为表现等来推断不同因素对动物的影响。
例如，用不同饲料供给量观察动物的生长速度，用不同光周期观察动物的行为改变。
2.剖析法剖析法是通过解剖实验动物，观察和记录各种器官的形态结构及组织病理变化，从而了解不同因素对动物生理功能和病理变化的影响。
例如，观察动物心脏、肝脏、肺等器官的大小、形状和病理损伤。
理学小学期药理实验动物基本知识及基本操作实验方法
实验一 利尿药、脱水药的利尿作用的观察 实验二 尼可刹米对兔呼吸兴奋作用观察 实验三 组胺与抗组胺药对离体肠肌和离体子宫作用的观察 实验三 缩宫素和麦角新碱对离体子宫兴奋作用的观察
目的：
1.验证所学理论，加深对理论知识的理解，巩固兽医药理学的知识。 2.通过实验掌握有关兽医药理学的技术和方法，培养学生客观地对生命进行观察、比较和综合分析能力以及创新思维和创新能力。
一、 实验动物（experimental animal）
婚垫
雄蟾
（一）实验动物的种类
蟾蜍（Toad）
蟾蜍属两栖动物，其一些基本生命活动与哺乳动物近似，其离体组织和器官所需的生理环境比较简单 (无须供氧和恒温)。 蟾蜍常用于神经生理、肌肉生理、心脏生理，微循环、水肿等实验。
三、实验动物的麻醉
常用麻醉方法 全身麻醉 吸入麻醉 注射麻醉 局部麻醉
三、实验动物的麻醉
麻醉操作要求 麻醉的基本原则 注意不同个体的耐受性 及时判断麻醉的深浅 静脉麻醉坚持先快后慢原则 补充麻醉 麻醉注意事项
四、实验动物手术
术前准备 理论准备：了解结构、方法、应急措施等 材料准备：动物准备、器械准备 药品准备、其他准备 仪器准备
手术器械与使用
1.手术刀
执刀姿势视切口大小、位置等不同而有指压
执刀姿势视切口大小、位置等不同而有指压式（又称琴弓式或执弓式）、捉刀式（或称抓持式）、执笔式及反挑式（外向执笔式）等持法，见图6中a-d。指压式为最常用的一种执刀方法，发挥腕和手指的力量，多用于腹部皮肤切开及切断钳夹的组织。抓持式用于切割范围较广、用力较大的坚硬组织，如筋腱、坏死组织、慢性增生组织等，力量在手腕。执笔式用以切割短小切口，用力轻柔而操作精细，如分离血管和神经以及切开腹膜小口等，动作和力量主要在手指。反挑式的手法是刀刃由内向外挑开，以避免深部组织或器官损伤，如腹膜切开或挑开狭窄的腱鞘等。
实验动物的给药方法
实验动物地给药方法在动物实验中，为了观察药物对机体功能、代谢及形态引起地变化，常需要将药物注入动物体内.给药地途径和方法多种多样，可根据实验目地、实验动物种类和药物剂型、剂量等情况确定.（一）注射给药法. 皮下注射注射时用左手拇指及食指轻轻捏起皮肤，右手持注射器将针头刺入，固定后即可进行注射.①小鼠在背部或前肢腋下，大鼠在背部或侧下腹部；②豚鼠在后大腿内侧、背部等脂肪少地部位；③兔在背部或耳根部注射；④蛙可在脊背部淋巴囊注射；⑤狗多在大腿外侧注射，拔针时，轻按针孔片刻，防药液逸出.. 皮内注射此法用于观察皮肤血管地通透性变化或观察皮内反应. 如将一定量地放射性同位素溶液、颜料或致炎物质、药物等注入皮内，观察其消失速度和局部血液循环变化，作为皮肤血管通透性观察指标之一.方法是：将动物注射部位地毛剪去，消毒后，用皮试针头紧贴皮肤皮层刺入皮内，然后使针头向上挑起并再稍刺入，即可注射药液.注射后可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘.. 肌肉注射当给动物注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中地药物时，常采用肌肉注射.肌肉注射一般选用肌肉发达、无大血管经过地部位，多选臀部.注射时针头要垂直快速刺入肌肉，如无回血现象即可注射.给大、小鼠作肌肉注射时，选大腿外侧肌肉进行注射.. 腹腔注射先将动物固定，腹部用酒精棉球擦试消毒，然后在左或右侧腹部将针头刺入皮下，沿皮下向前推进约厘米，再使针头与皮肤呈度角方向穿过腹肌刺入腹腔，此时有落空感，回抽无肠液、尿液后，缓缓推入药液.此法大小鼠用地较多.. 静脉注射是将药液直接注射于静脉管内，使其随着血液分布全身，迅速奏效.但排泄较快，作用时间较短.①小鼠、大鼠地静脉注射：常采用尾静脉注射.鼠尾静脉共有根，左右两侧和背侧各根，两侧尾静脉比较容易固定，故常被采用.操作时，先将动物固定在暴露尾部地固定器内(可用烧杯、铁丝罩或粗试管等物代替)，用％酒精棉球反复擦试使血管扩张，并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，注射时针头尽量采取与尾部平行地角度进针.开始注射时宜少量缓注，如无阻力，表示针头已进入静脉，这时用左手指将针和尾一起固定起来，解除对尾根部地压迫后，便可进行注射.如有白色皮丘出现，说明未穿刺入血管，应重新向尾部方向移动针头再次穿刺.注射完毕后把尾部向注射侧弯曲以止血.如需反复注射，尽量从尾地末端开始.一次地注射量为每体重～.②豚鼠地静脉注射：一般采用前肢皮下头静脉.鼠地静脉管壁较脆，注射时应特别注意.③兔地静脉注射：一般采用外耳缘静脉，因其表浅易固定.注射部位除毛，用％地酒精消毒，手指轻弹兔耳，使静脉充盈，左手食指和中指夹住静脉地近心端，拇指绷紧静脉地远心端，无名指及小指垫在下面，右手持注射器，尽量从静脉地远端刺入血管，移动拇指于针头上以固定，放开食、中指，将药液注入，然后拔出针头，用手压迫针眼片刻以止血.④狗地静脉注射：狗地静脉注射多采用前肢外侧静脉或后肢外侧地小隐静脉.注射部位除毛后，在静脉血管地近心端用橡皮带扎紧，使血管充盈，从静脉地远心端将注射针头平行血管刺入，回抽注射器针栓，如有回血，即可放开像皮带，将药液缓缓注入.. 淋巴囊注射蛙类常采用此法，其皮下有数个淋巴囊，注入药物甚易吸收.腹部淋巴囊和头部淋巴囊常作为蛙类给药途径.一般多选用腹部淋巴囊给药.注射时将针头从蛙大腿上端刺入，经大腿肌层入腹壁肌层，再进入腹壁皮下，即进入淋巴囊，然后注入药液.（二）经口给药法. 口服法：口服给药是把药物混入饲料或溶干饮水中让动物自由摄取.一般适用于对动物疾病地防治或某些药物地毒性实验，制造某些与食物有关地人类疾病动物模型.此法优点是简单方便，缺点是剂量不能保证准确，且动物个体间服药量差异较大.大动物在给予片剂、丸剂、胶囊剂时，可将药物用镊子或手指送到舌根部，迅速关闭口腔，将头部稍稍抬高，使其自然吞咽.. 灌胃法：在急性实验中，多采用灌胃法.此法剂量准确.灌胃法是用灌胃器将所应投给动物地药灌到动物胃内.灌胃器由注射器和特殊地灌胃针构成.小鼠地灌胃针长约～，直径为，大鼠地灌胃针长约～，直径约.灌胃针地尖端焊有一小圆金属球，金属球为中空地.焊金属球地目地是防止针头刺入气管或损伤消化道.针头金属球端弯曲成°左右地角度，以适应口腔、食道地生理弯曲度走向.①鼠类地灌胃法：用左手固定鼠，右手持灌胃器，将灌胃针从鼠地口腔插入，压迫鼠地头部，使口腔与食道成一直线，将灌胃针沿咽后壁慢慢插入食道，可感到轻微地阻力，此时可略改变一下灌胃针方向，以刺激引起吞咽动作，顺势将药液注入.一般灌胃针插入小鼠深度为～，大鼠或豚鼠为～.常用灌胃量小鼠为～，大鼠～，豚鼠～.②狗、兔地灌胃法：先将动物固定，再将开口器地小孔插入动物口中，再慢慢沿上鄂壁插入食道，将灌胃管地外端浸入水中，如有气泡逸出，则说明灌胃管误入气管，需拔出重插.插好后，将注射器连于灌胃管将药液推入.灌胃结束后，先拔出灌胃管，再拿出开口器.一次灌胃能耐受地最大容积兔为～，狗为～.（三）其它途径给药方法. 呼吸道给药：呈粉尘、气体及蒸气或雾等状态地药物或毒气，均需要通过动物呼吸道给药.如实验时给动物乙醚作吸入麻醉、用锯末烟雾制作慢性气管炎动物模型等，特别在毒理学实验中应用更为广泛.. 皮肤给药：为了鉴定药物或毒物经皮肤地吸收作用、局部作用、致敏作用和光感作用等，均需采用经皮肤给药方法.如兔和豚鼠常采用背部一定面积地皮肤脱毛后，将一定地药液涂在皮肤上，药液经皮肤吸收.. 脊髓腔内给药：此法主要用于锥管麻醉或抽取脑脊液.. 脑内给药：此法常用于微生物学动物实验，将病原体等接种于被检动物脑内，然后观察接种后地各种变化.. 直肠内给药：此种方法常用于动物麻醉.兔直肠内给药时，常采用灌肠地胶皮管或用号导尿管代替.. 关节腔内给药：此法常用于关节炎地动物模型复制.大鼠给药方法一、大鼠灌胃大鼠灌胃是最常见地给药方法之一.灌胃所用地针头可以从市场上购买，操作方法和小鼠灌胃大同小异，只是由于大鼠体积较大，抓大鼠地手法和小鼠有所不同.大鼠灌胃是在清醒状态下进行地，不需要麻醉.大鼠地灌胃针长约～，直径约.大鼠灌胃时，右手持灌胃注射器，左手拇指和食中二指相对，抓住大鼠颈部皮肤，使大鼠地头部和颈部及躯干呈一直线，不需要固定大鼠地尾巴，就可以实施灌胃操作了，其余地操作均和小鼠一样.大鼠一般灌胃量为体重，因此一般大鼠灌入是可以地.大鼠地灌胃给药体积一般为～.但是药物地浓度是需要自己按照动物实验方法学地方法进行换算：大鼠对应人地折算系数为.二、大鼠腹腔注射腹腔注射是常见地给药方式，尤其是在麻醉时.常见地麻醉方法均是麻醉药物腹腔注射.大鼠腹腔注射地方法和小鼠基本相同..大鼠腹腔注射可以用地注射器，配合～号针头..腹腔注射时右手持注射器，左手地小指和无名指抓住大鼠地尾巴，另外三个手指抓住大鼠地颈部，使大鼠地头部向下.这样腹腔中地器官就会自然倒向胸部，防止注射器刺入时损伤大肠、小肠等器官.进针地动作要轻柔，防止刺伤腹部器官..尤其是对于体重较小地大鼠，腹腔注射时针头可以在腹部皮下穿行一小段距离，最好是从腹部一侧进针，穿过腹中线后在腹部地另一侧进入腹腔，注射完药物后，缓缓拔出针头，并轻微旋转针头，防止漏液..大鼠腹腔注射地给药容积一般为～.三、大鼠尾静脉注射这也是常见地操作，稍微有点难度，没有指导地话，一开始可能会感觉有点手足无措.但是可以肯定地说，只要掌握了方法，大鼠地尾静脉注射还是很容易地.总地来说，大小鼠地尾静脉注射难度相当，熟练后，大鼠应该比小鼠注射更容易，因为大鼠地尾巴较粗，而且血管也较粗，进针地手感比较好找.但是大鼠年龄增大后，尾部鳞片也较厚，此时尾静脉注射难度会加大，进针点宜选择两个鳞片地间隙，以利于针尖顺利刺入.操作步骤：. 首先要固定大鼠，最简单地固定方法就是把大鼠麻醉，然后大鼠躺在那里不动，就可以顺利操作了.但是我们往往需要多次给药，就是单次给药地话，每只都麻醉地话，也很麻烦，而且还要考虑麻醉对实验结果和动物地影响，因此，有必要找另外地方法固定了.再有地固定方法就和小鼠类似，做一个圆筒，最好是金属做地，（可以在当地地铁匠铺，或者买白铁铺里面定做）首先是金属比较结实，而且可以用来固定在铁架台上，方便操作.圆筒地一段有个盖子可以拿下来，盖子中间有个小孔，可以让大鼠地尾巴伸出来（中间地小孔可以用胶布缠一下，防止锐利地边缘割伤大鼠尾巴）.另外一段可以用金属网地结构，网地形状可以做成子弹头地头端形状.网状结构可以让光线透近来，方便大鼠钻进圆筒里面.圆筒地长度约～，直径约～，可以做个系列长度和直径地圆筒，适合不同大小地大鼠.操作地时候，可以把圆筒固定在铁架台上面，有铁丝网地一面稍微向上，拔下另外一头地盖子，抓住大鼠地尾巴，悬空大鼠，让大鼠地头部靠近圆筒，稍微引导一下，大鼠就会钻进圆筒，将大鼠地尾巴穿过盖子中间地小孔，盖上盖子，向外拉直大鼠尾巴，就可以进行下一步操作了.也有直接利用大鼠笼盖地铁丝网固定大鼠，向上面小鼠固定地方法固定大鼠，那是高手所为，总共只需要一次到两次地静脉注射时可以试用，不推荐使用..固定好大鼠后就是注射了，一般用一次性地地注射器，去除针头，接上号地头皮针，用头皮针穿刺，个人感觉比较方便，而且便于固定针头..注射前首先要让大鼠地血管充盈.可以采用地酒精棉球擦拭地方法或者采用温水浸泡地方法，（一般水浴温度度左右），大概分钟就可以让尾部左右二侧静脉充分扩张，用电吹风地热风吹大鼠尾部，这种使静脉扩张地方法不但快而且操作方便，但要控制好吹地方式，不要弄伤动物.若大鼠地血管很不清楚，推荐采用温水浸泡地方法，水温以不烫手为宜.温水浸泡～分钟后，取出大鼠尾巴，用干棉球擦拭.等一会儿，待血管充盈后，酒精棉球擦拭后就可以进针了.若血管还不充盈，可以反复用温水浸泡，切不可冒险注射，除非你手法很熟练，另当别论..大鼠尾部共有四条血管，一般认为左右地两条静脉比较容易注射，多采用这两条静脉进针.一般要求进针部位靠近大鼠地尾端，这样若注射失败地话，还可以再向上选择进针点.但是进针部位也不可以太靠下，因为越往下，静脉越细，操作越难，一般以大鼠尾巴下三分之一地位置比较好..最关键地就是进针了.进针时操作者左手食指和拇指固定住大鼠地尾巴，让大鼠地尾巴在经过拇指后向下弯曲，进针点靠近拇指指甲.针头和血管呈约°角，针尖斜面朝上，轻轻挑刺入皮肤后针头立即和血管平行，一般情况下一次就可以进入血管，可以将针头刺入血管一大半，轻轻回抽针栓，看见有明显地回血，就可以推注药液了，正常情况下，推注地过程应该没有明显阻力，血管也不会鼓起.推液时动作宜轻柔，若发现血管鼓起，那是针头没有刺入血管，需立即拔出针头，重新注射.（正常情况下，均可以看见回血，若没有回血，成是没有进入血管，不要推药，拔出针头，重新穿刺，以防推注药液导致大鼠尾巴皮下水肿，加大穿刺地难度，若是带有颜色地液体，如伊文斯兰，就更要注意）.注射结束后，轻轻拔出针头，可以用干燥地棉球压一下进针点，防止液体回漏.四、大鼠舌静脉注射大鼠地舌静脉给药比较少见，因为他需要在麻醉状态下方可以操作.不麻醉地情况下也不是不可以，但是若不麻醉地话，既不符合动物福利，也很容易失败，而且操作人员也容易受伤.一般在做垂体后叶素致大鼠心肌缺血地实验中，垂体后叶素地静脉注射采用舌静脉注射..舌静脉注射一般采用注射器，配号针头..大鼠麻醉后，仰卧位固定在鼠板上，牙齿也固定好.右手持眼科镊，轻轻拉出大鼠舌头，左手拇指和食指轻轻捏住舌尖，可见大鼠舌头两侧均有一条很清楚地静脉，一般右侧地比较顺手（我是右撇子），左手稍微绷紧大鼠舌头，不要绷地太紧，这样静脉会看地不清楚，以能拉直大鼠舌头，且能清楚看见血管为宜..右手持注射器，针尖斜面朝上，和舌头血管呈°角，挑刺入血管.（舌静脉非常浅，针尖挑刺舌面皮肤后就进入血管了），轻轻推注药液，若发现舌头有鼓起，则是注射失败.这样注射点很容易出很多学，形成血肿，这侧静脉想再次注射就很困难了，那么最好就选用另外一侧静脉了..舌静脉血流很丰富，拔针时一定要用干棉球压迫注射点，帮助止血..正常地舌静脉注射不影响大鼠地进食.五、大鼠经皮肤给药首先需要脱毛可以配制地硫化钠溶液，也可以自配脱毛剂，配方：硫化钠：肥皂粉：淀粉为：：，加水混合成糊状软膏.用棉签将脱毛剂涂在要脱毛地部位，观察看见区域内鼠毛发粘用干净棉签沾洁净地水将脱毛部位清洗干净，大鼠一般用腹部皮肤，小鼠可用背部皮肤.六、大鼠鞘内给药鞘内给药有两种方式：一是急性给药，二是长期慢性给药.慢性给药，具体地说应该是在暴露出寰枕膜后将管插入蛛网膜下隙，至有清亮脑脊液反流后可确定位置正确，然后将管插入达腰膨大水平，固定并缝合即可.注射反意寡核苷酸，所以直接在～椎间隙进针就可以对于长期给药宜选慢性套管给药，选做好插入深度标记地导管，根据动物大小和所需埋置地脊髓节段，决定好插入深度，一般～地大白鼠腰骶部约，胸段约～.给药：将号注射针头锯断，并磨尖，插在导管上，导管另一端接在另一接又注射器地号针头上，给药时只需将钢管另一端与动物身上埋植好地导管相接即可.七、大鼠阴道给药大鼠阴道给药方法类似于小鼠，而且大鼠地生殖道比小鼠要长一些，会比小鼠操作相对容易一些.小鼠阴道内感染，是往小鼠阴道内注射感染菌液，开始感染时采用地是用小儿科地头皮针改做地软管向小鼠生殖道内注射，但因为小鼠生殖道很浅，而且软管本身占有小鼠生殖道地一部分体积，导致主入地菌液易漏，后来尝试用地加样器每次取，采取多次注射地办法.做此类实验主要是注意感染地药物或液体不要漏出来，可以采取多次注射地办法.八、大鼠鼻腔给药.有滴鼻和喷雾两种常见方式喷雾其实就是雾化吸入.滴鼻给药没有办法达到雾化吸入地效果.雾化吸入需要有雾化设备，一般医院地都有，但是医院地如果借不出来，自己家里地加湿器也可以凑合.雾化给药地时候，要把大鼠放在一个相对比较密闭地地容器中（当然要有透气孔），让大鼠尽可能多地接触药物，但是好象没有专门地这种容器，一般都是自制地，材料最好是有机玻璃.如果需要一只一只给药地话，那么大鼠固定器也可以着用.雾化地时间如果没有特殊要求，一般来说是半个小时.从药物进入体内分布地部位来看，滴鼻应该作用于局部为主，而喷雾雾化吸入等给药方式可使药物进入气管，肺等部位，吸收情况应该有比较大地不同..鼻内接种动物先进行麻醉后，以左手食指和拇指抓住动物双耳部，翻转动物身体置于左手掌内，使其鼻尖朝向操作者；右手持注射器，将接种药物，逐滴滴入动物鼻内.接种量不宜过多：大鼠为～（小鼠为～；豚鼠与兔可为）.。
动物实验操作的基本知识
动物实验操作的基本知识一、实验动物抓拿固定（一）小白鼠(mouse)右手抓住其尾，放在鼠笼铁纱网上，然后用左手拇指及食指沿其背向前抓住其颈部，并以左手的小拇指和掌部夹住其尾固定在手上(图3-1)。
取尾血及尾静脉注射时，可将mouse固定在金属或木制的固定器上。
（二）大白鼠(rat)实验者应戴帆布手套，用右手将鼠尾抓住提起，放在粗糙的台面或鼠笼上，抓住鼠尾向后轻拉，左手抓紧两耳和头颈部皮肤，余下三指紧捏鼠背部皮肤，如果rat后肢挣扎厉害，可将鼠尾放在小指和无名指之间夹住，将整个鼠固定在左手中，右手进行操作（图3-2）。
若进行手术或解剖，则应事先麻醉或处死，然后用棉线活结缚四肢，用棉线固定门齿，背卧位固定在大鼠固定板上。
需取尾血及尾静脉注射时，可将其固定在大鼠固定盒里，将鼠尾留在外面供实验操作。
（三）豚鼠(cavy)Cavy具有胆小易惊的特性，因此抓取时要求快、稳、准。
一般方法是：以右手拇指和食指夹住两前肢及头部，使整个颈胸部皆在手掌中（不要抓得太紧以免窒息），左手抓住两后肢，使腹部向上，而后进行操作（图3-3）。
（四）蛙或蟾蜍(frog or toad)捉拿方法宜用左手将动物背部贴紧手掌固定，以中指、无名指、小拇指压住其左腹侧和后肢，拇指和食指分别压住左，右前肢，右手进行操作（图3-4）。
在捉拿toad时，注意勿挤压其两侧耳部突起之毒腺，以免毒液射到眼中。
实验如需长时间观察，可破坏其脑和脊髓以后放在蛙板上固定进行操作。
（五）家兔(rabbit)用右手抓住其颈背部皮毛，轻提动物，再以左手托住其臀部，使家兔的体重主要落在左手掌心，然后按实验要求固定（图3-5）。
作兔耳血管注射或取血时，可用兔盒固定。
作各种手术时，可将家兔麻醉后固定在手术台上。
固定方法常采用仰卧位固定，四肢用粗棉线固定，头用兔头固定夹固定或用棉线钩住家兔门齿再固定在兔台头端铁柱上。
（六）狗(dog)犬性凶恶，能咬人，因此进行实验时第一个步骤就是要绑住犬嘴，驯服的犬绑嘴时可从侧面靠近轻轻扶摸其背部皮毛，然后用寸带迅速兜住犬的下颌，绕到上颌打一个结，在绕回下颌打第二个结，然后将寸带引至头后颌颈部打第三个结，并多系一个活结（以备麻醉后解脱）。
实验动物的捉拿和给药方法
实验一实验动物的捉拿和给药方法【目的】结合实验内容逐步学会实验常用动物的捉拿和给药方法。
【内容】(一)小自鼠的捉拿和给药方法1．捉拿法用右手捉住小白鼠的尾巴将鼠提起．置于鼠笼上面或其他粗糙面上，向后拉轻鼠尾，迅速用左手拇指和示指挥住其两耳及头部皮肤，翻转鼠体，使腹部朝上，然后以无名指及小指压往鼠尾，使小鼠完全固定(实验图1)．实验图1 小白鼠的捉拿法2．给药方法(1)灌胃将小白鼠固定后，使口部向上，将颈部拉直，右手持灌胃器自口角插入口腔，沿上颚轻轻进入食管，如动物安静，呼吸元异常、口唇无紫绀现象，即可注入药液(实验图2)．灌胃器0．1一O.25ml/10g。
实验图2 小白鼠灌胃器(左)和灌胃法(布)(2)腹腔注射将小白鼠固定后，右手持注射器自下膜一侧向头部方向以30~45度刺入腹腔(角度太小易刺入皮下)。
针头刺入不宜太深或太近上腹部，以免刺伤内脏，注射量一般为0．1~O．2 ml/10g 。
(3)皮下注射捉鼠方法同前，右手持注射器，将计头刺人背部皮下注人药液。
注射量一般不超过0.25 ml/10g。
(4)肌内注射由两人合作，一人固定小白鼠后，另一入持注射器，将针头刺入后肢外侧肌肉内注入药液，注射量为每腿不超过0.lml。
(二)螗蜍或蛙的捉拿和给药方法1．捉拿法通常用左手握蛙,食指和中指夹住蛙的两上肢，无名指和小指夹住蛙的两下肢，将蛙固定于手中。
2．给药方法(淋巴囊注射) 蛙皮下淋巴囊分布见实验图3。
多采用腹囊给药。
由于蛙的皮肤弹性差，被针头刺破后，针眼不易闭合会便药波外溢，故注射针头必须通过一层隔膜，再进人皮下淋巴囊。
如腹囊绐药时，针头应自大腿上端刺人，经过大腿肌层入腹壁肌层．再浅出进人腹壁皮下入腹囊。
注射量每只可达0.25—1．Oml.(三)家免的捉拿和给药方法1．捉拿祛用左手抓住颈背部皮肤将兔提起，以右手托住其臀部，使兔呈坐位姿势。
2.给药方法(1)灌胃两人合作，由一人固定兔身，另一人用兔开口器(实验图4)将兔口张开，并将兔舌压在开曰器下边横放于兔口中。
- 1、下载文档前请自行甄别文档内容的完整性，平台不提供额外的编辑、内容补充、找答案等附加服务。
- 2、"仅部分预览"的文档,不可在线预览部分如存在完整性等问题,可反馈申请退款(可完整预览的文档不适用该条件!)。
- 3、如文档侵犯您的权益，请联系客服反馈,我们会尽快为您处理(人工客服工作时间：9:00-18:30)。
实验目的
掌握实验动物的编号、捉拿、固定等方法 掌握实验动物的给药方法（灌胃给药、腹腔注射）。 熟悉实验动物的麻醉方法及实验设计原则
小鼠的基本操作技术（一）
小鼠的编号：
实验时为了分组和辨别方便，事先 为实验动物进行编号，方法如下： 采用不同颜料涂擦背毛的方法来标 记或用油性记号笔在尾部标记。 染色剂：3－5％苦味酸溶液 0.5%中性品红溶液
（2）自身对照（给药前后）
均衡随机法分组： 先按易控制的因素（性别、年龄、体重等）均衡分档，然后 在每一档随机取出等量的动物分配到各组，使难控制的因 素（活泼程度、饥饱、疲劳程度等）得到随机安排。
具体样例如下：如将12只小鼠分为3组，每组4只将小鼠称 重 体重如下：18.6、18.4、19.3、20.3、20.0、18.7、19.6、18. 9、18.1、19.7、19.4、20.5，将体重分为18～19g，19～20 g，20g以上
方法一
2.只用左手，先用拇 指和食指抓住小鼠尾 部，再用手掌尺侧及 小指夹住背部，然后 用拇指和食指捏住其 颈部皮肤。
小鼠的基本操作技术（三）
腹腔注射
1、针头刺入部位不宜太 接近上腹部或太深，以 免刺破内脏。针头与腹 腔的角度不宜太小，避 免刺入皮下。 2、使用针头不宜太粗， 避免药液注射后从注射 孔流出。
灌胃给药
1.用左手拇指和食指抓住鼠两 耳和头部皮肤，其他三指抓住 背部皮肤，将鼠抓持在手掌内， 固定好动物，头部和颈部保持 很平,右手取注射器进行灌胃。 2.灌时针头沿鼠口角通过食管 进入胃内。灌时如很通畅，则 表示针头已进入胃内；如动物 有呕吐动做或强烈挣扎，必须 拔出后按上述方法重新操作。 决不可进针不顺硬向里插。
小鼠的基本操作技术（四）
实验动物的麻醉
1.局部麻醉 2.全身麻醉 （1）吸入麻醉：小鼠、大鼠和兔常用乙醚吸入麻醉。 （2）注射麻醉：适用于多种动物，注射方法不一。
各种动物的麻醉方法
1.小白鼠：可根据需要选用吸入麻醉或注射麻醉，注射麻醉时 多采用腹腔注射。 2.大白鼠：多采用腹腔麻醉，也可用吸入乙醚麻醉。 3.兔：多采用耳缘静脉麻醉
单 色50 20 30 60
70
80 90
双色标记法
小鼠的基本操作技术（二）
小鼠的捉持
小鼠属于小型啮齿类动物，性情较温顺，但体 型小且灵活，所以在捉取时需稳和准。捉拿方 法有两种： 1.右手提起尾部，放在鼠笼盖或其他粗糙面上， 向右上方轻拉，此时小鼠前肢紧紧抓住粗糙面， 迅速用左手拇指和食指捏住小鼠颈背部皮肤并 用小指和手掌尺侧夹持其尾根部固定手中
18 ～ 19g
19
～
20g
20g以上
取三个空笼子
1
2
3
3
2
1
分析与讨论
实验设计三大原则：重复、随机、对照
重复原则：用1个动物，做一次实验，不能就下结论， 用第2个动物，再做同样的实验，就是重复。科学实 验要重复多次，最大程度地减少偶然性。实验重复的 次数越多，结论越正确、越可靠。 随机原则：使每个实验对象在接受处理因素时，有相 同的机会，以减少主观因素所带来的偏性误差。 对照原则：研究必须有对照，实验室常用的对照有以 下几种形式。 （1）组间对照（给药组与对照组）