几种动物不同给药途径的常用注射量
动物药理实验各种给药途径给药体积与速度的控制
药理实验中对动物的各种给药途径给药体积与速度的控制本文由wyj摘要翻译本文是2001年由欧洲制药工业协会联合会 (The European Federation of Pharmaceutical Industries and Associations ，EFPIA)和欧洲替代方法验证中心（European Centre for the Validation of Alternative Methods，ECV AM)联合发布的关于对动物不同途径给药或采血时所能充许的给药体积和采血体积指导原则。
动物包括小鼠、大鼠、兔、狗、猴、豚鼠，给药方法包括po、ip、im、sc、一次性iv、缓慢静注、静脉点滴等的一般给药体积、最大充许给药体积、给药速度等，采血包括各种动物的最大充许采血量和恢复时间等。
是一部实用、全面而又难得的指导原则，相信对从事药理、毒理研究者及其他动物实验工作者有一定的帮助。
下面的节选由wyj摘要翻译，原文见欧洲联盟欧洲制药工业协会联合会,A Good Practice Guide to the Administration of Substances and Removal of Blood, Including Routes and Volumes(2000). J. Appl. Toxicol. 21, 15–23 (2001)第一部分：动物实验中的给药体积与给药速度一、一般给药体积与速度对于各种给药途径的最大给药体积，取决实验动物种属和制剂性质。
一般推荐给药最大容积为见附表（（欧洲联盟欧洲制药工业协会联合会,2000）。
特殊给药途径每次的给药体积(英国药业会，1995）：每眼0.01 ml；⑥直肠0.5 ml/kg；⑦阴道：大鼠0.2 ml，兔1 ml；⑧吸入2 mg/L；⑨鼻：猴或犬每鼻孔0.1 ml。
表1各种给药途径的给药体积及可能的最大给药体积a（欧洲联盟欧洲制药工业协会联合会,2000）给药途径与体积 (ml/kg, except b ml/site)d动物种属Oral sc ip imiv(单次)iv(缓慢注射)小鼠10 (50) 10 (40) 20 (80) 0.05b (0.1)b 5 (25) 大鼠10 (40) 5 (10) 10 (20) 0.1b (0.2)b 5 (20) 兔10 (15) 1 (2) 5 (20) 0.25 (0.5) 2 (10)犬 5 (15) 1 (2) 1 (20) 0.25 (0.5) 2.5 (5)猴 5 (15) 2 (5) C (10) 0.25 (0.5) 2 c狨猴10 (15) 2 (5) C (20) 0.25 (0.5) 2.5 (10)小型猪10 (15) 1 (2) 1 (20) 0.25 (0.5) 2.5 (5)说明:a:给非水溶液后，确定再次给药时间时应考虑前次药物是否已被吸收。
实验动物的给药方法
实验动物的给药方法实验动物的给药方法在动物实验中，为了观察药物对机体功能、代谢及形态引起的变化，常需要将药物注入动物体内。
给药的途径和方法多种多样，可根据实验目的、实验动物种类和药物剂型、剂量等情况确定。
（一）注射给药法1. 皮下注射注射时用左手拇指及食指轻轻捏起皮肤，右手持注射器将针头刺入，固定后即可进行注射。
①小鼠在背部或前肢腋下，大鼠在背部或侧下腹部；②豚鼠在后大腿内侧、背部等脂肪少的部位；③兔在背部或耳根部注射；④蛙可在脊背部淋巴囊注射；⑤狗多在大腿外侧注射，拔针时，轻按针孔片刻，防药液逸出。
2. 皮内注射此法用于观察皮肤血管的通透性变化或观察皮内反应。
如将一定量的放射性同位素溶液、颜料或致炎物质、药物等注入皮内，观察其消失速度和局部血液循环变化，作为皮肤血管通透性观察指标之一。
方法是：将动物注射部位的毛剪去，消毒后，用皮试针头紧贴皮肤皮层刺入皮内，然后使针头向上挑起并再稍刺入，即可注射药液。
注射后可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘。
3. 肌肉注射当给动物注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时，常采用肌肉注射。
肌肉注射一般选用肌肉发达、无大血管经过的部位，多选臀部。
注射时针头要垂直快速刺入肌肉，如无回血现象即可注射。
给大、小鼠作肌肉注射时，选大腿外侧肌肉进行注射。
4. 腹腔注射先将动物固定，腹部用酒精棉球擦试消毒，然后在左或右侧腹部将针头刺入皮下，沿皮下向前推进约0.5厘米，再使针头与皮肤呈45 度角方向穿过腹肌刺入腹腔，此时有落空感，回抽无肠液、尿液后，缓缓推入药液。
此法大小鼠用的较多。
5. 静脉注射是将药液直接注射于静脉管内，使其随着血液分布全身，迅速奏效。
但排泄较快，作用时间较短。
①小鼠、大鼠的静脉注射：常采用尾静脉注射。
鼠尾静脉共有3根，左右两侧和背侧各1根，两侧尾静脉比较容易固定，故常被采用。
操作时，先将动物固定在暴露尾部的固定器内(可用烧杯、铁丝罩或粗试管等物代替)，用75％酒精棉球反复擦试使血管扩张，并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，注射时针头尽量采取与尾部平行的角度进针。
实验动物剂量换算
56.0
豚鼠
0.08
0.57
1.0
2.25 2.4 5.2
10.2
31.5
兔
猫
猴
0.04
0.03
0.016
0.25
0.23
0.11
0.44
0.41
0.19
1.0 1.08 2.4
0.92 1.0 2.2
0.42 0.45 1.0
4.5
4.1
1.9
14.2
13.0
6.1
狗
0.008
0.06
0.10
根据上述表格和原理，我们就可以来编制下面这样一个简表。这样，我们不必去翻阅厚重的药理实验参考书，就一目了然。这个表虽然是以体重的比来计算剂量，但实际上计算的是体表面积。这种换算关系的前提是：各种动物对某药的敏感程度是一样的。
见下表：
不同实验动物与人的等效剂量比值（注：剂量按mg/kg算）
动物
小鼠
大鼠
另一种方法就是根据自己或文献上有关急性毒性的数据来进行估算，以期采用合适的剂量。一般参考数据是LD50。至于该选择LD50的多少分之一来作为参考剂量，众说纷纭。下面我来说一说用第一种方法进行如何换算。
目前我们大多数人用的方法，是参考徐叔云教授主编的《药理实验方法学》。在其附录中有一个表，列出了人和动物间按体表面积折算的等效剂量比值。这个表，几乎被药理专业的人们奉为经典，一直在科研中沿用。表如下所示：
小鼠的折算系数＝（体型系数小鼠×W小鼠2/3）/（体型系数人×W人2/3）
＝（0.06×0.022/3）/0.1×702/3）×70×X/0.4
＝0.004364/1.723
＝0.00253
大鼠体型系数：0.09 标准体重：200g=0.2kg
药理实验中对动物的给药体积与采血体积控制
药理实验中对动物的给药体积与采血体积控制本文由wyj摘要翻译本文是2001年由欧洲制药工业协会联合会 (The European Federation of Pharmaceutical Industries and Associations ，EFPIA)和欧洲替代方法验证中心（European Centre for the Validation of Alternative Methods，ECV AM)联合发布的关于对动物不同途径给药或采血时所能充许的给药体积和采血体积指导原则。
动物包括小鼠、大鼠、兔、狗、猴、豚鼠，给药方法包括po、ip、im、sc、一次性iv、缓慢静注、静脉点滴等的一般给药体积、最大充许给药体积、给药速度等，采血包括各种动物的最大充许采血量和恢复时间等。
是一部实用、全面而又难得的指导原则，相信对从事药理、毒理研究者及其他动物实验工作者有一定的帮助。
下面的节选由wyj摘要翻译，原文见欧洲联盟欧洲制药工业协会联合会,A Good Practice Guide to the Administration of Substances and Removal of Blood, Including Routes and Volumes(2000). J. Appl. Toxicol. 21, 15–23 (2001)第一部分：动物实验中的给药体积与给药速度一、一般给药体积与速度对于各种给药途径的最大给药体积，取决实验动物种属和制剂性质。
一般推荐给药最大容积为见附表（（欧洲联盟欧洲制药工业协会联合会,2000）。
特殊给药途径每次的给药体积(英国药业会，1995）：每眼0.01 ml；⑥直肠0.5 ml/kg；⑦阴道：大鼠0.2 ml，兔1 ml；⑧吸入2 mg/L；⑨鼻：猴或犬每鼻孔0.1 ml。
表1各种给药途径的给药体积及可能的最大给药体积a（欧洲联盟欧洲制药工业协会联合会,2000）给药途径与体积 (ml/kg, except b ml/site)d动物种属Oral sc ip imiv(单次)iv(缓慢注射)小鼠10 (50) 10 (40) 20 (80) 0.05b (0.1)b 5 (25) 大鼠10 (40) 5 (10) 10 (20) 0.1b (0.2)b 5 (20) 兔10 (15) 1 (2) 5 (20) 0.25 (0.5) 2 (10)犬 5 (15) 1 (2) 1 (20) 0.25 (0.5) 2.5 (5)猴 5 (15) 2 (5) C (10) 0.25 (0.5) 2 c狨猴10 (15) 2 (5) C (20) 0.25 (0.5) 2.5 (10)小型猪10 (15) 1 (2) 1 (20) 0.25 (0.5) 2.5 (5)说明:a:给非水溶液后，确定再次给药时间时应考虑前次药物是否已被吸收。
兽医临床基础知识
兽医临床基础知识一、畜禽的正确体温和呼吸、脉博次数二、给药方法（一）个体给药1、肌肉注射：部位：凡肌肉丰富的部位，均可进行注射，猪、羊多选择在颈侧部，大家畜在臀部和颈侧部，犬猫多在脊柱两侧的腰部肌肉或股部肌肉，禽多在胸肌。
方法：剪毛消毒后，将与吸好药的注射器连接好的针头刺入肌肉内，抽拔活塞确认无回血后，注入药液。
（2）静脉注射：部位：牛、马、羊、犬和猫在颈静脉沟上1/3与中1/3交界处，猪常选在耳大静脉、前腔静脉。
方法：剪毛消毒后，以手指压在（或以胶管勒紧）注射部位近心端静脉上，待血管膨胀后，选择与静脉相适宜的针头，以15~45度角刺入血管内，见回血后将针头顺血管走向推进，将药液徐徐注入。
注射完毕，左手拿酒精棉球压紧针孔，右手迅速拔出针头，为了防止针孔溢血，继续紧压局部片刻。
静脉输液多先照上述方法刺入针头；再连接输液器。
3、皮下注射：部位：马在颈侧，牛在颈侧或肩胛后方的胸侧，猪在耳根或股内侧，犬猫在颈侧或背部、股内侧，选择富有皮下组织、皮肤容易移动的部位。
方法：局部剪毛消毒后，用左手的拇指和中指捏起皮肤，食指压其顶点，使其形成三角凹窝，迅速将针头刺入凹窝中心的皮肤内，深2cm左右。
放开皮肤，抽动活塞时不见血，注入药液。
药液多时应该分点注射。
4、气管内注射：部位：颈腹侧上1/3下界的正中线上，于第四至第五或第五至第六气管环间。
方法：大家畜采用站立保定，小家畜作侧卧保定，固定头部，充分伸展颈部。
局部剪毛消毒后，右手持针垂直刺入气管深2~3cm，然后缓慢注入药液。
注意：（1）刺入气管则阻力消失，抽动活塞有气体。
（2）红霉素、油剂、糖类药液等不能作气管注射；（3）药量：大动物20ml以内，中小动物5ml以内；（4）将药液加温至接近体温。
5、胸腔注射：部位：马在右侧第六或第七肋间，左侧第七或第八肋间，胸外静脉上方2~5cm处。
牛在右侧第七或第八肋间，左侧第八或第九肋间，胸外静脉上方2~5cm。
猪在胸部倒数第五和第六肋间的任意点。
给药剂量换算
一.我们在实验中估算一种药物或化合物的使用剂量的时候，差不多是来源于两条途径：一种方法为查文献，参考别人使用的剂量。
有时有现成的，可直接用。
有时没有我们所用动物的剂量，但有其它实验动物的。
也有的是有临床用量的，但没有实验动物的。
这样，我们就得进行换算。
另一种方法就是根据自己或文献上有关急性毒性的数据来进行估算，以期采用合适的剂量。
二．不同动物给药剂量的换算：1.折算系数法：A.根据徐叔云教授主编的《药理实验方法学》中人和动物体表面积比值剂量表。
对此表说明：a.此表所得到的比值是根据体表面积计算出来。
b.所有的比值都是根据点对点的关系计算出来的，即质量完全按照蓝色数字计算出来的，如果质量有所改变时，对比值将会造成一定的偏差。
c.表中数据的值=横栏动物的重量*给药剂量/竖栏动物的重量*给药剂量。
d.给药剂量一般用mg/kg为单位，对于临床给药剂量有时单位为每天服用Xmg，要进行单位转换。
如：质量为70kg的人每天服用50mg药物，应该如下转化：50mg/70kg= 0.7mg/kgB.根据上表进行剂量换算的方法：如：人的临床剂量为Xmg/kg,换算成大鼠的剂量：大鼠的剂量＝X mg/kg×70kg×0.018/200g＝X mg/kg×70kg×0.018/0.2kg＝6.3 X mg/kg.C.以上述方法类推可得到其他动物与人的剂量换算关系，如下表：D.2.体表面积法：A.原理：根据能量代谢原理，人和动物的向外界释放的能量与体表面基本成正比的关系。
很多研究指出：基础代谢率、热卡、肝肾功能、血药浓度、血药浓度_时间曲线的曲线下面积（AUC）、肌酐（Cr）、Cr 清除率、血液循环等都与体表面积基本成正比，因此按照动物体表面积计算药物剂量比体重更为合理。
B.转换的公式为：a动物的体表面积/b动物的体表面积=a动物的给药剂量/b动物的给药剂量。
如：C.体表面积=体型系数*体重2/3.各动物的的体型系数如下表：（认为可能根据一定的经验数据总结出来）D.计算举例：体重为70kg人的临床剂量为Xmg/kg,换算成200g大鼠的剂量：人的体表面积为：＝0.1×(70)2/3=1.722大鼠的体表面积＝0.09×(0.2)2/3=0.0306体表面积比（大鼠／人）＝0.0306/1.722=0.0177~~=0.018（折算系数值就是用此种方法计算出来的）200g大鼠的给药剂量=70kg*X*0.018/200g=6.3Xmg/kg3.两种方法的比较：A.从结果的准确程度来说：应用体表面积法计算更加的准确。
实验动物的给药方法
实验动物的给药方法在动物实验中，为了观察药物对机体功能、代谢及形态引起的变化，常需要将药物注入动物体内。
给药的途径和方法多种多样，可根据实验目的、实验动物种类和药物剂型、剂量等情况确定.（一)注射给药法1. 皮下注射注射时用左手拇指及食指轻轻捏起皮肤，右手持注射器将针头刺入，固定后即可进行注射.①小鼠在背部或前肢腋下，大鼠在背部或侧下腹部;②豚鼠在后大腿内侧、背部等脂肪少的部位；③兔在背部或耳根部注射；④蛙可在脊背部淋巴囊注射；⑤狗多在大腿外侧注射，拔针时,轻按针孔片刻，防药液逸出。
2。
皮内注射此法用于观察皮肤血管的通透性变化或观察皮内反应。
如将一定量的放射性同位素溶液、颜料或致炎物质、药物等注入皮内,观察其消失速度和局部血液循环变化，作为皮肤血管通透性观察指标之一。
方法是：将动物注射部位的毛剪去，消毒后，用皮试针头紧贴皮肤皮层刺入皮内，然后使针头向上挑起并再稍刺入,即可注射药液。
注射后可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘。
3. 肌肉注射当给动物注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时,常采用肌肉注射。
肌肉注射一般选用肌肉发达、无大血管经过的部位，多选臀部。
注射时针头要垂直快速刺入肌肉，如无回血现象即可注射.给大、小鼠作肌肉注射时，选大腿外侧肌肉进行注射.4. 腹腔注射先将动物固定，腹部用酒精棉球擦试消毒，然后在左或右侧腹部将针头刺入皮下，沿皮下向前推进约0。
5厘米，再使针头与皮肤呈45 度角方向穿过腹肌刺入腹腔，此时有落空感，回抽无肠液、尿液后，缓缓推入药液。
此法大小鼠用的较多.5。
静脉注射是将药液直接注射于静脉管内,使其随着血液分布全身，迅速奏效。
但排泄较快，作用时间较短.①小鼠、大鼠的静脉注射:常采用尾静脉注射.鼠尾静脉共有3根，左右两侧和背侧各1根,两侧尾静脉比较容易固定，故常被采用。
操作时，先将动物固定在暴露尾部的固定器内（可用烧杯、铁丝罩或粗试管等物代替），用75%酒精棉球反复擦试使血管扩张，并可使表皮角质软化,以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈,注射时针头尽量采取与尾部平行的角度进针。
动物麻醉剂及麻醉剂量
动物麻醉方法及给药剂量一、动物麻醉的目的1. 清醒状态的动物虽然更加接近其生理状态，但是试验过程中的各种强刺激容易引起动物大脑皮质的抑制，使动物机体发生生理机能障碍影响到实验的结果。
甚至引起动物死亡或休克。
2. 防止动物伤害实验操作者。
3. 基于人道主义的考虑，麻醉是动物保护所必需采取的措施。
二、麻醉的类型和方法1. 全身麻醉的方法：吸入麻醉：吸入麻醉是将挥发性麻醉剂或气体的麻醉剂经过动物的呼吸道进入体内产生麻醉的效果。
常见的麻醉剂有乙醚、安氟醚、三氟乙烷等，其中乙醚因麻醉深度容易掌握、安全、动物容易恢复等优点，使用最为广泛。
1）大鼠、小鼠、豚鼠的乙醚麻醉：将含有乙醚的棉球/ 纱布放在大烧杯中，将动物放入，封口。
动物先兴奋后抑制，自行倒下。
当动物角膜反应迟钝，肌肉紧张度降低时，即可取出动物。
如果动物逐渐恢复肌肉紧张（挣扎），可重复麻醉一次，待平静后即可开始试验。
如果试验时间较长，可将动物固定在其口鼻处放置含有乙醚的棉球或纱布，并在实验中注意动物的反应，适时追加乙醚的吸入量，以维持麻醉的深度和实践。
2）猫、兔的乙醚麻醉：将动物放进内装含有乙醚的棉球/ 纱布的麻醉瓶中，封口。
经过1~2min，从动物后腿依次出现麻痹现象，而后失去运动能力，表明动物进入麻醉状态。
4~6min 后可以将动物麻醉，如观察到动物倾斜不能站立、跌倒时，说明动物已经深度麻醉，立即取出动物，这时动物肌肉松弛、四肢紧张度降低，角膜反射迟钝，皮肤痛觉消失，可进行试验。
3）犬的乙醚麻醉：首先将犬用绳子绑定，根据犬的大小选择适合的麻醉口罩，将纱布/ 棉花放到口罩内，加入乙醚。
一人固定犬的前后肢，另一人用膝盖顶住犬的胸颈处，一手捏住头颈（注意力量，防止窒息），将口罩套在犬嘴上。
开始乙醚用量可大一些，之后逐渐减少。
犬开始兴奋后出现挣扎、呼吸不规则现象，而后呼吸逐渐平稳，肌肉紧张度逐渐消失，角膜反射迟钝，对皮肤刺激无反应，此时可开始试验。
等呼吸恢复后在继续吸入。