脂质体转染实验原理与操作步骤总(精)
转染详细步骤大攻略
转染详细步骤大攻略范例----真核重组表达质粒pDsRed-N1-NS1在A549细胞中表达按上海索莱宝生物科技有限公司去内毒素质粒小提试剂盒说明书方法进行质粒抽提，测得质粒浓度为410.32ng/µl。
将培养的A549细胞铺板，待细胞密度长到90%左右时，按lipo2000说明书转染A549细胞，36h后于荧光显微镜下观察DsRed-NS1融合蛋白的表达情况。
具体操作步骤如下：1）质粒准备按上海索莱宝生物科技有限公司去内毒素质粒小提试剂盒说明书方法进行质粒抽提，具体步骤如下：(1) 取1-5ml细菌培养物，12000rpm离心1 min,尽量吸除上清（菌液较多时可以通过多次离心将菌体沉淀收集到一个离心管中）。
(2) 向留有菌体沉淀的离心管中加入200µl溶液P1（请先检查是否已加入RNaseA）,使用移液器或涡旋振荡器彻底悬浮细菌细胞沉淀。
（注：如果菌块未彻底混匀，会影响裂解导致质粒提取量和纯度偏低）(3)向离心管中加入200µl溶液P2，温和地上下翻转6-8次使菌体充分裂解。
（注：混匀一定要温和，以免污染基因组DNA，此时菌液应变得清亮粘稠，所用时间不应超过5min，以免质粒受到破坏）(4)向离心管中加入250µl溶液P3，立即温和地上下翻转6-8次，充分混匀，此时会出现白色絮状沉淀。
12000rpm 离心10min，用移液器小心地将上清转移到另一个干净的离心管中，尽量不要吸出沉淀。
（注：溶液P3加入后应立即混合，避免产生局部沉淀。
如果上清中还有微小白色沉淀，可再次离心后取上清）(5)加入1/5体积冰预冷的去内毒素清除剂，振荡混匀，溶液变浑浊，冰浴2min 至溶液变清亮。
(6)37℃水浴5 min，不时振荡，溶液又变浑浊。
12000rpm室温离心5min，溶液应分为两相，上层水相含质粒DNA，下层油状相含内毒素。
(7)将质粒DNA上层水相转移至新管，弃下层油状相，注意不要吸入油状相，重复抽提三次，即重复步骤5-7三次。
脂质体介导转染方法
脂质介导的短暂表达
实验材料
哺乳动物细胞
试剂、试剂
质粒DNA完全培养基氯化铯DMEM
盒
仪器、耗材
培养皿培养箱聚苯乙烯管
实验步骤
1. 按5×105细胞/孔的量在六孔板中接种指数期生长的细胞，在37℃ 5%CO2培养箱中
培养过夜，直至细胞80%汇片。
（如果用100 mm 培养皿代替六孔扳，则培养细胞至80%
汇片，将所有数量扩大8倍）
2. 在聚苯乙烯管中配制DNA/脂质体复合物如下：稀释质粒DNA至1 ml DMEM-SF中，
在旋涡混合器上振荡1 s 然后加入脂质体悬液、再次旋起混匀。
在室温下温育5~ 10 min，
使DNA与阳离子脂质体结合。
3. 吸去DMEM-SF培养液，用1 ml 的完全DMEM-SF洗1次，吸去DMEM-SF。
对毎
个35 mm 孔中，直接在细胞上加1 ml DNA/脂质体复合物。
在37℃培养箱中温育3~5 h。
4. 往每孔细抱中加入1 ml 的DMEM-20完全培养液，在37℃培养箱中继续温育24~48
h。
5. 吸去完全DMEM/DNA/脂质体复合物，毎孔加入2 ml 新的DMEM-10完全培养液，
继续搵育24~48 h。
6. 收集细胞：用细胞刮于刮下细胞，或胰蛋白酶消化或冻融裂解细胞。
进行适当的表
达分析。
脂质体进行稳定表达。
脂质体转染mrna细胞原理
脂质体转染mrna细胞原理
脂质体转染mRNA细胞的原理是利用脂质体作为载体，将目的mRNA包裹在其内部，然后通过与细胞膜融合让mRNA进入细胞质，最终达到将目的mRNA表达出来的目的。
脂质体是由磷脂和胆固醇等组成的微小囊泡结构，与细胞膜结构相似。
其内部的疏水层可以容纳水溶性的物质，包括mRNA分子。
脂质体转染mRNA的步骤如下：
1. 准备目的mRNA：目的mRNA是指需要转染到细胞内进行表达的mRNA，可以是外源的mRNA，也可以是经过In vitro 转录合成的人工合成mRNA。
这些mRNA一般会在实验室中事先准备好。
2. 制备脂质体：将脂质体粉末或液体悬浮液溶解在适当的缓冲液中，形成脂质体溶液。
脂质体通过磷脂的双层结构来包裹mRNA，形成稳定的脂质体-mRNA复合物。
3. 混合脂质体与mRNA：将目的mRNA与脂质体溶液混合，并进行充分的混合和搅拌。
这样就可以使mRNA和脂质体发生相互作用，形成脂质体-mRNA复合物。
4. 转染细胞：将脂质体-mRNA复合物加入到需要转染的细胞培养液中，使其与细胞接触。
脂质体复合物会与细胞膜融合，从而使脂质体内的mRNA进入细胞质。
5. mRAN转录和表达：在细胞质中，脂质体释放的mRNA会
被细胞的核糖体识别，进而进行mRNA转录和翻译，最终使
该mRNA编码的蛋白质在细胞内得到表达。
脂质体作为转染载体具有一定的优势，如制备简单、生物相容性好等。
但是，脂质体转染也存在一些问题，如转染效率较低、引起细胞毒性等。
因此，在实际应用中需对转染条件进行优化，以提高转染效率和减少毒性。
脂质体转染原理及操作步骤
脂质体转染原理及操作步骤脂质体转染是一种常用的基因传递技术，用于将外源的核酸（例如DNA、RNA）转入细胞内。
脂质体是由人工合成的类似于细胞膜的双层脂质膜组成，具有较好的生物相容性和可降解性，因此可以用来包裹并传递外源核酸进入目标细胞内。
本文将详细介绍脂质体转染的原理和操作步骤。
脂质体由两个疏水性脂质尾部和一个亲水性脂质头部组成，形成类似生物细胞膜的双层结构。
这种双层结构使得脂质体可以包裹水溶性的外源核酸，并形成脂质体-核酸复合物。
当复合物与细胞膜接触时，由于脂质体的类似性，这些复合物可以与细胞膜融合，并释放外源核酸进入细胞。
然而，简单地将脂质体-核酸复合物添加到细胞培养基中并不能有效地将外源核酸转入细胞内。
为了提高转染效率，常常需要使用电穿孔或钙磷共沉淀等方法，以增加细胞膜的通透性。
操作步骤：1.准备工作：-完整的脂质体转染试剂盒。
-DNA或RNA溶液。
-靶细胞。
-无菌操作条件下的实验室。
2.重组脂质体的合成：-按照试剂盒说明将脂质体复合物合成。
-使用无菌的工具和试剂。
3.核酸引物的制备：-将外源DNA或RNA与引物混合，使其形成核酸复合物。
4.细胞处理：-将培养皿中的细胞进行冲洗，去除培养基。
-将适量的细胞培养基添加到培养皿中，以保证细胞的正常生长。
5.导入核酸：-将所制备的核酸复合物滴加到细胞培养基中。
-将细胞培养皿置于无菌环境中，以便细胞吸收和利用核酸。
6.细胞培养：-按照细胞类型和所使用的培养基，将细胞置于恰当的培养条件下，并进行培养。
-根据需求添加所需要的生长因子和抗生素。
7.观察和分析：-在一定的培养时间后，观察细胞是否发生了显著的变化。
- 使用适当的实验方法（如PCR、Western blot等）检测外源基因的表达。
-观察并记录实验结果。
以上是脂质体转染的原理和操作步骤。
脂质体转染是目前常用的基因传递技术之一，可以用于研究基因功能、疾病治疗等领域。
随着技术的不断发展，转染效率和特异性将逐渐提高，为研究和治疗带来更多的机会和挑战。
脂质体转染原理及操作步骤
脂质体转染原理及操作步骤
脂质体转染是一种常用的基因传递方法，通过将目标基因以及负载该基因的脂质体添加到细胞培养物中，使其与细胞膜融合，并将基因导入到细胞内。
脂质体转染的操作步骤如下：
1. 提取脂质体：首先，从脱脂牛奶或其它来源中提取脂质体。
可以通过超声处理、离心等方法将脂质体分离出来。
2. 混合目标基因与脂质体：将目标基因与脂质体混合，目标基因可以是质粒DNA、RNA等。
将基因加入脂质体溶液中，进
行充分混合。
3. 孵育：将脂质体-基因混合物在室温下孵育一段时间，通常
为15-30分钟。
这一步主要是让脂质体与基因充分结合。
4. 加入细胞：将孵育好的脂质体-基因混合物加入需要转染的
细胞培养物中。
细胞种类可以是哺乳动物细胞、脊椎动物细胞、细菌等。
5. 孵育细胞：将细胞培养物保持在适宜的培养条件下，孵育一定时间，让细胞充分吸收脂质体-基因复合物。
6. 收获转染细胞：经过一定时间的孵育后，可从培养物中收获转染细胞。
可以根据实验需要进行后续分析。
需要注意的是，脂质体转染的效率与脂质体组分、浓度、孵育时间、细胞类型等因素密切相关，需要进行参数优化才能达到较高的转染效果。
细胞的脂质体转染法和电穿孔法
细胞的脂质体转染法和电穿孔转染法（一）脂质体转染一、实验试剂及器材Lipofectamine® 3000 Transfection Reagent，质粒DNA(0.5-5 μg/μL储液)，Opti-MEM®减血清培养基，培养板，酒精灯，离心机，微量移液器，离心管等。
二、实验步骤1. 接种细胞至70－90%汇合度时转染；2. 使用Opti-MEM®减血清培养基稀释Lipofectamine® 3000试剂（2管），充分混匀（6孔板Opti-MEM®培养基为125 μL× 2，Lipofectamine® 3000为3.75和7.5 μL）；3. 在每管已稀释的Lipofectamine® 3000试剂中加入稀释的DNA（用P3000TM试剂稀释）（1:1比例）；4. 室温孵育5分钟；5. 加入DNA－脂质体复合物至细胞中；6. 37°C(PK-15在39°C下培养)孵育细胞2–4天，然后分析转染细胞。
三、注意事项1. 在无血清培养基（如Opti-MEM®减血清培养基）中制备DNA－Lipofectamine® 3000脂质体复合物，直接将其加入含细胞培养基的细胞中（在血清／抗生素存在或不存在时均可）；2. 转染后无需去除转染复合物或者更换／添加培养基；3. Lipofectamine® 3000试剂用量各有不同，测试推荐的两种浓度的Lipofectamine® 3000试剂，以确定最佳用量，开始新的转染；4. Lipofectamine® 3000试剂应放在4℃储存（切勿冷冻）。
附上Lipofectamine 3000 REagent Protocol：（二）电穿孔转染法一、实验试剂及器材BTX ECM2001®2001细胞电融合仪，细胞，胰蛋白酶，电转液，DMEM，培养板，离心机等。
脂质体介导转染法的原理与应用
６８ ７
４
Ｂｅ ｓＤ ａ Ｔ ｄ ￣ ｕ ｏ． ０ １ ２ ８ ４７ ｌ０ Ａ ｔ ￣ｎｓ ｌ ｎ １２０ ．２（ ）：５ 。
４ ６３
１ 脂 质 体 的 组 成 和 制 备 ． １ １ 组 成 脂 质 体 的 脂 类 ． 现 有 的商 业 化
脂质 体 均 为 阳离 子脂 类 与 中性 脂 类 的 复 合 体 ， Ｌｐ ｆｃＡ Ｎ Ｌｐｆｃｉ 等 ， 性 脂 如 ｉｏｅｔＭＩＥ、 ｉｏｅｔ ｎ 中 粪 多 为 二 油 酰 磷 脂 酰 乙 醇 胺 （ Ｐ 其 ＤＯ Ｅ） 中， 阳离子脂类 起 主要 作用 ， 过静 电作用 与 通 Ｄ Ａ形成 Ｄ Ａ 脂 复 合 体 并 引 导 Ｄ Ａ 进 入 Ｎ Ｎ 一 Ｎ 细胞 ； Ｐ ＤＯ Ｅ起 辅 助 作 用 ． 定 脂 质 和 胞 内促 稳 Ｄ ＮＡ释 放 ， 为 辅 助 脂 类 称 阳离子脂质 体 主要 分 ３类 ： １ （ ）人 工 合
关 键 词 ： 质 体 ； 离 子 脂 质 体 ； 染 脂 阳 转 中 图分 类 号 ： ８ ３ Ｑ １
脂 胺 Ｓ 为 已知 的 唯 一 纯 天 然 的 脂 类 阳离 Ａ，
子 脂 粪 根 据 所 转 的 细 胞 种 类 不 同 ， 在 细 胞 存 选 择 问 题 ， 可 能 与 细 胞 表 面差 异 有 关 这 １２ 脂 质 体 的 制 备 方 法 ． 磷 脂 在 水 中 能 与 水 相 互 作 用 自发 形 成 脂 膜 ， 此 制 备 脂 质 因 体 的 关 键 在 于 如 何 形 成 大 小 适 当 、 封 率 高 包 的 囊 泡 根 据 分 散 方 法 的 不 同 ， 备 方 法 分 制 为 机 械 分 散 法 （ 手 摇 法 、 声 波 法 等 ） 钙 如 超 、 融 合 法 、 机 溶 液 分 散 法 、 相 蒸 发 法 、 污 有 反 去 剂法等 。制备 的主要 步骤 为 ： １ （ ）将 脂 质 材 料溶于有 机相 中 ， 一 定条件下 去除溶剂 ， 在 使 脂 质 干 燥 形 成 薄 膜 ： ２）使 脂 质 分 散 形 成 所 （ 需 大 小 的 囊 泡 ； ３）包 裹 Ｄ Ａ； ４） 纯 化 脂 （ Ｎ （ 质 体 ；５ （ ）转 染 ： 为 了 获 得 满 意 的 脂 质 体 ， 需 要 综 合 利 用 上 述 方 法 手 摇 法 形 成 的 脂 质 体 是 多 层 囊 泡 ＭＬ Ｖ （ ｌｌｍ ｌ ｒｖｓ ｌ） 但 大 小 不 均 一 且 不 能 ｍｕｔａ ｅｌ ｅｉ ｅ ， ｉ ａ ｃ 保 护 Ｄ Ａ免受核 酸酶 的降解 。 Ｍ Ｖ经 超 声 Ｎ Ｌ 波 处 理 则 变 为 小 的 单 层 囊 泡 （ｍａｌ ｎｌｍｅ— ｓ ｌｕ ｉ ｌ ａ ｌｒｖｓ ｌｓＳ Ｖ） Ｕ ａ ｅｉ ｅ ，Ｕ 。Ｓ Ｖ体 积 小 ， 裹 效 率 低 ｃ 包 且 不 能 包 裹 较 大 分 子 量 的 核 酸 如 今 ， 用 运
细胞的脂质体转染法和电穿孔法
细胞的脂质体转染法和电穿孔转染法（一）脂质体转染一、实验试剂及器材Lipofectamine® 3000 Transfection Reagent，质粒DNA(0.5-5 μg/μL储液)，Opti-MEM®减血清培养基，培养板，酒精灯，离心机，微量移液器，离心管等。
二、实验步骤1. 接种细胞至70－90%汇合度时转染；2. 使用Opti-MEM®减血清培养基稀释Lipofectamine® 3000试剂（2管），充分混匀（6孔板Opti-MEM®培养基为125 μL× 2，Lipofectamine® 3000为3.75和7.5 μL）；3. 在每管已稀释的Lipofectamine® 3000试剂中加入稀释的DNA（用P3000TM试剂稀释）（1:1比例）；4. 室温孵育5分钟；5. 加入DNA－脂质体复合物至细胞中；6. 37°C(PK-15在39°C下培养)孵育细胞2–4天，然后分析转染细胞。
三、注意事项1. 在无血清培养基（如Opti-MEM®减血清培养基）中制备DNA－Lipofectamine® 3000脂质体复合物，直接将其加入含细胞培养基的细胞中（在血清／抗生素存在或不存在时均可）；2. 转染后无需去除转染复合物或者更换／添加培养基；3. Lipofectamine® 3000试剂用量各有不同，测试推荐的两种浓度的Lipofectamine® 3000试剂，以确定最佳用量，开始新的转染；4. Lipofectamine® 3000试剂应放在4℃储存（切勿冷冻）。
附上Lipofectamine 3000 REagent Protocol：（二）电穿孔转染法一、实验试剂及器材BTX ECM2001®2001细胞电融合仪，细胞，胰蛋白酶，电转液，DMEM，培养板，离心机等。
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脂质体转染的实验原理与操作步骤大全
日期:2012-06-25 来源:互联网作者:青岚点击:3644次
摘要:
细胞转染的方法主要包括:电穿孔法、显微注射、基因枪、磷酸钙共沉淀法、脂质体转染法、多种阳离子物质介导、病毒介导的转染等, 理想的细胞转染方法是具有高转染效率、对细胞的毒性作用小等, 本文主要介绍细胞转染常用的方法 -脂质体转染的原理和操作步骤等。
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细胞转染的方法主要包括:电穿孔法、显微注射、基因枪、磷酸钙共沉淀法、脂质体转染法、多种阳离子物质介导、病毒介导的转染等, 理想的细胞转染方法是具有高转染效率、对细胞的毒性作用小等,本文主要介绍细胞转染常用的方法 -脂质体转染的原理和操作步骤等。
脂质体 (lipofectin regeant, LR 试剂是阳离子脂质体 N-[1-2, 3-Dioleyoxy , Propyl]-n, n , n-Trimethylammonium Chloride(DOTMA和 Dioleoyl photidye-thanolamine(DOPE的混合物 [1:1(w/w]。
它适用于把 DNA 转染入悬浮或贴壁培养细胞中 ,是目前条件下最方便的转染方法之一。
转染率高,优于磷酸钙法,比它高
5~100倍,能把 DNA 和 RNA 转染到各种细胞。
用 LR 进行转染时, 首先需优化转染条件, 应找出该批 LR 对转染某一特定细胞适合的用量、作用时间等,对每批 LR 都要做:第一,先要固定一个 DNA 的量和DNA/LR混合物与细胞相互作用的时间, DNA 可从1~5μg和孵育时间 6小时开始,按这两个参数绘出相应 LR 需用量的曲线,再选用 LR 和 DNA 两者最佳的剂量,确定出转染时间 (2~24小时。
因 LR 对细胞有一定的毒性,转染时间以不超过 24小时为宜。
细胞种类:COS-7、 BHK 、 NIH3T3、 Hela 和 Jurkat 等任何一种细胞均可作为受体细胞。
一、脂质体 (liposome转染方法原理
脂质体 (liposome转染方法原理:脂质体 ((Iiposome作为体内和体外输送载体的工具, 已经研究的十分广泛,用合成的阳离子脂类包裹 DNA ,同样可以通过融合而进人细胞。
使用脂质体将 DNA 带人不同类型的真核细胞 ,与其它方法相比,有较高的效率和较好的重复性。
中性脂质体是利用脂质膜包裹 DNA ,借助脂质膜将 DNA 导入细胞膜内。
带正电的阳离子脂质体, DNA 并没有预先包埋在脂质体中,而是带负电的 DNA 自动结合到带正电的脂质体上,形成 DNA-阳离子脂质体复合物,从而吸附到带负电的细胞膜表面,经过内吞被导入细胞。
二、脂质体转染操作步骤
1、操作步骤 [方法一 ]:
(1细胞培养:取 6孔培养板 (或用 35mm 培养皿 ,向每孔中加入 2mL 含 1~2×105个细胞培养液, 37℃ CO2培养至 40%~60%汇合时 (汇合过分,转染后不利筛选细胞。
(2 转染液制备:在聚苯乙稀管中制备以下两液 (为转染每一个孔细胞所用的量 A 液:用不含血清培养基稀释 1-10μg DNA, 终量100μL, B 液:用不含血清培养基稀释 2-50μgLR, 终量100μL,轻轻混合 A 、 B 液,室温中置 10-15分钟 ,稍后会出现微浊现象,但并不妨碍转染 (如出现沉淀可能因 LR 或 DNA 浓度过高所致,应酌情减量。
(3转染准备:用 2mL 不含血清培养液漂洗两次,再加入 1mL 不含血清培养液。
(4转染:把 A/B复合物缓缓加入培养液中,摇匀, 37℃温箱置 6~24小时,吸除无血清转染液,换入正常培养液继续培养。
(5其余处理如观察、筛选、检测等与其它转染法相同。
注意:转染时切勿加血清,血清对转染效率有很大影响。
2、快速脂质体转染法操作步骤如下 [方法二 ]:
(1以 5×105细胞 /孔接种 6孔板 (或 35mm 培养皿培养 24小时,使其达到
50~60%板底面积。
(2在试管中配制 DNA/脂质体复合物方法如下:
①在 1mL 无血清 DMEM 中稀释 PSV2-neo 质粒 DNA 或供体 DNA 。
②旋转 1秒钟,再加入脂质体悬液,旋转。
③室温下放置 5~10分钟,使 DNA 结合在脂质体上。
(3弃去细胞中的旧液, 用 1mL 无血清 DMEM 洗细胞一次后弃去 ,向每孔中直接加入 1mL DNA/脂质体复合物, 37℃培养 3~5小时。
(4再于每孔中加入 20%FCS的 DMEM ,继续培养 14~24小时 ,
(5吸出 DMEM/DNA/脂质体混合物加入新鲜 10%FCS的 DMEM , 2mL/孔,再培养 24~48小时。
(6用细胞刮或消化法收集细胞,以备分析鉴定。
3、稳定的脂质体转染方法如下:
(1接种细胞同前,细胞长至 50%板底面积可用于转染。
(2DNA/脂质体复合物制备转染细胞同前 (2、 (3步骤。
(3在每孔中加入 1mL 、 20%FCS的 DMEM , 37℃培养 48小时。
(4吸出 DMEM , 用 G418选择培养液稀释细胞, 使细胞生长一定时间, 筛选转染克隆, 方法参照细胞克隆筛选法进行。
三、个人经验:
本人用的是 Invitrogen 公司的 Lipofectamine2000在 24孔板转染单层贴壁细
胞。
(别的方法可以参考生产商提供的 protocol
1、转染前 1天将 0.5~2×105细胞接种于 24孔培养板, 并加入 500ul 不含抗生
素的完全培养基,以保证转染时细胞汇合达 90~95%。
2、准备复合物
(1 将 0.8ug DNA稀释于 50ul 无血清无抗生素的培养液中轻轻浑匀。
(2 将 2ul Lipofectamine2000稀释于 50ul 无血清无抗生素的培养液中, 轻轻浑匀, 室温孵育 5分。
注意:必须在 25分内进行。
(3 5分后将它们混合,并轻轻浑匀,室温孵育 20分。
3、吸去培养板的培养基,用 PBS 或无血清培养基 (最好清洗细胞 2次。
4、将复合物 (总体积 100ul 加入培养孔,前后摇动培养板使其分布均匀。
5、将细胞放入培养箱孵育 4~6h 后,可以更换含血清培养液去除复合物 (也可不用。
6、 24~48h 后可以观察转入基因表达情况。
7、稳定转染:换含血清培养基 24h 后将细胞以 1:10(或更高比例传代, 1天后更换筛选培养基筛选。
8、优化:要保证细胞汇合率达 90~95%(比较高 ;DNA/ Lipofectamine2000比率 1: 0.5~1:5,一般细胞 1:2~3.
脂质体转染法的主要优点是可用将 DNA 转染至悬浮或者铁壁细胞培养、转染效率相对较高、对基因片段大小的限制较小等,但是
阳离子脂质体对细胞的毒性相对较高,为了防止其毒性,要摸索好如下实验条件:脂质体与质粒的比例、细胞转染时间等。
脂质体是由脂双分子层组成的颗粒, 可介导基因穿过细胞膜。
通过脂质体介导比利用病毒转导进行基因转移具有以下明显的优势:①脂质体与基因的复合过程
比较容易; ②易于大量生产; ③脂质体是非病毒性载体, 与细胞膜融合将目的基因导入细胞后, 脂质即被降解, 无毒, 无免疫原性; ④DNA 或 RNA 可得到保护, 不被灭活或被核酸酶降解; ⑤脂质体携带的基因可能转运至特定部位; ⑥体外和体内试验都表明,接近染色体大小的 DNA 片段也能被转运至宿主基因组中并增
长;⑦转染过程方便易行,重现性好。
脂质体是具有双层膜的封闭式粒子,自身聚集性脂类分子包封内水相介质, 可分为大、小多层, 寡多层和单室脂质体,医学应用较多为小单室脂质体。
基于脂质体作为药物载体系统的经验,理想的用于转运基因的脂质体,对于质粒 DNA 具有高包封率 , 保护 DNA 不被血浆核酶降解的特点, 它们粒径分布范围窄, 粒径平均为 100 nm或者更小。
为使脂质体接近血管外区域,故采用具有广泛的结合潜力脂类,这种特殊脂类可促进与细胞膜融合和 /或提高脂质体在循环系统中的
稳定性。
第 1种为传统上的脂质体, 人们可控制其体外行为, 但不能控制其体内行为,它们很快被灭活或被固定;第 2种为无活性脂质体(即不与外界作用, 由于聚合物包封于表面的立体稳定性而抑制其相互作用; 第 3种脂质体表面结合抗原、凝集素或其他基团,由于表面结合的特定配基,也可特定地相互作用;第 4种为反应活性脂质体,如离子型、靶敏感型和融合性脂质体,这种脂质体有时指相转变的多孔脂质体, 脂质体内有离子敏感亚基, Ca2+ 其他金属离子敏感性脂质体, 也包括阳离子脂质体, 阴离子脂质体。
阴离子脂质体不属于有反应活性类,但特殊的试验如试管内与相反电荷(多离子相互作用例子除外。
常规脂质体进入细胞转运 DNA 实验, 其原理是脂质体增强细胞体的聚集, 即加速大分子、荷电多的分子透过膜,该过程相当复杂,尤其在包封较大片段时, 在实践中这种技术只在体外使用且要用融合剂,荷电越多用途越少。
脂质体可用于转基因, 或制备的药物, 利用脂质体可以和细胞膜融合的特点, 将药物送入细胞内部。