细胞染色方法大全
细胞染色方法大全
欢迎阅读Hoechst染色:hoechst可以穿过活细胞膜与细胞核结合(主要为凋亡活细胞)在紫外光下将核染为蓝色.Hoechst染细胞核会影响共聚焦显微镜对该样本其他荧光的观察效果.hoechst有hoechest33342和hoechst33258两种hoechsts33258，hoechst33342二者区别不大，但是hoechst33342对细胞的毒性作用更小一些，所以一般来说hoechsts33258用于细胞固定后再染色，而hoechst33342则可以对活细胞直接进行染色！染色步骤PI用于细核染红.用PIPI单一外翻色荧光。
JC-1染色JC-1是一种阳离子染料，可以在线粒体内聚集，低浓度时主要以单体(monomer)存在，发射光以绿光(～525nm)为主；而在高浓度时则可以形成多聚体(aggregation)，发射光以红光(-590nm)为主。
线粒体本身存在一定的极性(polarization)，其外膜为负极，内膜为正极。
电位差由Ca2+、Na+和H+流调控。
当线粒体状态良好时对JC-l摄取量少，因而在线粒体内主要以单体的形式存在绿光强度/红光强度的比值较高。
在线粒体发生去极化(depolarization)时，线粒内JC-l的浓度较高，多以欢迎阅读多聚体的形式存在，绿光强度/红光强度的比值降低。
JC-1染色的绿光强度/红光强度仅取决于线粒体的膜电势(membranepotential)，而与线粒体的形态、体积和密度都无关，因而能更好地反映线粒体的功能状态。
由于凋亡发生的早期存在线粒体的去极性，因此，JC-1染色被用于检测凋亡的早期发生。
其实验方法如下。
JC-l染色非常简单。
首先可将成品JC-1以DMSO配成储存液(1～5mg/ml)，储存于-20℃，用时以10-30min收集红/490nm，发射：原理：用品：1.4%台盼蓝母液：称取4g台盼蓝，加少量蒸馏水研磨，加双蒸水至100ml，用滤纸过滤，4度保存。
细胞染色方法及原理
细胞染色方法及原理细胞染色是生物学的一个基础技术，它是在光学显微镜下观察和研究细胞形态和结构的重要手段。
细胞染色方法主要有两种：直接染色和间接染色。
直接染色是指将染料直接应用于细胞样本上，以染色剂与细胞内各种成分产生化学反应，使细胞的结构和形态得以显现。
间接染色则是先将染料应用于载玻片上的细胞样本，通过染色剂与样本内成分的亲和性，使样本中的目标分子标记出来，再用荧光显微镜等方法进行观察和分析。
直接染色直接染色法有许多种，其中比较常用的为H&E染色、吉姆萨染色、利伯曼染色、朗格(KOH)染色等。
H&E染色H&E染色是一种组织染色方法，通常用于病理学中观察组织切片的形态和结构。
这种染色方法基于酸性和碱性染料的亲和性，将形态和结构不同的细胞和组织的成分染色成不同的颜色，从而使它们在显微镜下易于区分和观察。
1. 组织切片烘干，清洁去除蜡垢。
2. 组织切片在浓甲醛中进行固定处理。
3. 组织切片在乙醇溶液中逐渐脱水。
6. 组织切片在染色盒中加入碱性染料碧基苏丹、酸性染料伊红，进行染色。
吉姆萨染色1. 细胞的悬液或细胞涂片，经过风干处理。
2. 片上加吉姆萨染色液。
3. 让染色液在室温下静置10-15分钟。
4. 加入相同容量的蒸馏水。
5. 充分洗去染色液。
6. 用红色染色液对细胞进行染色增强。
7. 最后再次漂洗片子。
利伯曼染色利伯曼染色方法基于利伯曼氏液体染色剂在酸性环境下与细胞成分之间的化学反应，此反应使得不同细胞成分在显微镜下呈现不同的颜色，从而可以隔离和观察各种细胞成分。
1. 细胞经过固定处理，去除胆碱酯酶和脂肪酶的影响。
2. 用pH3.5左右的利伯曼氏液体染色剂钙铵液溶解。
3. 细胞片在盐酸中进行处理，形成酸性条件。
4. 细胞片在液体染料中沉浸数小时，使其染色剂物质进入细胞内。
5. 染片在盐酸溶液中进行退色，清洗时间在20-30秒左右。
6. 将片子过水，并以乙醇调制为10%中度酸性溶液。
细胞各种染色方法1
细胞各种染色方法1细胞各种染色方法1细胞是生物体的基本结构单位，研究细胞结构和功能对于理解生命活动的基本原理具有重要意义。
而在细胞研究中，染色方法是最常用的一种技术手段之一、通过染色，可以使细胞内的各种器官、蛋白质、核酸等结构或分子可视化，从而更好地研究细胞的结构与功能。
下面介绍一些常用的细胞染色方法。
1.原位杂交染色原位杂交是一种通过特异性核酸探针与目标细胞中的特定DNA或RNA 序列结合，从而实现靶分子检测和定位的方法。
通过这种方法，可以查看细胞中特定基因或RNA的表达情况，从而揭示该基因或RNA在细胞中的作用。
在原位杂交染色中，探针可以用荧光标记或放射性同位素标记，并使用显微镜观察或放射性成像等方法进行检测。
2.免疫染色免疫染色是一种利用抗体与特定抗原结合的原理，对细胞或组织进行染色分析的方法。
由于抗体可以识别并结合到蛋白质、多肽、糖、核酸等生物分子上，所以免疫染色可以用于检测特定蛋白质或分子的存在和表达水平。
免疫染色可以通过荧光染色或酶标染色来实现，进一步结合显微镜观察和图像分析等方法，可以定量或定位地研究细胞内的各种分子。
3.组织化学染色组织化学染色是一种通过化学反应将细胞或组织中特定分子染色的方法。
常用的组织化学染色方法有哈维氏酸碱性染色、格里姆萨染色、伊红-Wright染色等。
这些染色方法可以用来观察细胞内的DNA、蛋白质、核酸以及细胞器等结构，并通过显微镜观察，从而对细胞和组织的结构和组成进行研究。
4.核酸染色核酸染色是一种利用荧光染料或放射性染料对DNA或RNA进行直接染色的方法。
通过核酸染色，可以观察到细胞和细胞核的形态、数量和分布情况，进而研究细胞的分裂、DNA合成和RNA转录等过程。
核酸染色方法包括荧光染色和核酸复合物染色等，其中荧光染色可用于显微观察，核酸复合物染色则可通过放射性成像等方法进行检测。
细胞染色是细胞生物学研究中非常重要的一种手段，通过染色可以使细胞内的各种结构与分子可视化，从而更好地研究细胞的结构与功能。
常用细胞染色方法
常用细胞染色方法
常用的细胞染色方法包括：
1.吉姆萨染色法：使用吉姆萨染料染色，可用于观察细胞核和细胞质的形态结构。
2.荧光染色法：使用荧光染料，通过荧光显微镜观察细胞内的特定结构、蛋白质或核酸等。
3.伊诺金染色法：使用伊诺金染料，主要用于显微镜下观察和鉴别细菌和真菌等微生物。
4.嗜酸染色法：使用嗜酸染料，能够染色细胞内的酸性结构和胞质。
5.嗜碱染色法：使用嗜碱染料，能够染色细胞内的碱性结构和胞质。
6.免疫组化染色法：利用特异性抗体与细胞中的特定蛋白质结合，再使用染料标记抗体来观察和定位细胞内的特定蛋白质。
7.核酸染色法：使用DNA或RNA特异性的染料，能够染色细胞内的核酸，常用于细胞周期和细胞分裂等研究。
8.血液细胞染色法：包括委氏染色法、中日染色法等，用于观察和鉴定血液细胞
类型和形态变化。
以上是一些常用的细胞染色方法，根据需要和研究目的的不同，可以选择合适的方法来观察和研究细胞。
血细胞的染色方法
血细胞的染色方法
血细胞的染色方法有以下几种：
1. Wright染色法：这是最常用的一种染色方法。
首先将薄片
经过固定、脱水、清洁等处理，然后放置在含有Wright染料
的溶液中染色，之后再用清水洗去多余的染料。
这种方法可以使红细胞呈粉红色，细胞核呈紫色。
2. Giemsa染色法：这种染色方法与Wright染色法类似，但染
料的浓度和染色时间稍有不同。
这种方法可以使红细胞呈橙红色，细胞核呈紫色。
3. 苏木精-伊红染色法：首先将薄片经过固定、脱水、清洁等
处理，然后将薄片放入苏木精溶液中染色，之后再用酒精漂洗，最后用伊红染料染色。
这种方法可以使红细胞呈红色，细胞核呈蓝色。
4. 嗜酸性染色法：这种方法可以用来染色嗜酸性粒细胞。
常用的嗜酸性染料有尤伯霉素、柠檬酸镉等。
5. 免疫染色法：这是一种利用抗体与细胞特定抗原的特异性结合来标记细胞的染色方法。
它可以用来检测一些特定的细胞类型或疾病标志物。
以上是一些常用的血细胞染色方法，在实际应用中选择染色方法会根据具体需要和目的来决定。
细胞各种染色方法
细胞各种染色方法细胞培养后，需要对其生长情况、形态甚至生物学性状进行连续地观察。
由于细胞小而复杂，若不借助适当的手段，则难以观察其形态、结构，更难发现细胞内各种组分的分子组成及功能。
目前，已有多种研究细胞的技术，从光镜到电子显微镜，从一般细胞化学法到免疫化学法，本章将重点介绍一些常用的观察和检测方法。
第一节培养细胞的常规检查和观察方法细胞在体外培养过程中需要每天进行常规检查和显微镜观察，及时了解细胞生长状态、数量改变、细胞形态、细胞有无移动、有无污染、培养液pH是否变酸、变黄是否更换等。
细胞常规检查观察的内容为：一、肉眼观察一般常规检查用肉眼即可观察，主要看培养液的颜色和透明度的变化。
正常情况下，培养液pH介于7.2～7.4之间，呈桃红色清亮透明。
加入细胞在培养瓶中置一般温箱培养时，随着细胞生长时间的延长，细胞代谢产生的酸性产物会使培养液pH值下降，引起颜色变浅变黄。
在超越缓冲范围后培养液酸化变黄，如不及时调节pH，会影响细胞的生长，甚至造成细胞退变死亡。
所以，一旦发现培养液变黄，应及时换液传代。
一般更换培养液的时间，依营养物的消耗而定，正常情况生长稳定的细胞2～3天换液一次，生长缓慢的细胞3～4天换液一次。
培养液中加Hepes或用5%CO2温箱培养可使pH维持稳定，利于细胞生长。
用含磷酸盐缓冲系统培养时，可因瓶及塞子漏气，CO2溢出，也可能由于培养瓶塞洗刷不洁、残留碱性物，使培养液变碱发红，只致使细胞难以生长，甚至死亡。
细胞换液传代后，若发现培养液很快变黄，要注意是否有细菌污染或培养器皿没有洗干净。
贴壁细胞培养时若出现混浊，多为污染。
悬浮培养的细胞，应将瓶竖起静置1小时，若培养基混浊示为污染，也可在显微镜下仔细观察有无污染现象出现。
二、显微镜观察生长良好的细胞，在显微镜下可观察到细胞透明度大，折光性强，轮廓不清。
相差显微镜观察时可见细胞部分细微结构。
若细胞生长状态不良，可见细胞轮廓增强，细胞折光性变弱，细胞胞质中出现空泡、脂滴和其他颗粒状物质，细胞之间空隙增大，细胞形态不规则，甚至失去原有细胞的特点，产生圆缩脱落，有时细胞表面及周围出现丝絮状物。
实验室做细胞常用的细胞固定及染色方法(详细)
实验室做细胞常用的细胞固定与染色方法一、爬片前盖玻片处理方法对于悬浮培养的细胞，在进行各种染色前常需先制备成涂片。
为了保证细胞在长时间的染色过程中不从载玻片脱落，必须使其牢固贴附于载玻片上。
在载玻片上涂布一层有助于细胞黏附的物质是经常采用的方法之一。
能促进细胞黏附的物质主要有多聚赖氨酸、铬矾明胶等，这里介绍多聚赖氨酸的涂布方法。
1、将载玻片用玻璃专用洗涤剂(如Decon)浸泡5min，间或振荡。
2、用自来水冲洗5min。
3、以1％盐酸—70％乙醇溶液浸泡5min。
4、烤箱干燥(至此即可用于普通染色)。
5、多聚L-赖氨酸(1:10溶于去离子水)浸泡5min，振荡。
6、入60℃烤箱1 h，或室温过夜干燥(用于细胞化学、免疫细胞化学及原位杂交细胞化学)。
二、细胞固定常用方法固定细胞的目的在于把组织和细胞的原有结构尽可能完整地保存下来，避免组织和细胞发生降解、自溶、腐败和变形等，使细胞和组织内的各种酶失去活性，防止细胞和组织的各种分子变性、解离，使细胞的化学物质和酶能准确定位，并在以后的处理和制片过程中亦不发生改变和破坏。
同时，固定还可使细胞的各部分易于着色，适于观察、长期保存和分析。
1.固定组织、细胞的基本原则：尽可能选用新鲜培养物；根据检测工具、对象、目的和要求选择固定剂和固定方法。
2.培养物的准备和固定前处理：各种细胞培养物，如双盖片悬滴培养物、悬液培养物、单层培养物和盖片单层培养物都可作固定材料。
对双盖片悬滴培养物和悬液培养物来说，常通过离心收集细胞，PBS漂洗2～3次后，备固定制片；对盖片单层培养物来说，将盖片从培养器皿中取出后，PBS液漂洗2～3次，以洗去血清和附着于细胞表面的残渣，备固定用。
3.常用固定液：常用的固定液分两类，一类是以单一化学物质配成的固定液，称简单固定液。
主要有甲醇、乙醇、甲醛、醋酸、丙酮、戊二醛、苦味酸、铬酸、重铬酸钾、氯化汞、氯化镉、四氧化锇(锇酸)。
另一类是用两种或两种以上化学物质配合成的固定液，称混合固定液。
细胞染色方法
一、形态学观察方法1、HE染色、光镜观察：凋亡细胞呈圆形，胞核深染，胞质浓缩，染色质成团块状，细胞表面有“出芽”现象。
2、丫啶橙（AO)染色，荧光显微镜观察：活细胞核呈黄绿色荧光，胞质呈红色荧光。
凋亡细胞核染色质呈黄绿色浓聚在核膜内侧，可见细胞膜呈泡状膨出及凋亡小体。
3、台盼蓝染色：如果细胞膜不完整、破裂，台盼蓝染料进入细胞，细胞变蓝，即为坏死。
如果细胞膜完整，细胞不为台盼蓝染色，则为正常细胞或凋亡细胞。
此方法对反映细胞膜的完整性，区别坏死细胞有一定的帮助。
4、透射电镜观察：可见凋亡细胞表面微绒毛消失，核染色质固缩、边集，常呈新月形，核膜皱褶，胞质紧实，细胞器集中，胞膜起泡或出“芽”及凋亡小体和凋亡小体被临近巨噬细胞吞噬现象。
二、DNA凝胶电泳（一）、检测原理细胞发生凋亡或坏死，其细胞DNA均发生断裂，细胞内小分子量DNA片断增加，高分子DNA减少，胞质内出现DNA片断。
但凋亡细胞DNA断裂点均有规律的发生在核小体之间，出现180－200bpDNA片断，而坏死细胞的DNA断裂点为无特征的杂乱片断，利用此特征可以确定群体细胞的死亡，并可与坏死细胞区别。
（二）结果判断正常活细胞DNA 电泳出现阶梯状（LADDER)条带；坏死细胞DNA电泳类似血抹片时的连续性条带。
三、酶联免疫吸附法（ELISA)核小体测定凋亡细胞的DNA断裂使细胞质内出现核小体。
核小体由组蛋白及其伴随的DNA片断组成，可由ELISA 法检测。
（一）检测步骤1、将凋亡细胞裂解后高速离心，其上清液中含有核小体；2、在微定量板上吸附组蛋白体’3、加上清夜使抗组蛋白抗体与核小体上的组蛋白结合‘4、加辣过氧化物酶标记的抗DNA抗体使之与核小体上的DNA结合’4、加酶的底物，测光吸收制。
（二）用途该法敏感性高，可检测5*100/ml个凋亡细胞。
可用于人、大鼠、小鼠的凋亡检测。
该法不需要特殊仪器，适合基层工作，但是不能精确测定凋亡细胞发生的绝多对量。
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染色步骤
PI (Propidium Iodide碘化丙啶)染色:是一种可对DNA染色的细胞核染色试剂，常用于细胞凋亡检测. 碘化丙啶（Propidium Iodide, PI）是一种核酸染料(红色），它不能透过完整的细胞膜，但凋亡中晚期的细胞和坏死细胞由于细胞膜通透性的增加，PI 能够透过细胞膜而使细胞核染红.用PI单一染色观测培养细胞，只能表示细胞的坏死情况，而不是凋亡（当然晚期凋亡PI亦可着色）。
但是如果您只是想知道细胞的死亡情况，而不是仔细区分坏死或凋亡，那么PI 单一染色也可以。
但是如果您一定要认定细胞的凋亡，那么PI单一染色显然不够！
annexin-v染色细胞凋亡早期,细胞膜标志发生改变.其中,磷脂酰丝氨酸(Annexin-V,PS)外翻 ,Annexin-V 在Ca+存在的条件下与其高亲和力特异性结合.这样,Annexin-v 染色阳性,表示细胞处于早期凋亡状态.Annexin-V结合不
同的荧光抗体,就可以利用流式细胞仪、荧光显微镜以及共聚焦激光扫描显微镜检测细胞凋亡的发生。
Annexin V用FITC标记发绿色荧光；如果用PE标记就发红色荧光。
JC-1染色 JC-1是一种阳离子染料，可以在线粒体内聚集，低浓度时主要以单体(monomer)存在，发射光以绿光(～525nm)为主；而在高浓度时则可以形成多聚体(aggregation)，发射光以红光(-590nm)为主。
线粒体本身存在一定的极性(polarization)，其外膜为负极，内膜为正极。
电位差由Ca2+、Na+和H+流调控。
当线粒体状态良好时对JC-l摄取量少，因而在线粒体内主要以单体的形式存在绿光强度/红光强度的比值较高。
在线粒体发生去极化(depolarization)时，线粒内JC-l的浓度较高，多以多聚体的形式存在，绿光强度/红光强度的比值降低。
JC-1染色的绿光强度/红光强度仅取决于线粒体的膜电势(membrane
potential)，而与线粒体的形态、体积和密度都无关，因而能更好地反映线粒体的功能状态。
由于凋亡发生的早期存在线粒体的去极性，因此，JC-1染色被用于检测凋亡的早期发生。
其实验方法如下。
JC-l染色非常简单。
首先可将成品JC-1以DMSO配成储存液(1～5mg/ml)，储存于-20℃，用时以培养液稀释至10ug/ml终浓度。
对贴壁细胞可以直接弃去培养液，漂洗细胞后直接加入染色液，10-30min后在荧光显微镜下或者激光共聚焦下观察。
线粒体状态好时细胞以绿色为主，当红光信号增强时，红绿相叠，以橙色为主。
该染色运用于悬浮细胞时还可以通过流式细胞仪进行检测，收集红/绿信号强度，计算其强度比。
钙黄绿素-AM(Calcein-AM):Calcein -AM本身并不是荧光分子，但通过活细胞内的酯酶作用，Calcein -AM能脱去AM基，产生的Calcein能发出强绿色荧光（激发：490 nm，发射：515 nm）。
因此Calcein -AM仅对活细胞染色
细胞活力鉴定——台盼蓝染色法
原理：
细胞损伤或死亡时，台盼蓝可穿透变性的细胞膜，与解体的DNA 结合，使其着色。
而活细胞能阻止染料进入细胞内。
故可以鉴别死细胞与活细胞。
用品：
1. 4%台盼蓝母液：称取4g台盼蓝，加少量蒸馏水研磨，加双蒸水至100ml，用滤纸过滤，4度保存。
使用时。
用PBS稀释至%。
2. 吸管、血细胞计数板、显微镜
步骤：
1、制备单细胞悬液。
并作适当稀释（106细胞/ml）
2、染色：细胞悬液与%台盼蓝溶液以9:1混合混匀。
3、计数：在三分钟内，用计数板分别计数活细胞和死细胞
结果统计：
镜下观察，死细胞被染成淡蓝色，而活细胞拒染。
根据下式求细胞活力：
活细胞率（%）= 活细胞总数/（活细胞总数+死细胞总数）×100
注意事项：台盼蓝染细胞时，时间不宜过长。
否则，部分活细胞也会着色，会干扰计数。
台盼蓝染色原理
通常认为细胞膜丧失完整性，细胞即可被认为已经死亡。
台盼蓝(Trypan Blue)是检测细胞膜完整性最常用的生物染色试剂。
健康的正常细胞能够排斥台盼蓝，而死亡的细胞，膜的完整性丧失，通透性增加，细胞可被台盼蓝染成蓝色。
依据此原理，细胞经台盼蓝染色后，可通过显微镜，直接镜下计数或拍照后计数，实现对细胞存活率比较精确的定量分析。
试述台盼蓝染发鉴别死活细胞的原理，试分析染色时间过长本来是活细胞也被染色的原因
死细胞的细胞膜无屏障作用，台盼蓝马上进入细胞而显蓝色。
活细胞细胞膜有选择透性，对台盼蓝的透性小，进入细胞慢。
若染色时间过长，台盼蓝可能通过胞吞或胞饮作用进入细胞。