神经生物学实验报告动物脑的立体定位专业技术
小鼠脑立体bregma 点定位
小鼠脑立体bregma 点定位摘要：1.小鼠脑立体定位概述2.脑立体定位仪器的应用3.脑立体定位操作方法与注意事项4.脑立体定位在实验研究中的重要性正文：【1】小鼠脑立体定位概述小鼠脑立体定位是一种在实验动物脑部进行精确操作的技术，广泛应用于神经科学、生理学、药理学等领域。
通过脑立体定位，研究者可以准确地找到脑内的特定结构，如神经元、血管和神经通路等，从而开展相关研究。
【2】脑立体定位仪器的应用脑立体定位仪器主要有单臂型、双臂型、数显型和数控型等不同类型。
这些仪器的设计使得操作更加灵活、简便，标配大鼠适配器。
脑立体定位仪的标尺由激光雕刻，清晰易读。
在实际操作中，研究人员可以根据需求选择合适的仪器型号。
【3】脑立体定位操作方法与注意事项进行脑立体定位操作时，首先需要对实验动物（如小鼠）进行麻醉，然后将其固定在脑立体定位仪上。
研究人员通过调整脑立体定位仪的臂和支架，使动物头部保持稳定。
在操作过程中，要确保动物的安全和舒适，避免因操作失误导致的动物受伤。
脑立体定位操作的关键是准确测量和调整仪器，使得实验针头或探针能够精确地到达预定的目标区域。
为了确保准确性，研究人员需要熟练掌握脑立体定位仪的使用方法，并熟悉小鼠脑部的解剖结构。
【4】脑立体定位在实验研究中的重要性小鼠脑立体定位在实验研究中的应用具有重要意义。
通过脑立体定位，研究人员可以精确地操纵脑部结构，如刺激神经元、注射药物或荧光标记等。
这有助于深入研究脑功能、神经网络和疾病机制，为神经系统疾病的治疗提供新思路和方法。
总之，小鼠脑立体定位是一种具有广泛应用价值的实验技术。
在实际操作中，研究人员需要熟练掌握脑立体定位仪器和操作方法，以确保实验的准确性和动物的安全。
立体定位技术
实验6 小动物脑立体定位技术一、实验目的1. 了解脑立体定位技术。
2. 掌握脑立体定位仪及脑图谱的使用方法。
二、实验原理脑立体定位技术被广泛的运用于脑的损毁、刺激和脑电记录的精确定位中，成为研究脑结构和功能必不可少的工具。
脑立体定位技术主要是使用脑立体定位仪作为定位仪器，利用某些颅骨外面的标志（如前囟、后囟、外耳道、眼眶、矢状缝等）或其它参考点所规定的三度坐标系统，来确定皮层下某些神经结构的位置，以便在非直视暴露下对其进行定向的刺激、破坏、注射药物、引导电位等研究，是神经解剖、神经生理、神经药理和神经外科等领域内的重要研究方法。
常用的实验动物，如大鼠、小鼠、猫等高等哺乳动物以及鸟类，其均有完全的外耳道，可用（耳棒）来定位。
在确定了颅外标记之后，就可按脑立体定位图谱所提供的数据进行定位操作。
三、实验器材江湾-Ⅰ型脑立体定位仪，MC-5微操作仪，常规手术器械，钻孔针，纱布，干棉球，酒精，0.4%戊巴比妥钠（麻醉剂，现配现用），生理盐水，1ml注射器，3%双氧水，小白鼠。
四、实验步骤1. 江湾Ⅰ型脑定位仪的使用1.1 校验仪器定位仪经过搬动或长期不用后，使用前需先加以校验。
重点是检验电极移动架各滑尺是否保持直角，可用三角板测定各滑尺所成的角度是否是直角；各衔接部与螺丝有没有松动；滑尺是否太松；检查主框两臂的平行情况；最后观察固定头的装置两侧对称程度，小框是否与主框平行。
检查仪器无故障后，可进行下列校验性操作：（1）将两侧耳杆柱旋松，在主框上前后滑动，然后再按照原规定刻度装好，看两侧耳杆尖是否完全对正。
（2）取下一侧耳杆，将一侧电极移动架装好，前后左右上下移动各滑尺，使装在电极夹上的金属定位针尖正对耳杆尖的中心，记下各滑尺的刻度读数，再卸下移动架再装上，并按上法测定耳杆尖的部位，记下三个滑尺的读数，反复操作取平均数首先将放置水平的脑立体定位仪上的两个滑道，按实验的要求调节好合适的高度后。
（3）然后再用水平尺调正好两个滑道的前后、左右水平。
动物学实验报告实验八小鼠的解剖与大脑定位
• 注意避开该处附近的小动脉和静脉，
• 随即用右手持镊子自切口向内扩大切口 并撑开创口，左手持小弯镊子，将位于 肾脏上面有脂肪组织包裹的粉黄色米粒 大小的肾上腺提起，然后用小剪刀将肾 上腺剪下。
• 注意：肾上腺的构造极为脆弱，为了避 免夹碎肾上腺导致肾上腺剥离不完全， 所以在剥离时要极为小心
肾上腺
Liver Spleen caecum
•
To cut mesentry connected between liver and stomach
Move stomach on the right hand side of a rat
•
Pink color pancreas is clearly found
• 雌性：雌性生殖腺（卵巢）、输卵 管、子宫、阴道、雌性生殖孔。
要求：操作规范，注意观察腹腔内脏的自然位置。
五、 作业：绘大脑皮层运动区控制部位图、内脏解剖 器官原位图，规范化标注各部分名称。
六、 报告、思考：各系统进化特征，详细描述操作过 程。
至动物沉睡，无运动能力；同时，准备乙 醚、棉球，需要时补充麻醉；
• 3、肾上腺摘除
• 取出小鼠，俯卧于蜡盘，在胸腰椎交界 处剪去背毛，用碘酒或者75%乙醇消毒 皮肤，沿背部正中线剪开皮肤约1-2cm， 使动物先向右侧卧倒，用小剪刀轻轻沿 左侧最后一根肋骨与脊柱之交点外侧剪 开肌肉；
• 注意：如果是行为学研究，所有器械需 要消毒-高温、新洁尔灭浸泡；
• 循环系统：
• 心脏、动脉 （左体动脉 弓）、
• 静脉,胸腺
右肾动脉
外颈动脉 内颈动脉 左颈动脉 椎动脉 肱动脉
肺动脉 左心室 右心室
肋间动脉
背大动脉 腹腔动脉 前肠系膜动脉
神经生物学实验报告-家兔大脑
神经生物学实验-家兔大脑实验一、实验目的1.记录家兔大脑皮层诱发电位；2.了解家兔大脑皮层运动区的刺激效应；3.学习去大脑方法。
二、实验原理大脑皮层诱发电位是指感觉传入系统受到刺激时，在大脑皮层上某一局限区域所引导的电位变化。
诱发电位一般由主反应、次反应和后发放三个部分组成：主反应（潜伏期：8~20ms ）出现在代表区中心，电位先正后负，反应突触前和突触后的电活动；次反应（潜伏期：30~80ms ）出现在代表区的周围区域，阈值较高，波形呈高幅正电位；后发放（次反应之后）是周期性、单向动作电位，可能是丘脑神经元周期性的电活动。
本实验是以适当的电刺激作用于左前肢的浅桡神经，在右侧大脑皮层的感觉区引导家兔的诱发电位。
用这种方法可以确定动物的皮层感觉区，在研究皮层机能定位上起着重要作用，但是在实验过程中需要考虑自发放电对诱发电位的影响。
由于大脑皮层随时都存在自发放电活动，诱发电位经常出现在自发电活动的背景上，为了减少自发放电的影响，我们可以利用电子平均装置，自发电位多次叠加，相互抵消（人的诱发电位），或者对实验动物深度麻醉，压抑自发放电活动的幅度。
大脑皮层运动区是躯体运动机能的高级中枢，电刺激该区的不同部位，可以引起躯体不同部位的肌肉运动。
人大脑皮层运动区的定位一般有交叉支配、倒置分布、区域大小与精细程度呈正比这三个原则。
除上面部肌受双侧皮层支配外，躯体其他部分肌肉则是受对侧皮层支配，同样除去头面部对应大脑皮层运动区是正立分布，躯体其他部分肌肉对应的大脑皮层运动区均为倒置分布。
从中脑四叠体的前、后丘之间切断脑干的动物，称去大脑动物。
在切断脑干前后丘的过程中，由于神经系统内，中脑以上水平的高级中枢对肌紧张的抑制作用被阻断，而中脑以下各级中枢对肌紧张的易化作用相对加强，因此出现了伸肌紧张亢进的现象。
动物表现为四肢图 1 诱发电位过程图 图 2 大脑皮层运动区交叉倒置僵直，头向后仰，尾向上翘的角弓反张状态，称为去大脑僵直。
脑神经系统实验实训报告
一、实验目的1. 了解哺乳类神经系统的基本结构；2. 掌握兔脑及脑神经根部的剥离技术；3. 观察脑神经系统的功能及反射现象。
二、实验材料与用具1. 实验材料：盐酸浸泡过的兔头标本、兔脑模型及示范标本；2. 实验用具：解剖盘、骨剪、解剖器、叩诊锤、棉签等。
三、实验内容与步骤1. 兔脑的解剖观察（1）将兔头标本置于解剖盘上，观察兔头的基本结构，包括颅骨、眼眶、鼻骨、牙齿等；（2）用骨剪将兔头颅骨剪开，暴露出脑部结构；（3）观察脑部结构，包括大脑、小脑、脑干、脊髓等；（4）观察脑神经根部的位置及形态。
2. 兔的脊神经和交感神经系统的示范（1）观察脊神经的起源、行程、分布及功能；（2）观察交感神经系统的组成、分布及功能；（3）通过解剖操作，掌握脊神经和交感神经系统的剥离技术。
3. 神经系统检查（1）观察脑神经的功能，包括视觉、听觉、嗅觉、味觉、触觉等；（2）观察运动系统，包括肌肉力量、肌张力、肌腱反射等；（3）观察感觉系统，包括痛觉、温觉、触觉等；（4）观察神经反射，包括浅反射、深反射等；（5）观察自主神经功能，包括心率、血压、出汗等。
4. 神经反射检查（1）使用叩诊锤，进行角膜反射、腹壁反射、肱二头肌反射、肱三头肌反射等浅反射检查；（2）使用棉签，进行跟腱反射、膝腱反射等深反射检查；（3）观察并记录反射结果，分析反射的异常情况。
四、实验结果与分析1. 兔脑解剖观察结果（1）兔脑主要由大脑、小脑、脑干、脊髓等组成；（2）脑神经根部分布于脑干周围，包括动眼神经、滑车神经、三叉神经、外展神经、面神经、副神经、舌咽神经、迷走神经等；（3）脊神经和交感神经系统的组成、分布及功能符合解剖学知识。
2. 神经系统检查结果（1）脑神经功能正常，未见异常；（2）运动系统功能正常，未见异常；（3）感觉系统功能正常，未见异常；（4）神经反射正常，未见异常；（5）自主神经功能正常，未见异常。
3. 神经反射检查结果（1）角膜反射、腹壁反射、肱二头肌反射、肱三头肌反射等浅反射正常；（2）跟腱反射、膝腱反射等深反射正常。
神经生物学实验
体激活后第二信使、G 蛋白、膜离子流、调控蛋白及
产生磷酸化和脱磷酸化等各种反应的酶变化；
图 2 LTP 电位示意图
⑶突触前或突触后结构的可塑性，包ห้องสมุดไป่ตู้突触前树突棘体积增大，数目增多 ，
突触界面扩大及突触后致密物质增大增厚等；
⑷非神经元修饰：如胶质细胞及胶质-神经元相互作用的变化；
⑸上述某些变化或所有变化的综合表现。
（蔡 葵）
6
实习二 大鼠海马 LTP 的实验观察
1. LTP 的基本概念
LTP(long-term potentiation, 长时程增强), 对突触前神经元进行高频强直
电刺激后导致突触后神经元产生突触传递效应增强的现象，该效应可持续一
个小时以上，其具体表现为：
①峰电位幅值增大；
②潜伏期缩短；
③兴奋性突触后电位(EPSP)幅值增大；
兔脑：兔的头部固定在脑定位仪上时，其前囟(Bregma，即冠状缝与矢 状缝的交点)比λ(人字缝与矢状缝的交点)高 1.5mm，在这种情况下，以通过 前囟的水平面作参考平面，而以在该平面下 12mm 处的水平面作为水平标准 平面(HO, 零平面)，在此平面上方为 V+，在此平面下方为 V-。经过前囟并 与矢状缝垂直又与水平面垂直的面，作为额面标准平面(APO)，在此平面之 前为 AP+，在此平面之后为 AP-。
单管玻璃微电极是一根尖端开口很细的硬质玻璃管，内充电解质溶液作 为电极。由于电解质溶液可以导电，利用单管玻璃微电极可以记录到中枢神 经系统神经元的电活动。用于细胞内记录的微电极，其尖端直径应小于 0.5mm，尖端的倾斜度应相当缓和，以免穿入细胞膜时造成大的伤害。这种 微电极适合于从细胞内引导电活动和测量膜电位。用于细胞外记录的微电 极，其尖端直径约在 1~5mm。一般认为尖端内径 1~4mm 的玻璃微电极适宜 于记录神经元胞体的电活动。微电极的长度应视需要而定，但插入脑组织内 的部分不宜太粗，以免插入时造成显著的损伤。制作玻璃微电极应选用熔点 高，化学稳定性高，电阻率高和膨胀系数低的硬质玻璃管。国外常用 Pyrex 玻璃管，国内一般采用 GG17 和 95 玻璃管。 3.3.2 多管玻璃微电极
神经科学实验实习总结
神经科学实验实习总结神经科学实验实习是我作为一名神经科学专业的学生所必须完成的一项重要课程。
通过实验实习，我得以亲身参与神经科学领域的研究，并且深入了解和掌握实验操作技巧以及相关的理论知识。
在这篇文章中，我将分享我的神经科学实验实习总结，包括实验过程、结果分析以及对未来研究的展望。
实验一：电生理技术在神经活动研究中的应用在这个实验中，我们使用了多通道电生理记录技术来研究小鼠的视觉系统。
我们通过植入微电极阵列到小鼠视觉皮层，并利用电生理信号记录来观察小鼠在不同视觉刺激下脑电活动的变化。
我们的实验结果表明，视觉皮层神经元在不同刺激下呈现出明显的活动模式变化，这与小鼠的视觉行为相吻合。
通过这个实验，我深入了解了电生理技术在神经活动研究中的重要作用，并且培养了分析实验数据的能力。
实验二：影像技术在神经解剖研究中的应用在这个实验中，我们使用了MRI技术来研究大脑解剖结构。
通过对大脑结构的三维重建图像以及功能连接分析，我们揭示了不同脑区之间的神经网络连接模式。
我们的研究发现，不同脑区之间的连接模式与特定功能任务有关，这为深入理解脑功能提供了重要线索。
通过这个实验，我学会了运用影像技术来揭示大脑结构与功能之间的关系，并且对未来的脑科学研究有了更深入的了解。
实验三：分子生物学技术在神经遗传学研究中的应用在这个实验中，我们利用基因编辑技术和蛋白表达分析来研究特定基因对神经系统发育和功能的影响。
我们通过对小鼠模型进行基因敲除或过表达，观察小鼠行为表现以及神经元的形态与功能变化。
我们的实验结果显示，特定基因的异常表达会导致神经系统功能失调，这为相关疾病的机制研究提供了重要的线索。
通过这个实验，我了解到了分子生物学技术在神经遗传学研究中的关键作用，并且培养了实验设计和数据分析的能力。
综上所述，神经科学实验实习为我提供了宝贵的科研机会和实践经验。
通过参与实验，我不仅学到了神经科学领域的理论知识和实验技术，还培养了科学思维和团队合作能力。
大脑立体定位实验报告
一、实验目的1. 理解大脑立体定位技术的原理和操作步骤。
2. 掌握使用脑立体定位仪进行大脑皮层下结构定位的方法。
3. 学习如何通过立体定位技术进行神经解剖和神经生理研究。
二、实验原理大脑立体定位技术是一种精确的神经解剖和神经生理研究方法，它通过三维坐标系统来确定大脑皮层下结构的位置。
这种方法结合了脑部解剖学、影像学技术和立体定位仪，能够在非侵入性的条件下对大脑进行精确的定位。
三、实验材料1. 脑立体定位仪2. 大鼠脑部解剖模型3. 影像学数据（如MRI或CT）4. 计算机软件（用于数据处理和分析）四、实验方法1. 准备工作：- 将大鼠脑部解剖模型放置在脑立体定位仪的载物台上。
- 调整立体定位仪，使其X、Y、Z轴与大脑的解剖坐标轴对齐。
2. 图像导入：- 将大鼠脑部影像学数据导入计算机软件。
- 在软件中调整图像，使其与脑立体定位仪上的解剖模型对齐。
3. 定位：- 根据影像学数据和解剖模型，确定目标结构的坐标。
- 使用脑立体定位仪的微调功能，将手术针或电极精确地定位到目标结构。
4. 验证：- 通过显微镜观察手术针或电极的位置，确认其是否准确到达目标结构。
- 进行必要的生理或生化实验，验证定位的准确性。
五、实验结果本实验成功地将大鼠大脑皮层下结构（如纹状体、海马体等）进行了精确的立体定位。
通过脑立体定位仪和影像学数据，我们能够清晰地看到目标结构的形态和位置，并通过手术针或电极进行精确的操作。
六、讨论1. 大脑立体定位技术的优势：- 精确性：立体定位技术能够将大脑结构的位置精确到微米级别。
- 非侵入性：通过影像学数据和立体定位仪，可以在非侵入性的条件下进行操作。
- 应用广泛：立体定位技术可以应用于神经解剖、神经生理、神经药理和神经外科等领域。
2. 实验结果分析：- 本实验中，我们成功地将大鼠大脑皮层下结构进行了精确的定位，为后续的神经科学研究提供了重要的基础。
- 通过实验结果的验证，我们证明了大脑立体定位技术的可靠性和有效性。
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脑立体定位技术及切片制备
一、实验目的
通过本实验,了解动物脑立体定位及切片制备,并基本掌握动物脑立体定位技术及切片制作。
二、实验设备及要求
实验分两部分：
Ⅰ大鼠脑立体定位（纹状体）
［器材和药品]
立体定位仪、10％水合氯醛溶液、1ml注射器、手术刀、粗剪刀、组织剪、
止血钳、牙科钻或骨钻、金属定位针、脱脂棉花、３%双氧水（H
2O
2
)、生理盐水、
75%酒精,墨水。
[实验动物]
雄性SD大鼠（200-300 g）
Ⅱ大鼠脑切片制备
[器材和药品］
器械:手术刀、组织剪、止血钳、咬骨钳、无齿钳、5ｍｌ注射器、6号针头、灌注瓶、恒冷切片机
液体：４％多聚甲醛溶液
三、实验步骤
Ⅰ大鼠脑立体定位(纹状体）
1. 立体定位仪的一般校验
2. 动物麻醉：动物称重后,水合氯醛溶液按３.6ｍl／kg作腹腔注射麻醉。
3．头部固定:
(1）插入耳棒：先将一侧耳棒轻轻插入外耳道，碰到骨性外耳道底后固定耳棒，继之同样插入固定另一耳棒。
检查大鼠头部固定是否稳定，松斜，两侧耳棒刻度是否对称,轻移耳棒使两侧刻度一致头位完全居中,再次固定耳棒。
三个标准检测是否固定成功：鼻对正中,头部不动,提尾不掉。
（２)固定上颌:将大鼠的上门牙塞进上齿固定板的槽内，旋紧螺丝。
从各方向推压动物头部,均不应出现移动。
通过定位针的测量调节前后囟在同一矢状线上,并使前后囟在同一水平线上。
4．开颅：剪去头部的毛，用７5％酒精棉球作头部皮肤的消毒,沿矢状缝作切口,剥离筋膜及肌肉，推开骨膜,并用3%双氧水洗净，用干棉球擦拭，暴露骨缝,止血。
5．脑内核团定位:
（１)根据脑图谱,确定所要纹状体的立体位置，(纹状体:前囟前1 ｍm, 旁开2．5 mm, 深 3．5 mm)。
（2)用定位针参照中线和前后囟在颅骨上标记进针的部位后,在指定位置钻孔,有突破(落空)感后，停止钻孔。
６. 定位标记及组织学鉴定:
(１）定位标记:根据定位坐标,插入微量注射针，注入染料。
（2)组织学鉴定：动物处死后，大鼠用左心室—主动脉插管（右心室开孔,便于灌洗液流出）,先后用生理盐水和4％多聚甲醛溶液灌流固定, 取脑作冰冻连续切片,观察确定注射位置是否准确。
(第二部分实验详述)
Ⅱ大鼠脑切片制备
1. 组织固定（灌注固定)
（1）减开胸腔，暴露心脏
(２）将注射针头插入左心室,减开右心耳
（３)放松输液管夹,先用生理盐水冲去血液,直至右心耳流出液体清亮无色（一般原则灌洗量不宜过多,灌洗时间不宜长。
大鼠一般10０ml) （4）换以固定液继续灌流，先快后慢,固定液的量,大鼠一般为300-５00ml 左右
(５)开颅取脑，固定→切片
2．切片
切片刀的安置:刀的刃面与组织切面之间应有一定的角度,称为余隙角ａ。
余隙角一般在2~５
组织冷冻:冷冻适度,过冷可致切片横向断裂、冷冻不足，切片容易厚薄不匀
切片：动作连贯
四、实验结果
了解了脑立体定位仪及切片制备基础知识,并在团队合作下完成了大鼠脑立体定位（纹状体)，以染料定位，以组学鉴定（切片）观察定位结果。
本次试验定位空间上深度稍微欠妥，染料着色正常,切片制备正常。
五、讨论分析
立体定位技术指利用颅骨的标志/参考点，确定皮层下某些神经结构的位置,对脑进行定向的刺激、破坏、药物注射、引导电位等研究。
为此,掌握这门技术对于日后研究工作有非常大的帮助。
本次实验注意点有如下:
①大鼠固定：实验开始前,我们一直尝试用耳杆进行固定，但始终不能对齐。
最后在老师的指导下,我们使用了耳杆适配器，很轻松的便完成了固定。
②游标卡尺在使用时一定注意记录读数，便于后期再次定位。
③注射染料时，速度一定要慢,给予组织充分的时间去吸收，不然极易导致染料冒出。
④微量注射针刺入大脑时，应注以针尖中后段为准,避免插入深度不足。
⑤取大脑时，为了不伤及脑组织，应从脊髓处入手；并在基本暴露大脑后,用钳子一并取出脑组织。
⑥切片时，镊子等工具使用完后应放回操作箱中保温；且切片取出后，应迅速将切片放入指定位置，以免融化。
此外,本次试验也有一些小的疑惑需要进行讨论:
①介于大鼠露骨较脆，可否不进行钻孔直接通过微量注射针打入染料。
此法可以避免因移动坐标尺导致的误差,同时也可以保证颅骨处于封闭状态避免染料冒出。
②本次实验采用的取大脑方法极易损坏小脑，不利于小脑相关实验的使用。
实验者：丁力
学号:142112200３6
日期:2０14-9-27。