动物实验概述
动物实验.doc

动物实验一、动物实验的分类1、按动物实验的时间长短(1)急性实验(2天以内)(2)亚急性实验(1~4周)(3)慢性实验(2~6个月或更长时间甚至整个生命期)急性实验:在麻醉或清醒状态下进行实验研究,实验结束后马上初死,一般对动物做了较大的手术慢性实验:通过手术或特定处理,造成某种预期的病理状态,然后再详细进行较长时期研究的实验。
2、动物实验按机体水平不同的可分为在体实验离体实验二、常用动物的种类和特点:豚鼠、仓鼠、家兔、犬1、过敏反应或变态反应的研究直接用豚鼠:动物致敏反应大小顺序为:豚鼠〉家兔〉狗〉小鼠〉猫。
2、以呕吐反应为指标的实验研究最好用猫狗,不用食草动物。
如:兔、豚鼠不易产生呕吐。
3、外界环境因素对机体致热反应的研究最好用兔,次用猫。
4、做高血压病理模型用狗、大鼠、兔。
因为它们与人类的高血压有许多相似之处。
5、研究化学致癌作用时,用大鼠、小鼠,而且不同种系的小鼠发病率不同,甚至有的种系有自发性癌肿。
6、研究气体等物质对黏膜的刺激时用猫。
7、研究毒物对皮肤的局部作用时,用豚鼠、兔。
8、研究毒性物质对脏器的毒性时,用小鼠。
9、兔、狗、鸡、鸽最易形成动脉粥样硬化病变。
10、研究放射性物质致癌时,用狗、猴、大小鼠。
11、研究烧伤机理时,用猪,次用兔、狗、小鼠。
12、消化道分泌活动的研究时,用狗、猫,特别是狗。
13、在观察减压神经的作用时,只能用兔。
14、须摘甲状腺的手术时,用狗。
15、胰腺的切除、移植等用狗。
兔的较分散。
16、马和大鼠无胆囊。
一般动物都有。
17、免疫学实验常用青紫兰兔子后肢膕窝部有一个粗大的淋巴结。
18、大小鼠的子宫生长的很快,常用于避孕药物的研究。
三、常用体液标本的采集:(一)动物的取血方法1、采集血液:根据用血量多少1)微量取血,少于0.5ml:小鼠断尾、眶静脉取血;眼球摘除法;2)少量取血,0.5ml -2ml:兔耳缘静脉、狗贵要静脉取血;3)大量取血,大于5ml:大鼠腹主动脉取血、心室内取血、颈动脉、股动脉取血。
实验动物学概述管理遗传

第二章 实验动物管理与发展状况
五、实验动物从业人员应具备的职业道德 1、正确认识和对待实验动物科技工作,热爱实验动物事业。 2、自觉遵守实验动物各项法规、标准和管理规定。 3、自觉遵守科技工作者应遵守的职业道德。 4、爱护实验动物、善待生命,注重实验动物福利要求,遵守动物实验伦理规范。 5、认真钻研业务,具有扎实的专业基础理论和技能。 6、实事求是,注重信誉和承诺。 7、科学严谨,态度认真,不弄虚作假。 8、团结互助,乐意助人,热心服务。 9、重视防护和生物安全,不污染环境,遵守社会公德。
人才培训体系 网上考试平台
资质评价
已完成 执行中 2006 启动 未启动
第二章 实验动物管理与发展状况
黑龙江 北京
实验动 物种子 中心和 种源基 地分布
图
四川
江 苏 上海
云南
贵州 广西
广东
海南
实验动物种质资源数据与信息 共享平台
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第二章 实验动物管理与发展状况
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第二章 实验动物管理与发展状况
其中的重要作用?
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第二章 实验动物管理与发展状况
一、国际上实验动物管理与发展概况 (一)实验动物标准化管理
1950年成立了美国实验动物科学学会; 1952年,日本成立了实验动物中央研究所,专门从事实验动物标准化工作; 1956年,联合国科教文组织、国际医学组织、国际生物学协会共同发起成立了“实验动物国 际委员会”,后更名为国际实验动物协会; 1956年,美国开始建立“实验动物饲养与应用认可程序”,为实验动物研究的专业性提供了 标准化的程序; 1961年,加拿大生物联合会建立了动物管理常务委员会,开始实验动物饲养管理标准化工作。
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第二章 实验动物管理与发展状况
动物实验及报告编写要求附模板

动物实验报告要求第一部分:动物实验概述应提供—个动物试验的主要内容提要,该提要应包括动物试验题目、研究小组成员、试验动物和研究产品的名称、试验用器械或药物的适应症、试验时间、试验目的、试验方法、试验研究动物、诊断及进入研究的主要标准、试验的产品信息、剂量、给药方式及批号、治疗持续时间、参考的治疗、剂量、给药方式及批号、评价标准(有效性、安全性)、统计方法、实验结论(效能结论、安全性结论、结论)及报告日期。
该提要应包括表明结果的数字资料,而不仅仅是文字和P值。
第二部分:实验内容(一)动物实验一般资料(动物类别选择实验用动物的入选标准和数量、试验用产品等):(二)动物实验试验方法;(三)所采用的统计方法及评价方法;(四)动物实验评价标准;(五)动物实验试验结果;(六)动物实验试验中发现的副作用及其处理情况;(七)动物实验试验效果分析;(八)动物实验试验验结论;第三部分:实验(一)实验名称:要能够明确表达试验内容;(二)实验目的:要直截了当的说明为什么要进行这个试验,解决什么问题,具有什么意义;(三)试验器材:所有仪器、材料应介绍齐全;所用材料、试剂、诱导物对动物有无危害影响说明。
(四)实验动物的选取(动物种类,性别,体重,年龄,品系,级别,健康状况,动物来源及其合格证号);(五)分析可能影响到动物试验结果准确性的因素以保证试验结果的准确性、可靠性和重复性(环境因素;理化因素;营养因素;居住因素;同种动物间因素;异种动物间因素);(六)动物实验设计与分组(是否符合对照性、一致性、重复性三原则;该试验选取了什么设计方法,比如单组比较设计、配对比较设计等等;动物随机分组方法应具体描述,如分为两组或者三组或者每个动物一组时具体的操作方法,切忌不可简单的“随机”二字就带过)。
第三,实验基本技术的描述,包括:(一)实验动物的抓取与固定(哺乳类与非哺乳类动物的方法不同);(二)动物的编号、标记(临时性、半永久性及永久性标记)及去毛(剪毛法、拔毛法、剃毛法、脱毛法);(三)若该试验中动物需要麻醉,则采用了何种麻醉类型与方法(全身麻醉方法、局部麻醉方法)以及麻醉药物与麻醉剂用量(挥发性麻醉剂、非挥发性麻醉剂),若过量麻醉,复苏和抢救措施是如何实施的;(四)动物的给药途径与方法:根据不同的实验目的、动物种类、药物类型来决定动物的给药途径与方法;(五)动物血液的采集方法(不同部位);(六)动物各种体液的采集方法(不同部位);(七)常见观察指标的测定与检查方法(生理指标测定方法;生化指标测定方法;血液学指标测定与检查方法;免疫学指标测定方法);(八)受试动物的动物实验检查方法(一般检查内容及方法;系统检查及方法;动物脏器组织的活检方法)。
《动物生理学实验》课件

实验展望与未来发展方向
新技术应用
未来可以将更多新技术引入动物 生理学实验,如虚拟现实技术、 人工智能等,提高实验的智能化
和自动化水平。
实验内容拓展
可以进一步拓展实验内容,研究 动物生理系统的更多细节,更深
入地揭示动物生理机制。
加强跨学科合作
可以加强与其他相关学科的合作 ,如生物化学材料科学等,开展
跨学科的综合性研究。
THANK YOU
感谢聆听
100%
实验图像
拍摄或记录实验过程中的图像或 视频,以便后续分析。
80%
实验表格
整理实验数据,制作清晰明了的 表格,方便查看和对比。
实验结果分析方法
统计分析
运用统计学方法对实验数据进 行处理和分析,如计算平均值 、标准差、相关性分析等。
图表制作
将实验数据以图表形式呈现, 如折线图、柱状图、饼图等, 直观展示数据变化趋势。
手术器械的使用
根据手术需要选择合适的器械,遵循无菌操作原 则,确保手术顺利进行。
实验仪器保养维护
生理信号放大器的保养
定期清洁电路板和外壳,保持干燥,避免潮 湿。
注射器的保养
每次使用后清洗干净,干燥保存,避免锈蚀 。
刺激器的保养
定期检查电极和线路是否完好,避免破损或 老化。
手术器械的保养
每次使用后清洗干净,消毒灭菌,妥善保管 ,避免损坏。
伦理考虑
确保实验动物的福利,遵循伦 理原则,避免不必要的痛苦和 伤害。
法律限制
遵守相关法律法规,确保实验 动物来源合法。
实验动物饲养管理
01 饲养环境 提供适宜的温湿度、光照、通风等环境条件,确保动 物健康。
02 饲料与饮水 提供营养均衡的饲料和清洁饮用水,保持动物良好的 营养状况。
第二讲整体动物试验概述

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例3:按100g体重动物每日摄食量10g计算,如何配制饲料?
剂量组: 4000mg/kg 400mg/kg 40mg/kg
400mg/100g 饲料中 受试物含量:400mg/10g饲料
(4%) 200g大鼠 20g饲料
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第二节 动物实验基本要素
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动物实验基本要素:
受试因素
受试对象
实验效应
(研究因素) (处理因素)
(受试动物 )
(生物学特征改变)
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一、受试因素(受试物) 1. 受试物溶液配制 溶剂和助溶剂要求: 1.不与受试物发生化学反应; 2.不对实验效应产生影响; 3.在使用中不发生降解; 4.不影响受试物稳定性。 常用溶剂与助溶剂: 1.溶剂: 水(生理盐水、蒸馏水等) 植物油(玉米油、橄榄油等) 2.助溶剂: 吐温-80或吐温85 羧甲基纤维素、月桂醇硫酸钠等 受试物配制方法:
A.等体积不等浓度药液配制 例1:按1ml/100g体重灌胃量,如何配制受试物药液?
剂量组:1000mg/kg 100mg/kg 10mg/kg
100mg/100g
受试物浓度:100mg/1ml 10mg/1ml 1mg/1ml
200g大鼠
2ml
2ml
2ml
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B.等浓度不等体积药液配制 例2:按1ml/100g体重灌胃量,如何配制受试物药液?
“没有对活体动物的实验研究,人们无法 认识活体人的各种生命现象”
3
(弗朗西斯.佩顿.鲁斯)
1966年诺贝尔生理或医学奖获得者 4
洛克菲勒(美) Francis Peyton Rous(1879-1970)at the Rockefeller Institute for Medical Research in the US had isolated, from chickens, Rous sarcoma(retro)virus (RSV), which caused tumours in animals. Rous went on to pioneer research into the rabbit papilloma virus and its interactions with chemical carcinogens in the 1930s, and received a Nobel Prize for his work in 1966. In the early 1960s Ludwig Gross in New York demonstrated that retroviruses caused tumours in mice and rats.
动物实验定义

动物实验定义
动物实验是指在科学研究、医学探索、药物研发等领域中,使用动物作为实验对象,进行一系列的实验操作和观察,以获得相关数据和信息,并进一步推进科学技术的发展和进步。
动物实验通常分为基础研究和应用研究两种类型,其中基础研究主要是为了探索动物生物学、生理学等方面的知识,而应用研究则更加注重将实验结果转化成现实中的应用和治疗效果。
动物实验广泛应用于医学、生物学、化学、环境科学等领域,但其同时也引发了一些道德和伦理的争议,需要在实验过程中考虑动物福利和权益的保护。
- 1 -。
动物学实验部分(纲要)

实验部分实验一动物组织的观察实验属性:必做实验类型:验证性实验学时:2学时实验目的:掌握动物4类组织的结构特点及其与功能的关系实验要求:使学生对4类组织的微观结构有了初步的了解实验内容:观察动物4类组织的切片并绘单层扁平上皮图;总结三种肌纤维的异同点。
实验二原生动物综合实验实验属性:必做实验类型:综合性实验学时:2学时实验目的:1.通过实验,进一步认识和理解原生动物的单个细胞是一具完整的能独立生活的动物有机体。
2.认识原生质具有应激性;了解草履虫的科学研究价值。
实验要求:学习对运动活泼的微型动物的观察和实验方法;了解草履虫的形态结构。
实验内容:草履虫临时装片的制备并观察;绘草履虫图,并标出各部结构名称。
实验三鲫(或鲤)的外形观察和内部解剖实验属性:必做实验类型:验证性实验学时:3学时实验目的:通过对鲤鱼(鲫鱼)的结构观察,了解硬骨鱼类的主要特征以及鱼类适应于水生生活的形态结构特征;实验要求:学习硬骨鱼外形观察、内部解剖的基本操作方法。
实验内容:观察鲫(或鲤)的外形并对各部结构进行测量、记录;解剖鲫(或鲤)并对内部结构进行观察。
实验四蛙的外形观察和内部解剖实验属性:必做实验类型:验证性实验学时:3学时实验目的:1.通过对蟾蜍(或蛙)外形和内部解剖观察,了解脊椎动物由水生到陆生的过渡中,两栖类在形态结构、内部构造和功能上所表现出的初步适应陆生生活的特征。
2.并学习双毁髓处死蟾蜍的方法,掌握一般解剖技术。
实验要求:学习双毁髓处死蟾蜍(或蛙)的方法,掌握一般解剖技术;学习蟾蜍(或蛙)外形观察、内部解剖的基本操作方法。
实验内容:观察蟾蜍(或蛙)外形和内部解剖结构;总结蟾蜍(或蛙)对陆生生活的初步适应及其不完善性;绘制蟾蜍(或蛙)的解剖原位图,并注明各部位名称。
实验五家鸽的外形观察及内部解剖实验属性:必做实验类型:验证性实验学时:3学时实验目的:1.通过对家鸽外部形态及内部解剖观察,认识鸟类各系统的基本结构及其适应于飞翔生活的主要特征;2.同时学习解剖鸟类的方法。
动物实验概述

实例2
用动物(犬)试验研究针刺“人中穴”对血压的 影响的实验组设计:
无针刺(正常)-阴性对照组
针刺(非人中穴)-试验对照 针刺人中穴-处理组
不同处理水平
(针刺频率与强度)
实例评述(实例摘自《毒理学杂志》第20卷第4期,2006)
用动物实验研究“沙棘油对汞诱导大鼠肝肾氧化 损伤的影响”的实验组设计:
阴性对照组(生理盐水)
与对照组比较有氧化损伤:
汞处理组(皮下注射2.5mg/kg) 肝脏GSH↓、
SOD↓、GSH-Px↓、
沙棘油(灌胃5.0mg/kg)+汞处理M组D(A↑皮下注射2.5mg/kg)
实验设计问题:
与汞处理组比较:肝脏GSH-Px↑
①沙棘油对实验效应的单独作用?experimental response)
是指受试因素引起受试动物出现某种质效应的个体 数在群体中所占的比率,即受试动物群体在受试因素的 作用下出现某种质效应个体的频率。或受试因素引起受 试动物出现某种量效应并达到一定程度的个体在群体中 占有的比率。
3.剂量-效应(反应)关系
(1) 剂量-效应关系(指个体或群体中的个体) ( Dose-Effect Relationship ) 指受试物的剂量与实验动物个体发生量效应 强度之间的关系。
剂量组:1000mg/kg 100mg/kg 10mg/kg
100mg/100g
受试物浓度:100mg/1ml 10mg/1ml 1mg/1ml
200g大鼠
2ml
2ml
2ml
B.等浓度不等体积药液配制
例2:按1ml/100g体重灌胃量,如何配制受试物药液?
剂量组:1000mg/kg 100mg/kg 10mg/kg
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动物实验一、实验动物的编号与标记编号与标记通常是动物实验开始时进行的第一项工作。
编号的目的是使个体易于识别,便于实验者观察每个动物的变化,为清楚记录结果做好准备。
无论何种编号方法,良好的标记方法都应满足号码清晰、耐久、简便和适用的要求。
(一)染色法常用的染液有3%~5%的苦味酸溶液(黄色)、2%的硝酸银溶液(咖啡色)、0.5%的中性品红溶液(红色)。
染色法编号的原则是“先左后右,先上后下”。
(二)穿耳孔法(三)剪趾法(四)挂牌法(五)挂腿圈法(六)烙印法(七)针刺法(八)剪尾法剪尾法是将动物尾尖部剪去,一般用于大鼠、小鼠的分组,但仅限于将两组动物区分开,无法给每只动物编号。
如果若需进行尾尖取血,此法不适用。
(九)剪毛法剪毛法是将动物背部的被毛用剪刀剪去,用于标记,此法编号标记清楚、可靠,便于试验人员观察,常用于大中型动物的编号。
二、实验动物的分组(一)随机分组的原则及方法动物编号后,通常需要根据实验要求进行分组。
动物随机分组一般使用随机数字表或用计算器产生随机数字来进行。
(二)分组的注意事项动物随机分组的目的在于使某实验中的某主要指标平均分配到各个组中,为确保实验结果具有统计学意义,实验分组时应注意各组动物的数量不可太少,一般需进行统计学处理的实验数据,各组动物至少不可少于6只,若再考虑到实验过程中出现意外等情况,动物数量还需适当增加。
实验分组时还应考虑到动物性别的影响。
如果条件允许,可选择雌雄各半进行实验,但应保证雌雄动物的实验数据均应具有统计学意义;若条件不允许,考虑到雌性动物的生理因素,选择雄性动物进行实验为好。
三、实验动物的抓取和固定(一)小鼠的捉取与固定小白鼠正常体温37℃左右,小鼠性情比较温顺,一般不会主动咬人。
在小鼠较安静时打开鼠笼盖,一般情况下用右手在靠近鼠尾尾根部捏住并将其提起,放在较粗糙的平面或鼠笼盖上,轻轻地向后拉鼠尾,当其向前爬行时,用右手拇指和食指捏住小鼠颈部皮肤和两耳,捏住的皮肤要适量,太多太紧小鼠会窒息,太少太松小鼠会回头咬伤实验者。
捏住后翻转右手,掌心向上,将鼠体置于右手掌心中,左手拉住小鼠尾部,用左手无名指或小指压紧尾根,使小鼠身体成一条直线(图2)。
此种抓取固定方法适用于肌肉注射、腹腔注射、灌胃等操作。
图1 小鼠的抓取图2 小鼠固定(三)豚鼠的抓取与固定豚鼠正常体温38.6(37.8~39.5)℃,豚鼠性情温顺,一般不咬人。
抓取时,不能粗暴,更不能抓腰腹部,这样易造成肝破裂而引起死亡。
抓取幼小的豚鼠时,可用双手捧起。
抓取较大的豚鼠时,可将手轻轻地伸进笼子,先用手掌扣住豚鼠的背部,抓住其肩胛上方,将左手张开,用手指抓住颈部慢慢将其提起。
怀孕或体重较大的豚鼠,应用右手托起臀部(图4)。
图3大鼠的抓取图4豚鼠的抓取及固定四、注射免疫方法(一)皮下注射皮下注射一般选取皮下组织疏松的部位,大鼠、小鼠和豚鼠可在颈后肩胛问、腹部两侧作皮下注射,猪的皮下注射部位为耳根部皮下。
牛的皮下注射部位是颈部的两侧或者肩胛后方的胸侧皮肤容易移动的部位。
皮下注射时,先用酒精棉球消毒需注射部位的皮肤,再将皮肤提起,进针时,从头部方向刺入皮下,再沿体轴方向将注射针推进5~10mm,若针尖易左右摆动,表明已刺入皮下。
然后轻轻抽吸,如无回流物可缓慢注射药液。
注射完毕,缓慢拔出注射针,用干棉球压针刺部位,以防止药液外漏。
(二)肌肉注射肌肉注射一般选肌肉发达,无大血管通过的部位。
大鼠、小鼠、豚鼠可注射大腿外侧肌肉。
猪的肌肉注射部位为颈部肌肉或者耳后肌肉。
牛的肌肉注射部位是颈部三角区(项韧带下缘,胸头肌后缘,肩胛骨前方围成的)、后臀的前外侧(髋结节后面的)。
(三)腹腔注射给大鼠、小鼠进行腹腔注射时,以左手固定动物,使腹部向上,为避免伤及内脏,应尽量使动物头处于低位,使内脏移向上腹,右手持注射器从下腹两侧向头方刺入皮下,针头稍向前,再将注射器沿45℃角斜向穿过腹肌进入腹腔,此时有落空感,回抽无回血或尿液,即可注入药液。
(四)皮内注射皮内注射用于观察皮肤血管通透性变化或皮肤反应。
大鼠、小鼠、豚鼠、家兔等动物皮内注射常选择背部脊柱两侧的皮肤。
猪的皮内注射一般选取耳壳外面或腹侧皮肤注射。
操作时需先将动物注射部位脱毛,酒精棉球消毒局部,用左手将皮肤捏成皱襞,右手持注射针,将针头与皮肤大约呈30℃角刺入皮下,然后使针头向上挑起并稍刺入,即可注射。
注射后,皮肤表面可见鼓起一小丘,停留片刻拔出针头。
五、采血方法(一)大鼠、小鼠的采血方法:1、尾尖采血:此种采血方法血量很少,约1~2滴,可以做血涂片、试纸检测血糖等实验。
动物固定露出尾巴,用酒精擦拭尾尖,使血管扩张,然后剪去尾尖1mm~2mm(小鼠)或3mm~5mm(大鼠),血液即可流出。
若剪尾后,未见血,可用手沿尾根部至尾尖部捋尾巴,血液即可流出,取血后用干棉球压迫止血。
2、眼眶后静脉丛采血:是以采血管刺破后眼眶静脉丛进行采血的方法。
操作者一手固定小鼠或大鼠,食指和拇指轻轻压迫颈部两侧,使眶后动静脉充血,另一只手持玻璃制的毛细采血管(小鼠采血管直径约1mm,大鼠采血管直径约2mm)以大约45℃角从内眼角刺入,并向下旋转,感觉刺入血管后,再向外边退边吸,使血液顺取血管自由流入小管中,当得到所需血量后,放松加于颈部的压力,并拔出采血器,以防穿刺孔出血。
采血后,用消毒纱布压迫眼球止血30s。
若技术熟练,此方法在短期内可重复采血,小鼠一次可取血0.2ml~0.3ml左右,大鼠可取血约0.5ml~1ml。
3、摘眼球采血:若一次性采血可选择摘眼球法从眶动脉或眶静脉采血。
取血时左手固定动物,将动物头部皮肤绷紧,眼球突出,右手持眼科弯镊夹住眼球根部,将眼球迅速摘出,并立即将鼠倒置,头朝下使眼眶内动静脉血液流入容器。
(二)豚鼠采血方法1、耳缘切口采血:先将豚鼠耳消毒,用刀片割破耳缘,则血可自动流出而进入容器。
此法能采血约0.5ml。
2、背中足静脉采血:将豚鼠后肢关节伸直,提到实验者面前。
实验者将动物脚背面用酒精消毒,找出背中是静脉后,用左手拇指和食指拉住豚鼠的趾端,右手持注射针刺入静脉,抽出注射针后即有血液渗出。
(三)猪采血方法1、耳静脉采血:适用于40Kg以上的中大猪或种猪。
采用站立保定,由1名助手用猪保定器套住猪的上颌骨、收紧,用力向前方牵引,另一助手在猪耳根处用力压住耳静脉近心端,采血员左手拉伸猪耳,右手用酒精棉球反复涂擦耳静脉使血管怒张后,右手持连接9号针头的注射器,沿血管走向刺入,针头与猪耳水平面呈10~15℃角进针,回血后,缓慢抽取所需血液量后,用干棉球或棉签按压止血。
2、前腔静脉采血法:20~30Kg的小猪。
一般用仰卧保定法,由一名助手抓握两后肢,尽量向后牵引,另一助手用手将下颌骨下压,使头部贴地,并使两前肢与体中线基本垂直。
此时,两侧第一对肋骨与胸骨结合处的前侧方呈两个明显的凹窝。
采血员用酒精棉球消毒皮肤后,手持连接7~9号针头的一次性注射器(10~40Kg小猪,选择9×25毫米针头;10Kg以下乳猪,选择7×20毫米针头),向右侧凹窝处,由上而下,稍偏向中央及胸腔方向刺入,见有回血,即可采血,采血完毕,左手拿酒精棉球紧压针孔处,右手迅速拔出采血针管,稍压片刻止血后,解除保定。
40Kg以上的中大猪,采用站立式保定,由一名助手用猪保定器套住猪的上颌骨、收紧,用力向前上方牵引,使猪的上颌骨稍稍吊起,两前肢刚刚着地,让猪的胸前凹窝充分暴露,采血员用酒精棉球消毒皮肤后,手持连接12×38毫米针头的一次性注射器,朝右侧胸前凹窝最低处,由下而上,且垂直凹窝方向进针,见回血后,标志已刺入血管,轻轻抽动注射器活塞,采取血液。
采血完毕,拔出针头,术部用酒精棉球压迫片刻止血后,解除保定。
(四)牛采血方法1、牛、羊静脉采血:将动物保定,稍抬头颈,于经脉沟上1/3与中1/3交界部剪毛消毒,一手拇指按压采血部位下方颈静脉沟血管,促使静脉怒张,另一手执针头,与皮肤呈45℃角,由下向上方刺入,血液顺器壁流入容器内,防止气泡产生。
待血量达到要求后,拔下针头,用消毒棉球按压针眼,轻按止血。
2、牛尾静脉采血:固定动物,使牛尾往上翘,手离尾根部约30cm。
在离尾根10cm 左右中点凹陷处,先用酒精棉球消毒,然后将采血针垂直刺入(约1cm深)。
针头触及尾骨后再退出1mm进行抽血。
采血结束,消毒并按压止血。
3、乳房静脉采血:奶牛、奶山羊可选乳房静脉采血,奶牛腹部可看到明显隆起的乳房静脉,消毒后在静脉隆起处,针头向后肢方向快速刺入,见有血液回流,缓慢抽取所需量血液或接入真空采血管。
六、不同动物感染FMDV后的症状:(一)猪口蹄疫的症状与病变:潜伏期为24h至7天,少数可达到14天,开始时,病猪发热,可达到41℃,精神萎顿,打盹,猪蹄底部或蹄冠部皮肤潮红、肿胀,继而出现水泡,行走呈跛行,有明显的痛感,行走发出凄厉的尖叫声,很快蹄壳脱落,蹄部不敢着地,病猪跪行或卧地不起,鼻颈部出现一个或数个水泡,黄豆大或乒乓球大小不等,水泡很快破裂,露出鲜色溃疡面,如无细菌感染,伤口可在一周左右逐渐结痂愈合。
哺乳母猪的乳头常出现水泡,引起疼痛而拒绝哺乳;哺乳仔猪出现急性胃肠炎、急性心肌炎或四肢麻痹,衰弱死亡,死亡率可达80%以上;大猪解剖一般特征性病变,少数可见胃肠出血性炎症。
仔猪呈现典型的“虎斑心”,心肌外出现黄色条纹斑,心外膜有不同程度的出血点,个别肺有气肿现象。
(二)牛口蹄疫的症状与病变:口蹄疫病毒侵入动物体内后,经过2~3日,有的则可达7~21日的潜伏时间,才出现症状。
症状表现为口腔、鼻、舌、乳房和蹄等部位出现水泡,12~36h后出现破溃,局部露出鲜红色糜烂面;体温升高达40~41℃;精神沉郁,食欲减退,脉搏和呼吸加快;流涎呈泡沫状;乳头上水泡破溃,挤乳时疼痛不安;蹄水泡破溃,蹄痛跛行,蹄壳边缘溃裂,重者蹄壳脱落。
犊牛常因心肌麻痹死亡,剖检可见心肌出现淡黄色或灰白色、带状或点状条纹,似如虎皮,故称“虎斑心”。
有的牛还会发生乳房炎、流产症状。
牛的潜伏期2~7天,可见体温升高40~41℃,流涎,很快在唇内、齿龈、舌面、颊部粘膜、蹄趾间及蹄冠部柔软皮肤以及乳房皮肤上出现水泡,水泡破裂后形成红色烂斑,之后糜烂逐渐愈合,也可能发生溃疡,愈合后形成斑痕。
病畜大量流涎,少食或拒食;蹄部疼痛造成跛行甚至蹄壳脱落。
该病在成年牛一般死亡率不高,在1%~3%之间,但在犊牛,由于发生心肌炎和出血性肠炎,死亡率很高。
(三)未断乳小鼠感染FMDV后的症状:未断乳小鼠非常敏感,是能查出病料中少量病毒最好的实验动物,一般用3~5日龄(也可用7~10日龄)的乳鼠,皮下或腹腔接种,经10~14小时表现呼吸急促、四肢和全身麻痹等症状,于16~30小时内死亡。
(四)豚鼠感染FMDV后的症状:豚鼠是常用实验动物,在后肢趾部皮内接种或刺划,常在24h后,接种部位形成原发性水泡,此时病毒在血液中出现,其后18~32h,在口腔出现继发性水泡时,病毒即在血液中消失。