植物细胞组织培养技术
植物的组织培养方法
植物的组织培养方法植物组织培养是一种无性繁殖技术，通过培养植物的各种器官组织，包括种子、茎、叶和根的细胞和组织，使其在适当的条件下进行生长和分化，从而产生新的植株。
这项技术已被广泛应用于农业、园艺、林业和植物学研究中。
以下是植物组织培养的一般步骤和方法：1. 材料准备：首先，选择适合的植物作为材料，常用的包括水果、蔬菜和花卉植物。
收集新鲜的种子、茎、叶或根，并进行消毒处理，以防止细菌、真菌和其他病原体的污染。
2. 植物组织的分离：将植物材料切成小块或将细胞分离开来。
对于植物的种子，可以直接将种子表面进行消毒处理后，在培养基上进行培养；对于茎、叶和根等组织，则需要进行切割处理。
3. 培养基的准备：制备适当的培养基是进行植物组织培养的重要步骤。
培养基通常由无机盐和有机添加剂组成，以提供植物生长所需的营养物质。
根据组织的不同类型，可以使用不同种类和浓度的培养基。
4. 培养基的调整：将分离的组织放入培养基上，可以将培养基涂覆在组织表面上，或者将组织植入培养基中。
然后，在无细菌的条件下，将组织培养在适当的温度、湿度和光照条件下。
5. 激素的添加：植物生长激素是控制植物生长和分化的关键因素。
在组织培养中，可以根据实验的需要添加适量的激素来促进细胞分裂和分化。
常用的激素有生长素、细胞分裂素和愈伤组织生成素等。
6. 愈伤组织的诱导：愈伤组织是植物组织培养中产生的一种可分化细胞。
通过搅拌、震荡或辐射等途径，诱导组织分化成愈伤组织，然后将其继续培养。
7. 植株的再生：通过培养基中激素的平衡调节，可以使愈伤组织再生为整个植株。
在培养基中，植株的幼苗养分丰富，需要的培养基成分和激素浓度可能与之前的不同。
8. 培养环境的控制：为了使植物组织正常生长和分化，需要控制培养环境的参数。
例如，可以调节培养基的pH值、光照强度、温度和湿度等因素。
9. 组织转化：经过培养，植物组织中可以引入外源基因，使其具有某种特定的性状，这被称为转基因。
细胞和组织培养技术在植物育种中的应用
细胞和组织培养技术在植物育种中的应用1 植物育种中的重要性植物育种是通过人工的手段提高植物的遗传品质，以获得更高产、更适应环境的新品种。
在植物育种研究中，细胞和组织培养技术已经成为一种重要的技术手段。
2 细胞和组织培养技术细胞和组织培养技术是通过对植物的组织和细胞进行培养，实现植物育种目标的一种技术方式。
该技术有很多优点，如可以加快植物繁殖的速度，提高植物的遗传品质，并且可以通过对细胞和组织的特定处理来培育出特定的性状和特性的植株。
3 细胞和组织培养技术的应用细胞和组织培养技术在植物育种领域中应用广泛。
例如，可以通过细胞和组织培养技术来实现以下植物育种目标。
3.1 新品种的选育通过细胞和组织培养技术，可以通过选择不同的细胞和组织的特性，实现新品种的选育。
3.2 繁殖控制采用细胞和组织培养技术，可以用于植物的繁殖控制。
例如，可以通过组织培养来实现体细胞的多倍体化，从而增加植物的染色体数目，提高早期杂交的成功率。
3.3 再生和转化再生和转化是细胞和组织培养技术的主要应用之一。
该技术被用于生产快速生长和具有特定性状的植株，从而实现对植物遗传性状和生物合成途径的调控和改善。
4 细胞和组织培养技术的潜在应用除了上述应用之外，细胞和组织培养技术还具有一些潜在的应用前景。
如工程植物通过CRISPR/Cas针对性地修饰植物遗传物质，从而修改植物的基因组。
此外，与传统育种方法相比，细胞和组织培养技术还具有更快的反应速度和更灵活的模拟性，可推动植物育种领域的发展。
5 小结细胞和组织培养技术可以作为一种有力的技术手段，应用于植物育种研究中，包括新品种的选育、繁殖控制和再生与转化等方面。
这些技术在实践中已经得到广泛的应用，并且在未来仍然具有很大的潜力和发展空间。
植物细胞组织培养(PPT)
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主要有:
➢ 原生质体（Protoplast）培养 ➢ 悬浮细胞培养 ➢ 组织（愈伤组织Callus、茎尖分生组织）培
养 ➢ 器官（胚，花药，子房，根和茎）培养
其中最常见的是愈伤组织培养。
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植物细胞组织培养范畴：
（广义）又叫离体培养：指从植物体分离出 符合需要的组织、器官或细胞、原生质体等， 通过无菌操作，在人工控制条件下进行培养 以获得再生的完整植株或生产具有经济价值 的其他产品的技术。
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三、植物组织培养的生理依据
植物生长调节物质对于植物细胞组织的分化和决定具 有关键性作用。它包括：生长素类、细胞分裂素类、 赤霉素、脱落酸、乙烯等
生长素类主要用于愈伤组织的形成，体细胞胚的产生及试管 苗的生根。常用的有2,4-D、NAA、IBA、IAA等。其作用强 弱为2,4-D>NAA>IBA>IAA。
细胞分裂素类则有促进细胞的分裂与分化，延迟组织的衰老， 促进芽的产生等作用。常用的有Zip(异戊烯腺嘌呤)、KT、6BA、ZT等作用强弱顺序为。Zip>KT>6-BA>ZT。
赤霉素则有促进已分化的芽伸长生长，打破种子休眠的作用。 常用的为GA3。
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四、植物组织培养的原理
★植物细胞全能性（Cellular totipotency）： 任何具有完整细胞核的植物细胞，都拥有形成
种子培养
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3. 组织或愈伤组织培养(tissue， callus culture) ：是对植物体的各部分
组织进行培养，如茎尖分生组织、形成层、 木质部、韧皮部、表皮组织、胚乳组织和薄 壁组织等等；或对由植物器官培养产生的愈 伤组织进行培养，二者均通过再分化诱导形 成植株.
植物细胞工程的操作方法
植物细胞工程的操作方法
植物细胞工程是利用组织培养和转基因技术等手段，对植物细胞进行操作和改造的过程。
下面是一些常见的植物细胞工程操作方法：
1. 组织培养：从植物体中取出胚或幼嫩组织，进行无菌处理后，放入培养基中进行培养。
培养基的成分要根据具体的实验目的而定。
培养过程中需要定期观察和维护，以保证细胞的正常生长和分化。
2. 愈伤组织诱导：通过培养基中添加适量的激素，如植物生长激素（如激素2,4-D、NAA等）或激素抑制剂（如抗生素或乙烯利等），诱导植物细胞形成愈伤组织。
愈伤组织通常可以通过悬浮培养、固体培养或液体培养等方式来进行培养和增殖。
3. 基因转化：通过利用适当的载体将目标基因导入到植物细胞中，使其表达或抑制目标基因的功能。
常用的基因转化方法包括农杆菌介导转化、基因枪法和电穿孔法等。
4. 基因筛选和分析：转基因植物细胞经过转化后，需要进行基因筛选和分析。
常见的筛选方法包括PCR扩增、Southern blotting、Western blotting等。
这些方法可用于验证目标基因是否成功导入，并分析其在转基因植物细胞中的表达水平和功能等。
5. 再生植株的培育：将经过基因转化的细胞或组织进行培养和分化，促进其再
生为完整的植株。
这一过程通常需要进行适当的生理调控和培养条件的优化，以提高再生植株的成功率。
需要注意的是，植物细胞工程是一门复杂的科学技术，不同的实验目的和植物种类可能需要采用不同的操作方法和技术路线。
此外，在进行植物细胞工程实验时，还要注意严格遵守相关的生物安全规范和伦理要求。
植物组织培养与细胞培养技术研究
植物组织培养与细胞培养技术研究植物组织培养与细胞培养技术是现代生物技术领域中非常重要的一部分，它的应用广泛，包括农业、林业、医药和生物工程等多个领域。
它能够对植物进行育种、繁殖、遗传转化和基因修饰等研究，对于保护生物多样性和实现农业可持续发展具有重要作用。
植物组织培养技术是指通过细胞分离培养基和生长因子的作用，使植物体内的一系列细胞体外生长繁殖，最终形成新的植物个体的过程。
它包括原生质体培养、愈伤组织培养和植物再生技术等。
原生质体培养技术是指通过将植物细胞进行分离和培养，培养出单个细胞，然后通过电融合或化学刺激等方式将不同种类的原生质体进行融合，形成新的杂交种，产生具有新特性的植物个体。
目前这种技术在植物育种中已经得到了广泛的应用，例如水稻、玉米、小麦等作物的培育，不但可以提高作物的产量和抗病能力，同时可以丰富作物种类，实现农业可持续发展。
愈伤组织培养技术是指通过将植物切割或切除部分组织，然后将其进行培养，形成愈伤组织，进而通过细胞分裂和分化，形成新的植物个体。
这种技术的优点是可以进行无性繁殖，大大加快了培养和繁殖的速度，并且可以对植物组织进行遗传转化，培育出具有新特性的植物。
植物再生技术是指通过植物体的组织或细胞进行分化和再生，形成新的植物个体。
这种技术的优点是可以进行整体遗传改良，包括基因改造、基因转移等技术，例如将抗病基因、抗虫基因、早期成熟基因等导入到目标植物中，提高植物的产量和抗病抗虫能力。
细胞培养技术是指将植物体内的细胞在无菌的培养基上进行细胞培养，形成细胞群落。
这种技术通常是在实验室环境中进行的，目的是对植物的生理和代谢进行研究。
应用广泛的包括植物激素的研究、药物代谢机制等。
植物组织培养技术的应用非常广泛，不仅可以对植物进行改良，还可以用来繁殖罕见和濒危物种，恢复和保护生态环境，解决农业生产和森林经营中的问题。
但同时也应该注意到，植物组织培养技术的应用还存在一些问题，例如容易产生变异、突变和杂交，导致植物品种的稳定性和一致性下降，需要加强对其安全性和环境风险的评估和管理。
植物组织培养的方法
植物组织培养的方法植物组织培养（Plant tissue culture）是指利用无菌条件下培养植物细胞或组织，以实现繁殖、繁育新品种、生物合成化合物、环境污染处理等目的的技术。
其不仅可以大幅度提高植物材料的品质和数量，还可以在无限制地产生同一种植物。
方法一：赤潮法（Embryogenesis）这一方法是利用赤潮细胞发生器官（如胚性板）的细胞分化，诱导植物组织的胚胎发生，进而实现植物再生。
该方法适用于很多种植物，如玉米、大麦、水稻等。
步骤为：1. 准备培养基：含有赤潮素、氨基酸、维生素、植物激素和适当的糖类和盐类的基础培养基。
2. 处理材料：将植物的姿态板或种子材料在高温（35-40C）下进行消毒，使其无菌。
3. 材料分离：将消毒材料放入无菌条件下进行材料分离。
4. 培养细胞：将细胞或组织放入含有培养基的无菌培养皿中，保持恒定的温度、湿度和光照条件，促进发生素感应化。
5. 发生胚胎体：促进胚胎形成，通过培养发生胚胎胶囊或胚胎体。
6. 块茎冷藏：利用低温存储胚胎体或胚胎胶囊。
方法二：组织培养（Organogenesis）组织培养方法是通过培养植物的基本组织如叶片、茎尖、芽分根进而再生整个植株。
步骤为：1. 材料处理：对种子或植株进行表层消毒处理。
2. 制备组织片：将消毒好的植株切成组织片段，如茎尖、叶片等。
3. 培养基准备：准备无菌的培养基，其中含有植物的必需胰凡陈列如糖类、氨基酸、维生素、生长因子和植物激素等。
4. 组织分化：将组织片段放入含有培养基的培养皿中，使其分化成根、茎、叶等。
5. 干涸与移栽：将培养的加上适量水后，移栽到含有生长素适量的培养基中，促进植物以正常生长的形式营养。
方法三：悬浮细胞培养（Suspension Culture）在此方法中，使用悬浮培养细胞进行植物细胞或组织的生物合成和生物转化。
步骤为：1. 培养基准备：通常使用植物基础培养基加入氨基酸、维生素和植物激素等。
2. 细胞处理：将细胞分散在含有培养基的匀浆器中，使其悬浮在培养基中。
《植物组织培养技术》课件
04 植物组织培养技术的应用实例
快速繁殖技术
快速繁殖技术是指利用植物组 织培养技术，快速、大量繁殖
植物种苗的一种方法。
该技术广泛应用于花卉、果树 、林木等植物的快速繁殖，能 够大大缩短繁殖周期，提高繁
殖系数。
快速繁殖技术还可以通过控制 培养条件，实现植物的定向繁 殖，如矮化、无病毒等。
快速繁殖技术具有高效、环保 、可重复利用等优点，是现代 农业和林业生产的重要手段之 一。
濒危植物保护与复壮是保护生 物多样性和维护生态平衡的重 要手段之一，具有深远的社会 意义和生态意义。
05 植物组织培养技术的挑战与前景
技术瓶颈与解决方案
技术瓶颈
目前植物组织培养技术面临的主要瓶颈包括培养基的优化、外植体的选择与处 理、污染控制以及基因转化效率等。
解决方案
针对这些问题，研究者们正在探索新型的培养基成分、优化外植体的选择标准 、开发新型的消毒方法以及改进基因转化技术，以期提高植物组织培养的效率 和成功率。
指任何一个植物细胞都包含该物种的 全套遗传信息，具有发育成完整个体 的潜在能力。
植物细胞全能性证明
植物细胞全能性的应用
植物组织培养技术利用植物细胞的全 能性，通过离体培养获得完整的植株 ，广泛应用于植物繁殖、品种改良、 基因工程等领域。
许多植物细胞如胡萝卜、烟草、草莓 等在适宜条件下能够发育成完整的植 株，证明了植物细胞的全能性。
技术发展趋势与展望
发展趋势
随着生物技术的不断发展，植物组织培 养技术也在不断进步和完善。未来，该 技术将更加注重与基因编辑、合成生物 学等新兴技术的结合，以实现更为精准 和高效的植物育种和种质资源保护。
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展望
未来，植物组织培养技术有望在农业、园 艺、林业等领域发挥更大的作用，为解决 全球粮食安全、生态恢复等问题提供有力 支持。
植物组织培养的用途
植物组织培养的用途
植物组织培养是一种基于细胞和组织的体外培养技术，广泛应用于植物科学、农业、园艺和生物技术等领域。
以下是植物组织培养的一些主要用途：
1. 植物繁殖与繁育：通过组织培养技术可以实现植物的无性繁殖，包括愈伤组织的诱导、植株再生和植株繁殖。
这种方法可以大幅提高繁殖速度和繁殖量，以获得大量具有相同基因型的植株。
2. 基因转化与遗传改良：植物组织培养可用于导入外源基因到植物细胞或组织中，实现基因转化。
这为植物遗传改良提供了重要的手段，包括抗病虫害、耐逆性和提高产量等方面的改良。
3. 药物和化学物质生产：通过组织培养技术，可以大规模培养植物细胞或组织，以生产药物、天然产物和化学物质。
这种方法具有高效、可控和可重复的优点，为药物和化学工业提供了可持续的生产途径。
4. 培育优良品种和育种研究：植物组织培养可以用于筛选和培育优良的植物品种，包括抗病虫害、适应性强和高产性等特点的育种。
这为农业生产和园艺业的发展提供了重要的技术支持。
5. 保存和恢复濒危植物：植物组织培养技术可以用于保存和恢复濒危植物种质资源。
通过体外培养，可以保存和繁殖濒危植物，以防止物种灭绝和遗传多样性的丧失。
6. 研究植物生理和生物学：植物组织培养为研究植物生理和生物学提供了实验材料和平台。
通过控制培养条件和处理方式，可以研究植物生长、发育、代谢和响应环境的机制。
总的来说，植物组织培养在植物科学、农业和生物技术等领域具有广泛的用途。
它为植物繁殖、遗传改良、药物生
产、品种培育、濒危物种保护和科学研究提供了强大的工具和平台。
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植物细胞组织培养技术实验指导书生物实验教学中心主编：杨卫民2009-06-01目录实验一、植物组织培养培养基母液的配制 (1)实验二、植物组织培养的培养基配制 (5)实验三、康乃馨的离体快繁 (9)实验四、胡萝卜愈伤组织的建立 (14)实验五、组织培养物的继代培养 (18)实验一组织培养基母液的配制一、仪器及药品冰箱、天平（0.0001g）容量瓶:1000ml,500ml、250ml、100ml、25ml广口储液瓶：500ml、250ml、50ml、25ml烧杯：1000ml、500ml、250ml、100ml、50ml数十根玻璃搅棒、大药勺、小药勺或挖耳勺标签纸、胶水、50%酒精、95%酒精、1mol/L盐酸、1mol/L NaOH几种常用的培养基所需的大量元素、微量元素、有机物、激素、铁盐等药品蒸馏水二、方法和步骤：按照培养基配方,把大量元素、微量元素、铁盐、有机物、植物激素分类,每一类中各种药品分别称量,如N6培养基各种母液的配制步骤如下：大量元素母液：包括用量较大的几种化合物〈见N6培养基配方〉，按表中排列顺序,将每种药品的用量扩大10倍，分别称取，分别溶解，然后按照顺序混合在一起。
如钙盐等易发生沉淀的药品不能混合，应单位定容，最后加上蒸馏水，定容至1升或500毫升。
在定容时注意用蒸馏水洗净烧杯和玻璃搅棒以减少误差。
定容后的溶液为大量元素母液，配制培养基时，每配1L培养基需吸取该母液l00ml或50ml。
微量元素母液：因用量少，为了称量精确和方便,常配成100倍或1000倍的母液，即每种药品扩大l00倍或者l000倍。
逐个溶解，混合在一起成为微量元素母液，每配1L N6培养基需吸取该母液10ml或者1ml。
铁盐：在N6培养基中需要单独配制，它是由硫酸亚铁（FeSO4•7H2O）2.78g和乙二氨四乙酸二钠（Na2-EDTA）3.73g，分别溶解，混合后，用酒精灯加热半小时以上，冷却后定容至1L。
冰箱过夜贮藏无结晶析出，否则重新配制。
每配l升N6培养基需加该铁盐母液5 ml。
有机物质：主要指氨基酸，维生素类物质。
它们大都是扩大1000倍，分别称量，分别定容和储存，配制培养基时按需要的量加入。
植物激素：常用的有生长素类如：2,4-D、萘乙酸（NAA）、吲哚乙酸（IAA）、吲哚丁酸（IBA）；细胞分裂素类：激动素（KT）、6-苄基氨基嘌呤（6-BA）、玉米素（ZT）。
配制时需要单个称量，根据需要可分别用酸、碱或酒精等不同的溶剂溶解后,再用蒸馏水配制成所需的浓度，一般为每ml含0.1-2mg，配制培养基时按所需要的量分别加入，本实验中的2,4-D和6-BA均配成1mg/ml的母液。
在配制吲哚乙酸（IAA）母液时，先用几滴95%酒精溶解完全后，加蒸馏水定容，否则会发生沉淀。
而配制6-BA母液时，要用少量的1mol/L NaOH溶解；而配制2,4-D时，可先用少量的95%酒精溶解。
表1N6朱至清(1975)培养基配方药品名配方量(mg/L)母液倍数称取量(g/L)(NH4)2SO4大量元素46310×4.63KNO3283028.3 CaCl2·2H2O166 1.66 MgSO4·7H2O185 1.85 KH2PO4400 4.0 Na2-EDTA铁盐37.3100× 3.73 FeSO4·7H2O27.8 2.78MnSO4·4H2O微量元素4.01000×4.0ZnSO4·7H2O 3.8 3.8 H3BO3 1.6 1.6 KI0.80.8盐酸硫胺素(VB1)有机物质11000×1.0烟酸0.50.5盐酸吡哆醇(VB6)0.50.5甘氨酸 2.0 2.0各种母液配制好后，要贴好标签，注明母液的名称，配制1L培养基需要的吸取量、母液配制的日期，然后放入冰箱中储存。
一般无机物质的母液在冰箱中可保存半年以上，有机物质的母液保存时间在半年以内，但若发现有沉淀或霉变,应立即需重新配制。
三、注意事项1.如药品所带结晶水不同，应进行换算。
2.因常用的MS培养基中硝酸铵(NH4NO3)属于公安部门严格限制管理的药品，所以本实验采用N6培养基替代MS培养基。
实验二培养基的配制一、仪器设备及试剂电炉天平（0.0001g）高压灭菌锅量筒：l0ml、20ml、100ml、500ml烧杯：1000ml、500ml、250ml移液管：1ml、2ml、5ml吸管若干、记号笔三角瓶或试管、试管架锡铂纸、玻璃棒配制好的各种母液，如大量元素母液、微量元素母液、铁盐、有机物、生长调节剂等，个别生长调节剂要随配随用。
蒸馏水、pH试纸蔗糖、琼脂等1mol/L NaOH溶液、1mol/L HCl溶液。
二、方法和步骤1量取所配培养基总体积的2/3体积的蒸馏水，如要配l升培养基,先量取约700ml体积的水。
2根据培养基配方，用量筒量取所需要的各种元素的母液。
物质加入体积或重量大量元素母液(10×)100ml微量元素母液(1000×)1ml有机物质母液(1000×)1ml铁盐母液(1000×)10ml蔗糖30g琼脂8g吸取母液时，注意应先将几种母液按顺序排好，不要弄错以免使培养基中药品成分发生改变。
在培养不同的外植体时，应加入不同的激素，如本实验中培养康乃馨侧芽或茎段时就加入1ml的1mg/ml的6-BA；而另一个实验胡萝卜愈伤组织培养中应加入2ml的1mg/ml的2,4-D。
加入一种母液后应先搅拌均匀，避免因不均而使局部浓度过高而引起沉淀，琼脂可于加入蔗糖调节完pH值后再加入，此时应注意搅拌，以免琼脂或蔗糖沉淀于烧杯底而炭化。
加热至沸腾片断，以使琼脂充分溶解，检查时可注意烧杯内溶液是否透明。
3调节培养基的pH值，用pH计或pH试纸测定培养基的pH按照培养材料的要求分别用1mol/L NaOH溶液、1mol/L HCl溶液来调节所配制培养基的pH值，一般培养基的pH值约为5.8，培养的材料不同，对培养基的pH值要求也不同。
4分装将配制好的培养基分别装在事先洗净的三角瓶，用锡铂纸封口，注明标签，然后和用牛皮纸或报纸包好的培养皿及用三角瓶装好的蒸馏水一道进行高压灭菌。
5培养基的灭菌一般用手提式医用高压锅来灭菌（方法略），本实验采用全自动高压灭菌锅。
6培养基的保存消毒过的培养基通常放在接种室或培养室中保存，一般应在消毒后的两周内用完，最好不要超过一个月。
三、注意事项激素应在调节pH之前加入，因为有些激素是用酸或碱溶解的，在调节pH好之后加入会改变pH值。
pH过酸或过碱对培养基均是不利的，会导致过软或过硬的结果，从而影响培养质量。
在本次实验中将下次实验所需的其它材料一同灭菌处理。
实验三康乃馨的离体快繁一、仪器设备和试剂超净工作台、带有吸水纸的成套的培养皿，无菌水培养基N6+1mg/L6-BA剪刀、枪型镊子量筒、酒精灯、滤纸、蒸馏水、小刷子95%乙醇、70%酒精、70%酒精棉球、0.2%升汞、甲醛、高锰酸钾、来苏尔纱布、棉塞、牛皮纸、才培纯、肥皂、酒精喷壶植物的嫩茎、侧芽、茎尖、叶片、花、愈伤组织上的不定芽、胚状体、试管苗等二、实验材料康乃馨枝条三、方法和步骤1外植体灭菌取从市场上购买的康乃馨枝条，去掉大的叶片，剪取带腋芽的节结，用肥皂（洗洁精）清洗表面，再用自来水冲洗30-60分钟，然后在无菌室（超净工作台）内用70%酒精浸没20-40秒钟（根据材料的木质化程度掌握具体的浸没时间。
用0.2%的升汞溶液浸泡10-15分钟，再用无菌水冲洗3-4次，放入已灭菌的培养皿中的滤纸上待用。
2接种先进行无菌室内消毒，用紫外灯照射30-45分钟，地面用低浓度的来苏尔溶液消毒，紫外灯关闭约20分钟后方可进去工作。
超净工作台消毒开启无菌风开关，让无菌风吹上30-45分钟后方可工作。
并用70%的酒精棉球擦净工作台。
接种时先点燃酒精灯，镊子和剪刀都要先浸泡在70%的酒精溶液中。
用酒精灯上灼烧好冷却后的镊子、剪刀取出一个侧芽或小段茎，迅速打开三角瓶口，将材料才插入瓶内，注意材料上下端的极性，不能倒插。
在酒精灯边塞回锡箔纸，用记号笔在瓶体上写明日期和材料。
3培养条件：25℃光照13小时/天光强1000Lux4继代培养（见下一个实验）5诱导生根：用低浓度的吲哚乙酸或者萘乙酸或无激素的N6培养基诱导生根6试管苗移栽〈参见有关其它实验〉实验四胡萝卜愈伤组织的建立一、材料和设备超净工作台或者无菌接种室培养基N6+2mg/L2,4-D带有吸水纸的成套的培养皿，无菌水解剖刀、枪型镊子、刀片无病虫的胡萝卜直根数十个消毒剂0.2%的升汞溶液70%酒精、95%酒精及70%的酒精棉球l000毫升的玻璃烧杯数个、酒精灯、火柴、记号笔、小刷子（可用一次性牙刷）二、实验材料新鲜胡萝卜、胡萝卜愈伤组织三、实验步骤'1选择无伤、无病、形状较规则的胡萝卜，用小刷子在流动的自来水下洗刷胡萝卜，除净表面所有的泥屑。
可以根据实验的时期，选用其它的实验材料。
2将胡萝卜切成大约40mm厚的片段,放入100或500ml的烧杯中，倒入消毒液，将植物材料覆盖、浸泡10-30min。
在灭菌过程中，在每个材料上做好标记，并对应地放在预接种的培养基边上。
接种后在培养瓶上标明培养物名称和培养日期。
3在超净工作台上，倒掉消毒液，用无菌水冲洗3-5次，以便去除残留的消毒液。
4取消毒过的胡萝卜放入已灭菌的带有滤纸的培养皿中，用无菌解剖刀从两端各切去10毫米，再将留下的胡萝卜直根切成一系列一毫米厚的横切片。
取其中的一片转到另一个已灭菌的带有吸水纸的培养皿中，再将每一片切成小块，使其每个小块上均包含木质部、形成层和韧皮部，外植体的大小要尽量一致。
5接种取下培养瓶的塞子（或锡铂纸），用火灼烧瓶口2cm处，手持培养瓶呈45º角，用消毒镊子把4-8块外植体转到琼脂培养基的表面，注意把靠近根尖的一面接触培养基。
然后立即将烧过的封口棉塞或锡铂纸封住瓶口。
每两次转移之间都要用酒精灯灼烧镊子，防止带菌。
6培养接种好的外植体在25℃的培养箱中，黑暗条件下培养四周左右就会形成一块较大的愈伤组织。
实验五组织培养物的继代培养一、材料和设备材料从培养4-6周的外植体上长出的愈伤组织、丛生芽或胚状体超净工作台培养基N6+0.5mg/L2,4-D N6+2mg/L6-BA（也可以自已设计）三角瓶、带有吸水纸的成套的培养皿、镊子、解剖刀70%酒精、95%酒精及70%的酒精棉球酒精灯、火柴、记号笔、酒精喷壶二、方法步骤1取材在无菌室的超净工作台内，每次取一瓶培养物，灼烧培养瓶口约20毫米处，用灼烧冷却后的镊子和解剖刀，取出外植体或者愈伤组织放在无菌的培养皿中。
每个培养皿中约放4-6个外植体或者愈伤组织。