不同动物的采血安全及致死量
不同动物的采血安全及致死量
1.采动物品种最大安全采血量(ml)最小致死采血量采动物品种最大安全采血量(ml) 最小致死采血量(ml)
小鼠0.2 0.3
大鼠 1 2
豚鼠 5 10
兔10 40
狼狗100 500
猎狗50 200
猴15 60
2.眼眶静脉丛采血
1.采血者的左手拇食两指从背部较紧地握住小鼠或大鼠的颈部(大鼠采血需带上纱手套)，应防止动物窒息。
当取血时左手拇指及食指轻轻压迫动物的颈部两侧，使眶后静脉丛充血。
右手持续接7号针头的1ml注射器或长颈(3～4cm)硬质玻璃滴管(毛细管内径0.5-1.0mm)，使采血器与鼠面成45℃的夹角，由眼内角刺入，针头斜面先向眼球，刺入后再转180度使斜面对着眼眶后界。
刺入浓度，小鼠约2～3mm，大鼠约4～5mm。
当感到有阻力时即停止推进，同时，将针退出约0.1-0.5mm，边退边抽。
若穿刺适当血液能自然流入毛细管中，当得到所需的血量后，即除去加于颈部的压力，同时，将采血器拔出，以防止术后穿刺孔出血。
若技术熟练，用本法短期内可重复采血均无多大困难。
左右两眼轮换更好。
体重20-25g的小鼠每次可采血0.2-0.3m l；体重200-300g大鼠每次可采血0.5-1.0ml，可适用于某些生物化学项目的检验。
小动物采血法
（2）EDTA抗凝：采血前，用灭菌生理盐水将 EDTA配制成4％溶液，然后按预采血液的量， 以每ml血液加入1mg~2mg的EDTA的液体量 于采血容器内。采血，并不断摇动采血容器，使 之混匀。 （3）玻璃珠法：预先将适量的玻璃珠（根据采 血量多少而定）清洗后，装入采血容器中，灭菌 后备用。采血过程中，边采边摇采血瓶，以使小 玻璃珠在血液中滚动，以机械地除去纤维蛋白， 使血液不能凝固。本法虽较麻烦，但对淋巴细胞 的活性影响最小，且可减少血小板的混杂。
３．取大量血
ａ．股动脉、颈动脉 : 狗、猴、猫、兔 ｂ．心脏 : 狗、猴、猫、兔 ｃ．颈静脉 : 马、牛、山羊、绵羊 ｄ．摘眼球 : 大鼠、小鼠
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采动物品种 最大安全采血量(ml) 最小致死采血量(ml)
小鼠 大鼠 豚鼠 兔 狼狗 猎狗 猴
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１．取少量血
ａ．尾静脉: 大鼠、小鼠 ｂ．耳静脉 : 兔、狗、猫、猪、山羊、绵羊 ｃ．眼底静脉丛 : 兔、大鼠、小鼠 d．舌下静脉: 兔 e．腹壁静脉 : 青蛙、蟾蜍 f．冠、脚蹼皮下静脉 : 鸡、鸭、鹅
0.2 1 5 10 100 50 15
0.3 2 10 40 500 200 60
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1.割(剪)尾采血
当所需血量很少时采用本法。固定动物并露出 鼠尾。将尾部毛剪去后消毒，然后浸在45℃左 右的温水中数分钟，使尾部血管充盈。再将尾擦 干，用锐器(刀或剪刀)割去尾尖，让血液自由滴 入盛器，采血结束，伤口消毒并压迫止血。也可 在尾部作一横切口，割破尾动脉或静脉，收集血 液的方法同上。每鼠一般可采血10余次以上。 小鼠每次可取血0.1ml，大鼠0.3～0.5ml。
药理动物采血实验报告
一、实验目的1. 掌握药理实验中动物采血的方法和技巧。
2. 学习不同动物采血点的选择及其适用性。
3. 了解采血过程中的注意事项，确保实验数据的准确性。
二、实验原理药理实验中，动物采血是获取实验数据的重要环节。
通过采血，可以检测动物体内的血液指标，如血糖、血脂、血常规等，从而评估药物对动物的影响。
本实验采用小鼠作为实验动物，分别通过尾静脉采血和眼眶静脉采血两种方法获取血液样本。
三、实验材料1. 实验动物：小鼠（体重18-22g）。
2. 采血器材：采血针、注射器、试管、酒精棉球、止血带等。
3. 实验试剂：生理盐水、抗凝剂等。
四、实验方法1. 尾静脉采血- 将小鼠放入固定盒中，用止血带固定尾部。
- 将尾部毛剪去，用酒精棉球消毒。
- 观察尾静脉，选择较粗的静脉进行采血。
- 用采血针对准静脉，缓慢插入，避免损伤血管。
- 收集血液至试管中，加入适量抗凝剂。
- 采血完毕后，用酒精棉球消毒伤口，压迫止血。
2. 眼眶静脉采血- 将小鼠放入固定盒中，用止血带固定头部。
- 用酒精棉球消毒眼眶周围。
- 用拇指和食指轻轻按压眼球，使眼眶静脉暴露。
- 用采血针对准静脉，缓慢插入，避免损伤血管。
- 收集血液至试管中，加入适量抗凝剂。
- 采血完毕后，用酒精棉球消毒伤口，压迫止血。
五、实验结果1. 尾静脉采血：小鼠体重18-22g，每次采血量约0.1ml，可重复采血3-5次。
2. 眼眶静脉采血：小鼠体重18-22g，每次采血量约0.05ml，可重复采血2-3次。
六、实验讨论1. 尾静脉采血操作简便，采血量充足，适用于一般药理实验。
但反复采血可能导致小鼠尾部损伤，影响实验动物的存活率。
2. 眼眶静脉采血操作相对复杂，采血量较少，但损伤较小，适用于需要多次采血或对动物存活率要求较高的实验。
3. 采血过程中应注意以下几点：- 操作者应熟悉动物解剖结构，避免损伤血管。
- 采血针插入血管后，应缓慢抽拉，避免血液凝固。
- 采血完毕后，应及时对伤口进行消毒和压迫止血。
畜(禽)的采血方法及注意事项
下的小猪应采两前肢 与气管交 汇
４ 禽
禽 的采血 常在 翅 内静脉 。采 血者 左 手拨 开 翅 内 侧羽 毛 ， 在翅 静 脉处 消 毒后 ， 手持 ５号 采血 器 与 皮 右 肤呈 ４ 。方 向顺 血管 进 针 ， 针 时手要 稳 ， ５ 进 进针 不 宜 过深 ， 刺穿 血管 ， 如 皮下 很快 水肿 ， 导致 采血 失 败 。见
处， 种公母猪和 ３ 千克以上的中大猪可选颈部最低 ０ 凹处 。进 针 时要 掌握好 方 向 、 角度 和 深度 ， 时 调整 。 及 血管被刺穿 ， 会引起血肿 ， 要立 即停止采血 。特别要 注意的是对仔猪施行前腔静脉采血时 ， 不能太猛、 太 深， 以免 伤及 心包 或心 脏 。 采到血液后不能有气泡 ， 也不能振荡 ， 同时倾斜 放置。送样过程 中， 血样不可剧烈摇晃以免溶血 ， 血 样送至实验室后要立即分离血清 ，不能立即分离的 需及时冷藏 ； 若要送 检血清 ， 夏天在常温下放置 ， 冬 天要 放
由于牲 畜 的大小 不 同 ， 静脉 的 脉 ） 血 。此静 脉位 于前 肢 腕关 节正 前方 稍偏 内侧 。 采 一 吉林省德惠市岔路 口 镇畜牧兽医站 要 犬可侧卧、 卧或站立保定 ， 伏 助手或犬主人从犬 的后 深浅 不一 样 ， 求 使用 的针 头也是 侧握 住肘 部 ， 皮肤 向上牵 拉 和静 脉怒 张 ， 可 用 止 使 也 不一 样 。采血 使用 一 次性注 射器 ， 必须保 持 清洁 干燥 。
皮 肤垂 直刺 人 ２ ３厘 米 即 可采 得
心血 。
仔猪 和 中等 大小 的猪侧 卧保 定 后 ，将 两前 肢 身
Байду номын сангаас
后拉直或使两前肢与体中给垂直。注意将头部拉直 ， 这样可使前腔静 脉紧 张并 可使胸前 窝充分显露 出 来 。肥育猪可站立保定 ， 用绳环套在上颌 ， 拴于柱栏 即可 。穿刺部位是左侧或右侧胸前窝 ， 即由胸骨柄 、 胸头肌和胸骨舌骨肌的起始部构成 的陷窝 。在玻璃 注射器内事先吸入少量的抗凝剂 ， 右手持针管 ， 使针 头斜 向对 侧或 向后 内方与 地 面呈 ６ ｏ ，刺 人 ２ ３厘 ０ ～ 米即可抽出血液， 术前、 术后均按常规消毒 。
动物实验
动物实验●动物的选择选择的原则：一切实验动物应具有个体间的均一性，遗传的稳定性和容易获得三个基本要求。
1.从研究目的和实验要求选择，尽量选择与研究对象的机能，代谢，结构，疾病性质的动物。
2.是否易获得，是否经济，是否容易饲养。
●实验动物本实验室常用的实验动物多为小鼠和家兔1.小鼠(Mus musculus)实验小鼠是目前教学，医学科学研究工作中经常应用的，使用量最大的一种动物。
其性成熟早，产仔多，繁殖快，体型小，便于管理，价格低廉，应用极广，特别使用于需要大量动物进行的实验，如药物筛选，半数致死量，药物的效价比较等。
用人工接种或化学致癌物方法可以导致生长各种响应肿瘤，因此也很适应抗癌药物的研究。
我国医学实验中常用的小鼠是野生鼷鼠的变种，属于哺乳纲，啮齿目，鼠科，鼠属。
小鼠1.5-2 月龄体重达20g以上，可供实验使用。
常用的实验小鼠，尤其是纯品系小鼠，经过人们长期的定向培育与纯化之后，一般具有与野生动物或家畜不同的独有特性（对实验的敏感性和实验结果的一致性，个体动物遗传的均一性），这些都是衡量实验小鼠质量好坏的重要标志。
我国常用的实验小鼠品种有：Balb/c鼠，昆明鼠等。
2．家兔(Oryctolagus cunieulus Rabbits)兔形目，兔科。
常用的家兔为真兔属，由欧洲野生穴兔驯化而成，目前已有五十多个品种。
生物医学研究中常用的家兔均为欧洲兔的后代，使用最多的有新西兰兔，大耳白兔，青紫兰兔，荷兰兔，弗莱密西兔。
●抗原剂量的选择不同抗原的免疫原性强弱不同，取决于其分子量，化学活性基团，立体结构，物理性状和弥散速度等。
抗原的免疫剂量依照给予抗原的种类，免疫次数，注射途径以及受体动物的种类，免疫周期及所要求的抗体特性等而不同。
剂量过低不能形成足够强的免疫刺激，剂量过高，又有可能造成免疫耐受。
在一定范围内，抗体效价随注射抗原的剂量而增高。
蛋白质抗原的免疫剂量比多糖类抗原宽。
一般而言，小鼠首次抗原剂量为50-400μg/次，大鼠为100μg-1mg/次，加强免疫的剂量为首次剂量的1/5-2/5。
动物采血原则
动物采血原则
动物采血的总体原则是：
采血体积和频率的选择决定于体循环中的血液体积和红细胞更
新的速度。
过量采血会导致低血容量性休克、生理应激甚至死亡。
为了动物健康考虑，采血体积应该是推荐最大体积的下限。
最大采血体积是针对正常健康动物制定的。
采血过程中，应该最小化采血体积。
多次采血的情况下，应该尽量减少采血量。
此外，根据不同动物和具体实验需求，还应当遵循以下原则：
单次采血：在不补充液体的情况下，单次采血的最大采血量约为全血量的10%，即7.7-8µL/g。
如25g小鼠，大约是193-200μL。
如果补充液体，单次采血的最大量约为血液总量的15%，即12µL/g。
在25g的小鼠中，这大约是300µL。
一般补充体液时，应预热后经皮下注射。
多次采血：如果实验需要多次采血，应尽量减少采血量。
每周最大采血量不超过血液总量的7.5%，为6µL/g。
对于25g的小鼠，每周大约为145-150µL。
放血法：通过放血法收集血液，可以收集血液总体积的一半左右，即40µL/g。
以上信息仅供参考，具体操作应根据实际情况和实验需求进行调整，并遵循相关动物伦理和法律法规。
常见实验动物的采血量及家兔的采血方法
常见实验动物的采血量及家兔的采血方法
常见实验动物的最大安全采血量与最小致死采血量见表。
一次采血过多或连续多次采血都可影响动物健康，造成贫血或导致死亡，须予注意。
家兔的采血方法
（1）耳缘静脉取血：如要采集少量血液，可采用此法。
将家兔放在固定盒内，拔去拟采血部位的毛，用电灯照射加热或用电吹风吹热或用二甲苯棉球擦耳壳，使耳部血管扩张。
用粗针头刺破耳缘静脉或以刀片在血管上切一小口，让血液自然流出即可。
取血后用棉球压迫止血。
亦可用针头插入耳线静脉取血，其操作步骤基本与耳缘静脉注射相似。
最好有一助手帮助压紧耳根部，这样采血时比较容易。
（2）兔耳中央动脉取血：在兔耳的中央有一条较粗、颜色较鲜红的中央动脉，用左手固定兔耳，右手持注射器，在中央动脉末端，沿着动脉向心方向平行刺入动脉，此法一次可取血10～15ml。
取血完毕后注意止血。
抽血时要注意：由于兔耳中央动脉易发生痉挛性收缩，因此抽血前，必须先让兔耳充分充血，当动脉扩张，未发生痉挛性收缩前立即抽血。
不要在近耳根处取血，因耳根部软组织厚，血管位置较深，易刺透血管造成皮下出血。
（3）心脏取血：兔心脏取血法和大、小鼠心脏取血法类似，且比较容易掌握。
将兔仰卧固定在手术台上，将心脏部位被毛剪去，用碘酒酒精消毒皮肤，选择心搏最明显处穿刺，针头刺入心脏后即有血液涌入注射器。
取得所需血量后，迅速将针头拔出，这样心肌上的穿孔易
于闭合。
经6～7天后，可以重复进行心脏采血。
此外，还可以从颈动静脉、股动静脉、眼底（一般不常采用）取血。
关于动物取血问题
1、关于小鼠血液量的问题：小鼠循环血量占体重的6%，或50-70ml/kg，采血占全血量的10%不会对机体造成严重的不良影响。
3-4周后可以重新采集一次。
特别注意的是：老年小鼠血量降低。
疾病会加重不良反应，所以必须考虑这些影响因素。
采血后应补充响应体积的液体，如果需要很短时间反复采血，比如每天一次，每次的采血量不应超过全血的1%。
2、关于取血方法的问题：（1）尾尖取血：当所需血量很少时采用本法。
固定动物并历出鼠尾，将鼠尾在45℃温水中浸泡数分钟，也可用二甲苯等化学药物涂擦，使局新血管扩张。
将鼠尾擦干，剪去尾尖，血自尾尖流出，让血液滴入盛器或直接用移液器吸取。
如需间隔一定时间，多次采取鼠尾尖部血液，每次采血时，将鼠尾剪去很小一段，取血后，先用棉球压迫止血并立即用6％液体火棉胶涂于尾巴伤口处，使伤口外结一层火棉胶薄膜，保护伤口。
也可采用切割尾静脉的方法采血，三根尾势脉可交替切割，并自尾尖向尾根方向切割，每次可取0.2～0.3ml血，切割后用棉球压迫止血。
这种采血方法在大鼠进行较好，可以较长的间隔时间连续取血，进行血常规检查。
（2）眼眶后静脉丛取血：当需中等量的血液，而又需避免动物死亡时采用此法。
用左手固定鼠，尽量捏紧头部皮肤，使头固定，并轻轻向下压迫颈部两侧，引起头部静脉血液回流困难，使眼球充分外突（示眼眶后静脉丛充血），右手持毛细玻璃管，沿内眦眼眶后壁向喉头方向旋转刺入。
刺入深度小鼠2～3mm，大鼠4～5mm。
当感到有阻力时再稍后退，保持水平位，稍加吸引，由于血压的关系，血液即流人玻璃管中。
得到所需的血量后，拨出毛细管。
若手法恰当，小鼠约可采血0.2～0.3ml，大鼠约可采血0.4～0.6ml。
（3）断头取血：当需要较大量的血液，而又不需继续保存动物生命时采用此法。
左手捉持动物，使其头略向下倾，右手持剪刀猛力剪掉鼠头，让血液滴入盛器。
小鼠可采血0.8～1.0ml，大鼠可采用5～8ml。
（4）眶动脉和眶静脉取血：此法既能采取较大量的血液，又可避免断头取血法中因组织液的混入导致溶血的现象，现常取代断头取血法。
(完整)动物全血量及最大注射量
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表12—22 实验动物全血、血浆、红细胞的容量和静脉血比容［61]
注:Pv=血浆容量 VH=红细胞比积 EV=红细胞容量 BV=全血容量
几种动物不同给药途径的最大注射量（ml）。
给动物采血的小技巧
给动物采血的小技巧1.选择合适的针头尺寸：针头的大小应根据动物的大小和血管的直径来选择。
过大的针头可能会破坏血细胞，过小的针头则可能导致血样太少。
一般来说，对于小动物如小鼠和小鸟，使用26-30G的针头比较合适；对于大动物如狗和猫，可以选择20-23G的针头。
2.寻找适合的采血部位：动物身体上有多个适合采血的部位，如颈部的颈外静脉、前肢的尺动脉或股动脉等。
选择采血部位时应避免静脉血栓形成、血管损伤或出血过多等情况。
在选择具体部位之前，应该根据实验目的、动物种类和个体情况来决定。
3.确保采血部位清洁：在进行采血之前，应该先用适当的消毒剂清洁采血部位，以减少细菌感染的风险。
对于小鼠和小鸟等小动物，可以使用酒精来清洁；对于大动物，可以使用碘酒或氯己定等消毒剂。
4.适当固定动物：为了确保采血过程中的安全性，可以使用适当的方法来固定动物。
这可以包括使用胶带、手指或专门的动物采血架等。
固定动物有助于提供一个稳定的采血部位，减少意外伤害的风险，并提高采血的成功率。
5.使用适当的采血技术：采血的技术根据不同的动物种类和采血部位会有所不同。
例如，对于小鼠，可以通过尾部静脉或眼眶静脉来采集血液，而对于大动物，可以通过针刺静脉或冠状血管来采血。
6.控制采血的速度和压力：在进行采血时，应尽量减少血管破裂、血栓形成和出血过多的风险。
这可以通过控制采血的速度和压力来实现。
一般来说，采血的速度不应过快，以免血液溢出或血栓形成；同时，采血时应控制采血针的进深度，避免穿透血管。
7.及时止血和处理采血部位：在完成采血后，应及时用纱布或棉球轻轻按压采血部位，以止血。
对于较小的动物，可以将动物放置在适当大小的箱子里，以减少动物活动和创伤。
同时，应及时处理采血部位的消毒和护理工作。
8.给动物提供适当的抚慰和补给：采血是一种压力性刺激，会给动物带来一定的疼痛和不适。
为了缓解动物的不适，可以给动物提供适当的抚慰，如温暖和舒适的环境、适当的体温和水分补给等。
大小鼠各种采血方法与最大采血量
大小鼠各种采血方法与最大采血量1 剪尾采血小鼠每次采血量0.1ml，大鼠每次采血量0.3-0.5ml左手拇指和食指从背部抓住鼠颈部皮肤，将鼠头朝下，鼠保定后将其尾巴置于50℃热水中浸泡数分钟，使尾部血管充盈。
擦干尾部，再用剪刀或刀片剪去尾尖1-2mm，用试管接流出的血液，同时自尾根部向尾尖按摩。
取血后用棉球压迫止血并用6%液体火棉胶涂在伤口处止血。
2 摘除眼球采血小鼠采血量0.6-1ml左手抓住小鼠颈部皮肤，轻压在实验台上，取侧卧位，左手食指尽量将小鼠眼周皮肤往颈后压，使眼球突出。
用眼科弯镊迅速夹去眼球，将鼠倒立，用器皿接住流出的血液。
采血完毕立即用纱布压迫止血。
大鼠少用。
3 心脏采血小鼠采血量0.5-0.6ml，大鼠采血量1-1.5ml鼠仰卧位固定，剪去胸前区被毛，皮肤消毒后，用左手食指在左侧第3-4肋间触摸到心搏处，右手持带有4-5号针头的注射器，选择心搏最强处穿刺，当刺中心脏时，血液会自动进入注射器。
4 断头采血小鼠采血0.8-1.2ml，大鼠采血量5-10ml左手拇指和食指从背部抓住鼠颈部皮肤，将鼠头朝下，右手用剪刀剪断鼠颈部约1/2-4/5，让血液流入试管。
5 眼眶静脉丛采血小鼠采血量为0.2-0.3ml，大鼠采血量为0.4-0.6ml取内径为1.0-1.5mm的玻璃毛细管，临用前折断成1～1.5cm长的毛细管段，浸入1％肝素溶液中，干燥后用。
取血时左手抓住鼠两耳之间的颈背部皮肤以固定头部，轻轻向下压迫颈部两侧，引起头部静脉血液回流困难使眼眶静脉丛充血，右手持毛细管由内眦部插入结膜，再轻轻向眼底部方向推进，轻轻旋转毛细管以划破静脉丛，让血液顺毛细管流出，接收入事先准备的容器中。
采血后纱布轻压眼部止血。
小鼠、大鼠、豚鼠及家兔均可采取此法取血。
刺入深度小鼠为2-3mm，可采血0.2-0.3ml；大鼠为4-5mm，可采血0.4-0.6ml。