组织膜蛋白的提取方法
植物膜蛋白提取方法
植物膜蛋白提取方法说实话植物膜蛋白提取这事，我一开始也是瞎摸索。
我试过超声破碎法来提取。
就像敲鸡蛋，想把里头的东西弄出来那种感觉。
把植物组织放在缓冲液里，然后用超声仪来破碎细胞。
可是我发现这种法子很容易把膜也给弄破喽，得到的膜蛋白纯度不咋高，好多其他乱七八糟的东西都混进去了。
这就好比炒菜的时候把不该放的调料都倒进去了，最后味道全乱套了。
后来呢，我又尝试了差速离心法。
这就像挑豆子，把大的小的分开那样。
先把植物组织破碎后，通过不同的离心速度把细胞器啊什么的和膜蛋白分离开。
开始的时候我老是掌握不好离心速度和时间，要么离心速度不够，那些东西分不开，要么就是离心太久了，把想要的膜蛋白都给弄丢了一部分。
经过好多次的尝试，我才慢慢摸准了一点规律。
比如说，先低速度短时间离心去掉那些大的残渣，然后再逐步提高离心速度和延长时间来纯化膜蛋白。
我有段时间还听别人说密度梯度离心法好使。
这方法有点像从水里分层捞东西。
就是用不同浓度的溶液形成一个密度梯度，然后离心，让膜蛋白在适合它密度的那个层面停下来，这样和其他物质分离开。
但是这个方法操作起来比较麻烦，各种溶液的配制就要很精确，我就老在这上面出错，溶液配不对后续根本得不到像样的结果。
还有就是用化学试剂来提取。
比如说表面活性剂。
这就跟用清洁剂去油污有点像，表面活性剂能把膜蛋白从细胞膜上给“扒拉”下来。
不过这化学试剂的种类和浓度可得选好了，选错了就像洗衣粉放太多把衣服都洗坏了似的，膜蛋白的活性啥的就全没了。
我就在选择表面活性剂的种类和浓度上栽过跟头，试了好多种，结果都不理想，不是蛋白没有提取出来就是提取出来的蛋白变性了失去活性了。
如果是新手上路的话，我觉得差速离心法可以先试试，毕竟相对来说比较直白一点，虽然可能会碰到不少问题，但是在调整离心速度和时间的过程中可以慢慢学习。
可千万别像我刚开始的时候，只知道按照书上的数值来，实际情况和书上可能有差别，要多做尝试才行。
在操作的全过程里，实验设备的清洁也很重要。
提取膜蛋白的方法
提取膜蛋白的方法提取膜蛋白是一项关键的实验步骤，用于研究膜蛋白的结构和功能。
本文将介绍几种常用的膜蛋白提取方法。
1. 浸泡法浸泡法是一种简单的膜蛋白提取方法。
将细胞或组织样品置于适当的缓冲液中，如磷酸盐缓冲液或生理盐水中，并加入一些溶解剂（如阴离子洗涤剂）以破坏膜结构。
浸泡一段时间后，离心以分离出溶液中的膜蛋白。
2. 磷脂双层溶液法磷脂双层溶液法利用磷脂双层膜的特性来提取膜蛋白。
首先，将细胞或组织样品放入含有磷脂双层的液体中。
磷脂双层膜与细胞膜相似，可吸附并保持膜蛋白的结构和功能。
然后，用洗涤液洗涤磷脂双层，使膜蛋白释放到洗涤液中。
3. 超声法超声法是一种物理方法，通过超声波的能量来提取膜蛋白。
将细胞或组织样品置于含有缓冲液的管中，并使用超声波处理。
超声波的能量可以破坏细胞膜结构，使膜蛋白溶解到缓冲液中。
然后，对溶液进行离心，将膜蛋白分离出来。
4. 酸碱提取法酸碱提取法利用pH的变化来提取膜蛋白。
首先，将细胞或组织样品放入酸性或碱性溶液中，并搅拌。
酸性或碱性环境可以破坏细胞膜结构，使膜蛋白溶解到溶液中。
然后，通过调整pH值，使膜蛋白沉淀，进一步提纯。
5. 亲水基质法亲水基质法是一种通过亲水基质与疏水膜蛋白的选择性结合来提取膜蛋白的方法。
细胞或组织样品与亲水基质接触，亲水基质与细胞膜的亲水区域结合，使膜蛋白释放到溶液中。
然后，通过离心和洗涤步骤来分离和纯化膜蛋白。
这些方法在膜蛋白的研究中应用广泛，但根据具体的实验目的和样品特性，可以选择适合的方法进行膜蛋白提取。
实验中还应注意选择合适的缓冲液、溶液浓度和温度，并结合离心、洗涤等步骤进行蛋白的纯化和分离。
此外，需要根据实验目的选择合适的检测方法，如SDS-PAGE、Western blot等来确定提取的膜蛋白的质量和纯度。
总之，膜蛋白提取是膜生物学研究的重要一环，不同方法适用于不同的样品和实验要求。
正确选择和操作提取方法可以高效地提取膜蛋白，并为后续研究提供可靠的样品。
组织蛋白提取步骤
组织蛋白提取步骤组织蛋白提取是一种常见的实验方法，在生物医学研究中广泛应用。
通过组织蛋白提取，可以获取到目标蛋白质，并进行后续的分析和研究。
本文将详细介绍组织蛋白提取的步骤及注意事项。
一、实验前准备1.准备所需材料：待提取组织样本、PBS缓冲液、RIPA裂解缓冲液、PMSF（丙烯酰氨基苯甲酸）、SDS-PAGE凝胶电泳试剂盒等。
2.消毒工作台和实验器具，保证实验环境干净卫生。
3.根据所需样本量选择合适的试管或离心管，标注好编号和样品信息。
二、样品收集1.收集新鲜组织样品，尽可能避免冷冻保存，因为长时间冷冻会对蛋白质结构产生影响。
2.将组织放置在PBS缓冲液中进行清洗和去除表面污物。
3.将组织切成小块或粉碎成粉末状，以便更好地进行裂解。
三、裂解1.将组织样品加入RIPA裂解缓冲液中，按比例加入PMSF，PMSF的浓度一般为1mM。
2.将混合物放置在冰上静置30分钟，使细胞膜破裂，并释放出蛋白质。
3.使用离心机进行离心，离心速度一般为12000rpm，离心时间约为10-15分钟。
四、收集蛋白1.将上清液收集到新的离心管中，去除沉淀和杂质。
2.使用SDS-PAGE凝胶电泳试剂盒进行蛋白质浓度检测和电泳分析。
3.根据实验需要进行后续处理，如Western blot、ELISA等实验。
五、注意事项1.操作过程中需保持洁净卫生，避免污染样品。
2.PMSF是一种有毒化学物质，在使用时需佩戴手套和防护眼镜，并注意避免吸入或接触皮肤。
3.组织样品应尽可能新鲜，并在保持完整性的情况下进行裂解。
如果组织保存时间过长或受到损伤，则可能会影响蛋白质提取的效果。
4.离心时应注意离心速度和时间，避免过度离心导致蛋白质损失。
5.在蛋白质浓度检测和电泳分析中，应根据实验需要选择合适的试剂盒和仪器，并按照说明书进行操作。
总之，组织蛋白提取是一项重要的实验技术，在生物医学研究中具有广泛的应用。
通过正确的操作步骤和注意事项，可以提高蛋白质提取的效率和准确性，为后续实验打下坚实的基础。
动物细胞或组织的蛋白质抽提步骤
动物细胞或组织的蛋白质抽提步骤步骤一：收集和处理样品首先，需要收集要研究的动物细胞或组织样品。
样品可以是从细胞培养物中收集的细胞，也可以是从动物体内收集的组织。
在收集样品之前，可以用生理盐水冲洗样品，以去除与研究无关的物质。
步骤二：细胞破碎和组织研磨接下来，需要将细胞破碎或组织研磨，以释放细胞内或组织内的蛋白质。
对于细胞破碎，可以使用一些方法，如机械破碎、超声波破碎或冻融破碎等。
对于组织研磨，可以使用搅拌器或研磨器等工具进行研磨。
步骤三：离心步骤四：蛋白质提取将经过离心的上清液取出，即为蛋白质提取物。
蛋白质提取液可以选择不同的组成，以适应研究的目的。
一般来说，一个典型的蛋白质提取液可能包含以下成分：蛋白酶抑制剂（如PMSF）、还原剂（如DTT或β-巯基乙醇）、溶解剂（如甲醇或异丙醇）、洗涤剂（如Triton X-100或Tween-20）以及缓冲液（如磷酸盐缓冲液或Tris缓冲液）等。
这些成分对于蛋白质的稳定性、可溶性和抽提效果起着重要作用。
步骤五：蛋白质浓缩为了浓缩蛋白质，可以使用一些方法，如醋酸沉淀、有机溶剂沉淀或钙盐沉淀等。
这些方法可以使蛋白质从提取液中沉淀下来，以减少液体体积并提高蛋白质浓度。
步骤六：蛋白质分析最后，可以对蛋白质抽提物进行分析。
常用的蛋白质分析方法包括SDS-凝胶电泳、Western blotting、质谱分析等。
这些方法可以用于分析蛋白质的分子质量、浓度、结构和功能等。
总结起来，动物细胞或组织的蛋白质抽提步骤包括：收集和处理样品、细胞破碎和组织研磨、离心、蛋白质提取、蛋白质浓缩和蛋白质分析。
这些步骤的选择和优化将根据具体的实验目的和要求进行调整。
植物组织蛋白质提取方法
植物组织蛋白质提取方法1、植物组织蛋白质提取方法1、根据样品重量（1g样品加入3.5ml提取液，可根据材料不同适当加入），准备提取液放在冰上。
2、把样品放在研钵中用液氮研磨，研磨后加入提取液中在冰上静置（3-4小时）。
3、用离心机离心8000rpm40min4℃或11100rpm20min4℃4、提取上清夜，样品制备完成。
蛋白质提取液：300ml1、1Mtris-HCl（PH8）45ml2、甘油（Glycerol）75ml3、聚乙烯吡咯烷酮（Polyvinylpolypyrrordone）6g这种方法针对SDS-PAGE，垂直板电泳！2、植物组织蛋白质提取方法三氯醋酸—丙酮沉淀法1、在液氮中研磨叶片2、加入样品体积3倍的提取液在-20℃的条件下过夜，然后离心（4℃8000rpm以上1小时）弃上清。
3、加入等体积的冰浴丙酮（含0.07%的β-巯基乙醇），摇匀后离心（4℃8000rpm以上1小时），然后真空干燥沉淀，备用。
4、上样前加入裂解液，室温放置30分钟，使蛋白充分溶于裂解液中，然后离心（15℃8000rpm 以上1小时或更长时间以没有沉淀为标准），可临时保存在4℃待用。
5、用Brandford法定量蛋白，然后可分装放入-80℃备用。
药品：提取液：含10%TCA和0.07%的β-巯基乙醇的丙酮裂解液：2.7g尿素0.2gCHAPS溶于3ml灭菌的去离子水中（终体积为5ml），使用前再加入1M的DTT65ul/ml。
这种方法针对双向电泳，杂质少，离子浓度小的特点！当然单向电泳也同样适用，只是电泳的条带会减少！3、组织：肠黏膜目的：WESTERN BLOT检测凋亡相关蛋白的表达应用TRIPURE提取蛋白质步骤：含蛋白质上清液中加入异丙醇：（1.5ml每1mlTRIPURE用量）倒转混匀，置室温10min离心：12000 g，10min，4度，弃上清加入0.3M盐酸胍/95％乙醇：（2ml每1mlTRIPURE用量）振荡，置室温20min离心：7500g，5 min，4度，弃上清重复0.3M盐酸胍/95％乙醇步2次沉淀中加入100％乙醇2ml充分振荡混匀，置室温20 min离心：7500g，5min，4度，弃上清吹干沉淀1％SDS溶解沉淀离心：10000g，10min，4度取上清-20度保存（或可直接用于WESTERN BLOT）存在的问题：加入1％SDS后沉淀不溶解，还是很大的一块，4度离心后又多了白色沉定，SDS结晶？测浓度，含量才1mg/ml左右。
人心房组织膜蛋白SK2的提取方法
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（ 、 学 院 心血 管 医 学 研 究所 ， Ｉ Ｉ 帅１ ６６ ０ ） 泸ＩＩ １ 医 Ｉ ）泸 ４０ ０ ￣Ｉ
摘
要 目的 ： 化 人心 房 组 织 膜 蛋 白提 取方 法 。 法 ： 步 离 心法 提 取 心 肌 膜 蛋 白 ，Ｋ 膜 蛋 白用 ｗｅｅ ｂｏ 检 测 。 果 ： 优 方 分 Ｓ２ ｓ ｍ— ｌ ｔ ｔ 结
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膜蛋白提取
1分离组织膜蛋白的方法：1、取组织，加入10ml Buffer A 于冰上充分匀浆。
2、J6-HC离心机800rpm，4℃离心10min后，所得上清液转入超速离心管。
3、100000g，4℃离心1hr。
弃去上清，沉淀用适量的Buffer B重悬，冰上孵育2hr后分装至EP管，Eppendorf台式离心机10000rpm，4℃离心30min。
4、收集所得上清液即为膜组份。
Buffer A：0.32M 蔗糖，5mM Tris-HCl（PH 7.5），120mM KCl，1mM EDTA,1mM EDTA, 0.2mM PMSF, 1ug/ml Leupeptin, 1ug/ml Pepstatin A, 1ug/ml Aprotinin。
冰上预冷。
Buffer B：20mM HEPES（PH 7.5），10%甘油，2% Triton X-100, 1mM EDTA, 1mM EDTA, 0.2mM PMSF, 1ug/ml Leupeptin, 1ug/ml Pepstatin A, 1ug/ml Aprotinin。
冰上预冷。
2取约0.1g肝组织，加入2ml粉碎缓冲液，冰浴中超声粉碎，每次20秒，间隔30秒，共3次，4°c 105xg条件下离心2小时，上清液为胞浆蛋白，沉淀部分加入1ml胞膜蛋白提取液，超声粉碎，4°c 105xg条件下离心2小时，上清液为胞膜蛋白。
样品蛋白含量测定采用酚试剂法。
3我们实验室提取膜蛋白的方法如下：1．将细胞种于T75 或T175的培养瓶中培养数天，细胞铺满瓶底后，吸去培养液。
将PBS/EDTA 溶液(NaCl:0.1M,NaH2PO4:0.01M,EDTA:0.04%)加入量以覆盖细胞为止，置于培养箱或在超净台内消化3～5分钟，如仍未脱落瓶底，用吸管吹打，使细胞完全脱落。
2．收集细胞悬液于10毫升或50毫升的离心管中，1000rpm离心10分钟，去上清液。
蛋白质的提取
6)detergent- based：提取时先裂解液裂胞膜（选用不同的去污试剂是要害），梯度离心分离细胞器(ER)，然后分级抽提方法。
例如，去掉细胞器之后的DEBRIS就是核膜，再裂解得到核膜蛋白。
而膜蛋白是裂胞膜时不溶的部分。
总的感受：细胞的量要很充足。
之后的定性鉴定常用的方法有双向免疫扩散、免疫电泳及聚丙稀酰胺凝胶电泳等。
纯化蛋白质浓度的定量测定可用双缩脲法、酚试剂法或紫外光吸收法定量鉴定膜蛋白，方便迅速。
到目前为止，提取膜蛋白仍然是蛋白学的一个瓶颈。
2、分离膜蛋白的方法（操作）1）分离细胞膜蛋白的方法：1 冰上刮下细胞后将细胞溶于有蛋白酶抑制剂的缓冲液A中，于室温与液氮罐中反复冻融2次。
2 5000转4度离心，驱除核及未裂解的细胞。
3 取上清12000转4度离心10分钟取沉淀溶于有蛋白酶抑制剂的缓冲液B中。
4 12000转4度离心10分钟取沉淀溶于有蛋白酶抑制剂的缓冲液C中提取后测蛋白浓度,SDS-PAGE电泳，分装后-20度保存备用。
buffer A : 1mMkcl,5mMNacl,3mM Mgcl2,50mM Hepes,1mM DTT,0.5ug/ml Leupeptin,20uM pmsf(PH=7.4)buffer B : 1mMkcl,5mMNacl,3mM Mgcl2,50mM Hepes,1mM DTT,0.5ug/ml Leupeptin,20uM pmsf(PH=7.4) 1mM EGTAbuffer C : 0.5ug/ml Leupeptin,20uM pmsf,50mMTris-cl(PH=7.0),2）分离细胞膜蛋白的方法：1、细胞放在冰上，去除上清，用pH7。
4的冷磷酸盐缓冲液洗涤单层细胞两次2、加入1ml2%TritonX溶液冰浴15min3、刮下单层细胞，4度下10 000g 5min离心4、溶液37度水浴10min以分离水相和去污剂相，然后37度下2 000g离心5min5、收集水相留作分析6、用500ul冰冷的buffer C溶解去污剂相沉淀，冰浴2min后加温，在按步骤6再次离心7、按步骤8再次抽提去污剂相，用buffer C将洗涤后的去污剂相稀释到初始体积8、用等量的buffer A分别稀释水相与去污相，并进行免疫沉淀实验试剂：1、2%tritonX114:2%TritonX114、50mmol/L Tris HCl（pH7。
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组织膜蛋白的提取方法
5、取沉淀,(即提取组织胞浆蛋白最后一步离心取上清后的沉淀）加入1mL冷的抽提Buffer，涡旋振荡混匀后，4℃放置10～15min；
【注：因抽提Buffer在室温时会分层，请务必于4℃混匀后加入】
6、4℃, 3000rpm 离心5min，取上清转移至新管（注意勿将沉淀带入上清），进行下步提取；
7、置于37℃水浴10min；
8、室温,13 000rpm离心5min，样品分成上层和下层（含膜蛋白）；
【注：建议使用进口透明性较好的微量离心管，可见下层为含膜蛋白的有机相。
上下两层因均为透明，只在交界处有一折光线，需仔细观察才可见到。
或室温静置30分钟～1小时亦可见分层。
以下亦同。
】
9、取下层，加入500μL冰冷灭菌水，4℃放置5min；
10、置于37℃水浴10min；
11、室温,13 000rpm离心5min，样品分成上层和下层（含膜蛋白）；
12、取下层，加入500μL冰冷灭菌水，4℃放置5min；
13、置于37℃水浴10min；
14、室温,13 000rpm离心5min，样品分成上层和下层（含膜蛋白）；
15、最终得到的下层即为膜蛋白提取物，BCA法测定蛋白含量（因残留有机相可能影响测定结果，此含量为相对参考值），分装冷冻保存。