几种PCR扩增的比较
各种PCR介绍
巢式PCR，可以在106基因组背景下检 测到一个拷贝的病毒基因，所以特异性 很好，但也是最容易污染的PCR。
谢谢
• 降落PCR开始先设定一个比较高的黏合温度，每个 循环黏合温度下降1℃，到一个较低温度以后每个循环 的黏合温度保持不变直到结束。在刚下降到特异性结 合可以进行的最高温度时，可以达到最高的特异性。 这样在起初的几个循环中，特异性扩增序列可以相对 非特异性序列多扩增若干倍，从而减轻非特异性扩增 对结果的干扰。这种方法可用于省去多次试验最佳黏 合温度的工作。
• 利用反向PCR可对未知序列扩增后进行分析，探索邻接 已知DNA片段的序列，并可将仅知部分序列的全长cDNA 进行分子克隆，建立全长的DNA探针。
1. 用一种在靶序列上没有 切点的限制性内切酶 消化 大分子量的DNA 2. 产生的大小不同的线性 DNA片段群体，其中具靶DNA 区段的DNA分子长度不超过 2-3Kb,经连接后环化成环状 分子
3. 按靶序列设计的一对向 外引物同靶序列5，--端互补 序列退火结合，其延伸方向 如图中箭头所指
4. 经PCR扩增产生的主要是 线性双链DNA分子，它是由 左侧的序列和右侧序列首位 连接而成，其接点就是限制 酶的识别位点
不对称PCR（ asymmetric PCR ）：用于
pcr技术有几种
PCR技术有几种PCR（聚合酶链式反应）是一种广泛应用于分子生物学领域的技术，其原理和过程都非常重要。
PCR技术可以迅速复制DNA片段，并在实验室中进行分析和研究。
PCR技术有几种不同的变体，每一种都有其特定的应用领域和优势。
1. 标准PCR标准PCR，也被称为常规PCR或传统PCR，是PCR技术最常用的形式。
在标准PCR中，需要使用DNA模板、一对引物、四种核苷酸和DNA聚合酶。
PCR反应从一段DNA的两端引导酶链的扩张，通过多次循环反复进行，最终产生大量的DNA复制产物。
标准PCR可用于多种应用，如基因克隆、基因表达定量分析、基因突变检测等。
它是分子生物学研究中最重要且最常用的工具之一。
2. 实时定量PCR实时定量PCR（qPCR）是PCR技术的一种改进形式，可以在PCR反应过程中实时监测扩增产物的积累量。
该技术利用荧光染料或探针标记扩增产物，通过测量荧光信号的强度来确定反应体系中的DNA量。
实时定量PCR广泛应用于基因表达分析、病原体检测、药物研发等领域。
由于其高灵敏度、准确性和快速性，成为许多实验室和医学机构的首选技术。
3. 逆转录PCR逆转录PCR（RT-PCR）是用于将RNA转录为相应的DNA的技术。
逆转录PCR结合了逆转录酶的作用和标准PCR的扩增机制，可以从RNA中合成DNA，进而进行进一步的分析。
逆转录PCR在研究基因表达和分析RNA病毒等方面发挥着重要作用。
它可用于确定基因是否转录为RNA，并量化RNA的表达水平。
4. 梯度PCR梯度PCR是一种对PCR反应条件进行逐步优化的技术。
通过在反应管中创建不同温度的梯度，可以在一个PCR实验中测试多个不同条件下的扩增效果。
这有助于确定最佳的PCR条件，以提高扩增效率和特异性。
梯度PCR在优化引物和降低非特异引物扩增的干扰方面非常有用。
对于特定的PCR 反应，梯度PCR可以提供更准确和高效的结果。
综上所述，PCR技术有多种不同的变体，每一种都有其特殊的应用领域。
pcr的种类和原理有哪些区别
pcr的种类和原理有哪些区别引言PCR（聚合酶链式反应）是一种在分子生物学中广泛应用的技术，它能够扩增DNA 片段。
由于PCR技术的发展，不同种类的PCR方法应运而生，其中包括常规PCR、实时定量PCR和逆转录PCR等。
本文将探讨这些PCR方法的原理和区别。
常规PCR常规PCR是最早被开发并广泛使用的PCR方法之一。
它涉及三个主要步骤：变性、退火和扩增。
在变性步骤中，DNA模板被热变性，使其双链断裂为两条单链。
然后，在退火步骤中，引物与模板DNA中的特定序列结合。
最后，在扩增步骤中，DNA聚合酶通过合成新的DNA链，从而扩增目标序列。
实时定量PCR实时定量PCR（qPCR）是一种在PCR扩增过程中可以实时监测DNA的数量的方法。
它基于常规PCR的原理，并增加了荧光染料或探针以量化PCR扩增的产物。
通过监测探针的荧光信号，可以在PCR扩增过程中定量目标DNA的数量。
qPCR常用于测量基因表达水平、病毒感染和基因突变等方面的研究。
逆转录PCR逆转录PCR（RT-PCR）是一种用于研究RNA的方法。
它可以将RNA反转录成互补的DNA（cDNA），然后使用PCR扩增这些cDNA。
由于RNA是一种相对不稳定的分子，逆转录PCR允许研究者将RNA转化为更容易处理和扩增的DNA。
逆转录PCR在许多领域中都有广泛应用，包括基因表达研究和病毒学研究等。
PCR种类的区别这些PCR方法之间有几个重要区别。
首先，常规PCR和逆转录PCR主要用于研究DNA和RNA，而实时定量PCR主要用于定量PCR扩增产物。
其次，实时定量PCR相较于常规PCR和逆转录PCR来说，具有更高的灵敏度和准确性。
实时定量PCR能够提供DNA扩增的实时监测结果，并且可以定量测量起始物质的数量。
最后，逆转录PCR需要额外的逆转录步骤，将RNA转化为cDNA，而常规PCR和实时定量PCR直接作用于DNA模板。
结论PCR是一项在分子生物学研究中不可或缺的技术。
pcr种类和原理
PCR种类和原理引言聚合酶链反应（PCR）是一种基因分析技术，广泛应用于分子生物学领域。
通过PCR，可以在短时间内扩增一小段DNA序列，从而方便进行基因检测、DNA测序等相关操作。
本文将介绍PCR的种类和原理。
PCR的种类PCR根据特定的用途和反应条件的不同，可以分为以下几种不同类型：标准PCR标准PCR是PCR的最基本形式，包括三个步骤：变性、退火和延伸。
在变性步骤中，将PCR反应体系中的DNA序列加热至高温，使其两个链解开。
然后，降温至一定温度，使引物（寡核苷酸）与DNA序列的两个链的末端结合。
最后，在合适的温度下，通过DNA聚合酶，使DNA序列的两个链延伸。
逆转录PCR逆转录PCR（RT-PCR）是一种将RNA转录成DNA的反应。
通过使用逆转录酶将RNA转录成cDNA，然后进行PCR扩增，可以更方便地研究RNA的表达和变化。
定量PCR定量PCR（qPCR）是一种用于测量DNA序列数量的PCR技术。
通过引入荧光探针或染料，可以实时监测PCR反应的进行，并据此计算目标DNA序列的起始数量。
数字PCR数字PCR是一种通过将反应体系分成多个小区域，并进行单分子级别的PCR扩增，实现对DNA序列的精确计数的方法。
长PCR长PCR用于扩增较长的DNA序列。
通常，标准PCR技术在扩增1000个碱基以上的DNA序列时表现不佳，而长PCR通过优化反应条件，可以扩增数千个碱基以上的DNA 序列。
PCR的原理PCR的原理基于DNA的复制过程。
PCR反应体系主要包括DNA模板、引物、DNA 聚合酶和反应缓冲液。
下面是PCR反应的基本步骤：1.变性：将反应体系加热至95°C，使DNA模板的双链解开。
此步骤中，DNA模板上的两个链会分离开，形成两个单链模板。
2.退火：降温至较低的温度，使引物与模板DNA的单链序列互补结合。
每个引物在目标区域的两端结合。
3.延伸：在适当温度下，DNA聚合酶开始将引物作为起始点，向外延伸合成新的DNA链，形成与模板DNA互补的两条新的DNA链。
所有pcr技术的种类原理应用
所有PCR技术的种类、原理和应用引言聚合酶链式反应（PCR）是一种基于酶的技术，用于在体外扩增特定片段的DNA。
PCR技术自20世纪80年代初以来就被广泛应用于分子生物学研究和临床诊断中。
随着技术的不断发展，出现了多种PCR技术，每种技术都有其特定的原理和应用。
传统PCR（PCR）传统PCR是最早被开发的PCR技术之一，也是最常用的PCR技术之一。
它基于酶扩增DNA的原理，包括三个主要步骤：变性、退火和延伸。
传统PCR可以扩增小片段的DNA，通常在100至1000个碱基对之间。
实时定量PCR（qPCR）实时定量PCR，又称荧光定量PCR，是一种可以实时监测PCR反应过程的技术。
在qPCR中，DNA在每一个循环中都会产生荧光信号，这种荧光信号与PCR产物的数量成正比。
qPCR可以精确地定量起始模板的数量，并且通常有更高的灵敏度和特异性。
数字PCR（dPCR）数字PCR是一种用于准确测定DNA分子数量的技术。
相对于传统PCR或实时定量PCR而言，数字PCR可以更加准确地计算起始DNA模板的数量。
数字PCR将稀释DNA样本分成数百万个小的反应区域，每个区域中只有一个DNA分子存在，通过监测阳性和阴性信号的比例，可以计算出原始DNA模板的数量。
长片段PCR长片段PCR是一种特殊的PCR技术，用于扩增较长的DNA片段（通常超过10 kb）。
由于长DNA片段在PCR反应中容易出现问题，如失去扩增能力或产生非特异性产物，因此长片段PCR通常需要进行优化。
长片段PCR在基因克隆、基因表达分析等领域中得到了广泛应用。
反转录PCR（RT-PCR）反转录PCR是一种用于将RNA转录成DNA的技术，然后再通过PCR进行扩增。
在RT-PCR中，首先使用反转录酶将RNA逆转录为cDNA（互补DNA），然后利用PCR扩增cDNA。
RT-PCR被广泛应用于研究基因表达调控、病毒诊断和基因突变检测等领域。
循环病毒扩增（LAMP）循环病毒扩增（LAMP）是一种新型的PCR技术，可以在恒温下进行，不需要复杂的温度程序。
数字pcr与普通pcr的区别
数字PCR与普通PCR的区别引言PCR（聚合酶链反应）是一种常用的分子生物学技术，用于在体外扩增特定DNA片段。
近年来，随着技术的发展，数字PCR（Digital PCR）作为PCR的一种新型形式，逐渐受到研究者的关注。
本文将重点探讨数字PCR与传统PCR之间的区别。
1. 反应方式传统PCR传统PCR是通过连续进行一系列的循环反应来扩增DNA。
反应开始时，所需的模板DNA、引物、酶和核酸酶被混合在一起，然后将反应混合物置于PCR仪中，按照特定的程序进行加热和降温循环，以使DNA的两个链得以分离和复制。
这个过程被称为PCR循环，通常包括：变性，退火和延伸。
数字PCR与传统PCR相比，数字PCR使用了微分反应环境，使得每个DNA分子都能被分别扩增。
数字PCR反应涉及将待扩增的DNA分子进行稀释，使得每个反应管中只有一个DNA分子。
然后，将每个反应管中的DNA分子进行扩增，并通过测量阳性和阴性信号的比例来计算起始模板DNA的数量。
数字PCR可以对每个分子进行单独扩增和计数。
2. 准确性传统PCR传统PCR的主要限制之一是它的信号强度与起始模板DNA的量之间呈指数关系。
当起始模板的数量较少时，PCR信号可能非常弱，从而使结果难以辨识。
这种信号的变异性限制了PCR的准确性。
数字PCR数字PCR在准确性方面具有明显优势。
由于数字PCR可以对每个DNA分子进行单独扩增和计数，因此可以避免信号的变异性。
数字PCR使用统计学方法来确定阳性和阴性信号的比例，从而计算起始模板的数量。
因此，数字PCR的准确性较高，能够提供可靠的结果。
3. 灵敏度传统PCR传统PCR的灵敏度通常受到起始模板DNA的限制。
当起始模板的浓度低于一定水平时，PCR反应可能无法从背景噪声中准确的检测到目标DNA序列。
数字PCR与传统PCR相比，数字PCR具有更高的灵敏度。
数字PCR可以将起始模板DNA稀释到每个反应管中仅有一个分子，因此可以非常准确地检测和计数每个目标分子。
PCR的种类及其应用有哪些
PCR的种类及其应用有哪些引言聚合酶链反应（PCR）是一种重要的分子生物学技术，已被广泛应用于基础研究、医学诊断、食品安全、物种鉴定等领域。
PCR技术通过体外扩增DNA片段，能快速、高效地产生大量目标DNA。
本文将介绍PCR的一些主要种类以及它们在各个领域的应用。
常见的PCR种类1. 常规PCR常规PCR也称为传统PCR，是最基本的PCR技术。
该方法主要包括三个步骤：变性、退火和延伸。
在变性步骤中，DNA被加热至高温，使其双链结构解开，形成两条单链。
在退火步骤中，引物与目标DNA序列结合。
在延伸步骤中，DNA聚合酶会从引物的3’端开始合成新的DNA链。
通过多次循环这个过程，可以快速扩增目标DNA。
2. 实时荧光定量PCR实时荧光定量PCR（qPCR）是一种可以实时监测PCR反应过程的技术。
在扩增过程中，与目标DNA序列结合的专门设计的探针会产生荧光信号。
荧光信号的强度与目标DNA的数量成正比，可以通过荧光信号的变化来确定初始目标DNA的数量。
qPCR被广泛用于基因表达研究、病原体检测、SNP分型等领域。
3. 逆转录PCR逆转录PCR（RT-PCR）是一种特殊的PCR技术，用于从RNA模板合成相应的DNA。
该技术首先通过逆转录酶将RNA转录为互补的DNA（cDNA），然后使用传统PCR技术扩增目标DNA。
RT-PCR广泛应用于基因表达分析、病毒诊断等领域。
4. 巢式PCR巢式PCR是对常规PCR的改进，通过进行两轮PCR反应来提高扩增特异性。
在第一轮PCR反应中，使用外部引物扩增目标DNA片段。
在第二轮PCR反应中，使用内部引物扩增第一轮PCR反应产物。
巢式PCR被广泛应用于微生物检测、基因定位等领域。
5. 数字PCR数字PCR是一种利用限稀稀释原理进行PCR信号计数的精确定量技术。
该技术通过将模板DNA稀释成稀溶液，使每个PCR反应管中仅有一个模板DNA分子。
通过计数正反应管的数目，可以准确确定目标DNA的初始浓度。
PCR分为几类
PCR分为几类PCR（聚合酶链式反应）是一种常用的分子生物学技术，可以在体外迅速扩增DNA 片段。
PCR的应用广泛，可以用于基因检测、疾病诊断、遗传学研究等领域。
根据PCR 的目的和方法不同，可以将其分为以下几类。
1. 标准PCR标准PCR是最基本的一种PCR方法，也是最常见的一种。
它包括三个主要步骤：变性、引物结合和扩增。
在变性步骤中，样本中的DNA被加热使其解旋成两条单链。
然后，在引物结合步骤中，两个特异性引物与目标DNA序列的两端结合。
最后，在扩增步骤中，DNA聚合酶通过引物在目标序列上进行扩增，生成大量目标DNA。
2. 实时定量PCR实时定量PCR是一种可以定量测定起始DNA数量的PCR方法。
与标准PCR不同，实时定量PCR在扩增过程中同时进行荧光信号检测。
这种PCR方法可以利用荧光染料或探针来监测PCR产物的数量，从而在扩增过程中实时定量目标DNA的起始数量。
实时定量PCR在基因表达分析、病原体检测和突变分析等方面有广泛的应用。
通过测定样品中特定基因的表达水平或病原体的数量，可以获得有关相应生物学过程或疾病状态的重要信息。
3. 反转录PCR（RT-PCR）反转录PCR是一种结合了逆转录和PCR的技术。
逆转录是将RNA转录为DNA的过程，通过反转录酶，目标RNA可以合成互补的DNA（cDNA）。
然后，使用PCR方法扩增cDNA，以便测定RNA的存在和定量。
RT-PCR广泛应用于基因表达研究和病毒检测等领域。
通过测定目标基因的mRNA 水平或检测病毒RNA的存在，可以了解基因表达的水平或病毒感染的情况。
4. 数字PCR数字PCR是一种精确测定DNA分子数量的PCR方法。
与传统PCR不同，数字PCR 将DNA分为许多微小的反应容器，并分别进行扩增。
通过计算阳性和阴性反应容器的数量，可以确定样品中DNA的精确浓度。
数字PCR在基因拷贝数分析、细胞自由DNA检测和胚胎植入前遗传诊断等方面有广泛的应用。
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普通PCR、原位PCR、反向PCR和反转录PCR的基本原理和操作步骤普通PCR1概述聚合酶链式反应(Polymerase Chain Reaction)，简称PCR，是一种分子生物学技术，用于放大特定的DNA片段。
可看作生物体外的特殊DNA复制。
DNA聚合酶（DNA polymerase I）最早于1955年发现，而较具有实验价值及实用性的Klenow fragment of E. Coli 则是于70年代的初期由Dr. H. Klenow 所发现，但由于此酶不耐高温，高温能使之变性, 因此不符合使用高温变性的聚合酶链式反应。
现今所使用的酶(简称Taq polymerase), 则是于1976年从温泉中的细菌（Thermus aquaticus）分离出来的。
它的特性就在于能耐高温，是一个很理想的酶，但它被广泛运用则于80年代之后。
PCR最初的原始雏形概念是类似基因修复复制，它是于1971年由Dr. Kjell Kleppe 提出。
他发表了第一个单纯且短暂性基因复制（类似PCR前两个周期反应）的实验。
而现今所发展出来的PCR则于1983由Dr. Kary B. Mullis发展出的，Dr. Mullis当年服务于PE公司，因此PE公司在PCR界有着特殊的地位。
Dr. Mullis 并于1985年与Saiki 等人正式发表了第一篇相关的论文。
此后，PCR 的运用一日千里，相关的论文发表质量可以说是令众多其它研究方法难望其项背。
随后PCR技术在生物科研和临床应用中得以广泛应用，成为分子生物学研究的最重要技术。
Mullis也因此获得了1993年诺贝尔化学奖。
2 PCR原理PCR技术的基本原理类似于DNA的天然复制过程，其特异性依赖于与靶序列两端互补的寡核苷酸引物。
PCR由变性--退火--延伸三个基本反应步骤构成：①模板DNA的变性：模板DNA经加热至93℃左右一定时间后，使模板DNA双链或经PCR扩增形成的双链DNA解离，使之成为单链，以便它与引物结合，为下轮反应作准备；②模板DNA与引物的退火(复性)：模板DNA经加热变性成单链后，温度降至55℃左右，引物与模板DNA单链的互补序列配对结合；③引物的延伸：DNA模板--引物结合物在TaqDNA聚合酶的作用下，以dNTP（脱氧核糖核苷三磷酸）为反应原料，靶序列为模板，按碱基互补配对与半保留复制原理，合成一条新的与模板DNA 链互补的半保留复制链，重复循环变性--退火--延伸三过程就可获得更多的“半保留复制链”，而且这种新链又可成为下次循环的模板。
每完成一个循环需2～4分钟，2～3小时就能将待扩目的基因扩增放大几百万倍。
3. PCR反应体系与反应条件3.1标准的PCR反应体系10×扩增缓冲液10μl4种dNTP混合物200μl引物10～100μl模板DNA 0.1～2μgTaq DNA聚合酶2.5 μlMg2+ 1.5mmol/L加双或三蒸水100 μl3.2 PCR反应五要素参加PCR反应的物质主要有五种即引物(PCR引物为DNA片段，细胞内DNA复制的引物为一段RNA链)、酶、dNTP、模板和缓冲液（其中需要Mg2+)。
［PCR步骤］标准的PCR过程分为三步：1.DNA变性（90℃-96℃）：双链DNA模板在热作用下，氢键断裂，形成单链DNA2.退火（25℃-65℃）：系统温度降低，引物与DNA模板结合，形成局部双链。
3.延伸（70℃-75℃）：在Taq酶（在72℃左右，活性最佳）的作用下，以dNTP 为原料，从引物的5′端→3′端延伸，合成与模板互补的DNA链。
每一循环经过变性、退火和延伸，DNA含量即增加一倍。
现在有些PCR因为扩增区很短，即使Taq酶活性不是最佳也能在很短的时间内复制完成，因此可以改为两步法，即退火和延伸同时在60℃-65℃间进行，以减少一次升降温过程，提高了反应速度。
4 PCR反应特点4.1特异性强PCR反应的特异性决定因素为：②底物与模板DNA特异正确的结合；②碱基配对原则；③Taq DNA聚合酶合成反应的忠实性；④基因的特异性与保守性。
其中引物与模板的正确结合是关键。
引物与模板的结合及引物链的延伸是遵循碱基配对原则的。
聚合酶合成反应的忠实性及Taq DNA聚合酶耐高温性，使反应中模板与引物的结合(复性)可以在较高的温度下进行，结合的特异性大大增加，被扩增的靶基因片段也就能保持很高的正确度。
再通过选择特异性和保守性高的靶基因区，其特异性程度就更高。
4.2 灵敏度高PCR产物的生成量是以指数方式增加的，能将皮克(pg=10-12)量级的起始待测模板扩增到微克(μg=10-6)水平。
能从100万个细胞中检出一个靶细胞；在病毒的检测中，PCR的灵敏度可达3个RFU(空斑形成单位)；在细菌学中最小检出率为3个细菌。
4.3简便、快速PCR反应用耐高温的Taq DNA聚合酶，一次性地将反应液加好后，即在DNA扩增液和水浴锅上进行变性-退火-延伸反应，一般在2～4 小时完成扩增反应。
扩增产物一般用电泳分析，不一定要用同位素，无放射性污染、易推广。
4.4对标本的纯度要求低不需要分离病毒或细菌及培养细胞，DNA 粗制品及RNA均可作为扩增模板。
可直接用临床标本如血液、体腔液、洗嗽液、毛发、细胞、活组织等DNA扩增检测。
5 PCR常见问题5.1假阴性，不出现扩增条带PCR反应的关键环节有①模板核酸的制备，②引物的质量与特异性，③酶的质量，④PCR循环条件。
寻找原因亦应针对上述环节进行分析研究。
模板：①模板中含有杂蛋白质，②模板中含有Taq酶抑制剂，③模板中蛋白质没有消化除净，特别是染色体中的组蛋白，④在提取制备模板时丢失过多，或吸入酚。
⑤模板核酸变性不彻底。
在酶和引物质量好时，不出现扩增带，极有可能是标本的消化处理，模板核酸提取过程出了毛病，因而要配制有效而稳定的消化处理液，其程序亦应固定不宜随意更改。
酶失活：需更换新酶，或新旧两种酶同时使用，以分析是否因酶的活性丧失或不够而导致假阴性。
需注意的是有时忘加Taq酶或溴乙锭。
引物：引物质量、引物的浓度、两条引物的浓度是否对称，是PCR失败或扩增条带不理想、容易弥散的常见原因。
有些批号的引物合成质量有问题，两条引物一条浓度高，一条浓度低，造成低效率的不对称扩增，对策为：①选定一个好的引物合成单位。
②引物的浓度不仅要看OD值，更要注重引物原液做琼脂糖凝胶电泳，一定要有引物条带出现，而且两引物带的亮度应大体一致，如一条引物有条带，一条引物无条带，此时做PCR有可能失败，应和引物合成单位协商解决。
如一条引物亮度高，一条亮度低，在稀释引物时要平衡其浓度。
③引物应高浓度小量分装保存，防止多次冻融或长期放冰箱冷藏部分，导致引物变质降解失效。
④引物设计不合理，如引物长度不够，引物之间形成二聚体等。
Mg2+浓度：M g2+浓度对PCR扩增效率影响很大，浓度过高可降低PCR扩增的特异性，浓度过低则影响PCR扩增产量甚至使PCR扩增失败而不出扩增条带。
反应体积的改变：通常进行PCR扩增采用的体积为20ul、30ul、50ul或100ul，应用多大体积进行PCR扩增，是根据科研和临床检测不同目的而设定，在做小体积如20ul后，再做大体积时，一定要模索条件，否则容易失败。
物理原因：变性对PCR扩增来说相当重要，如变性温度低，变性时间短，极有可能出现假阴性;退火温度过低，可致非特异性扩增而降低特异性扩增效率，退火温度过高影响引物与模板的结合而降低PCR扩增效率。
有时还有必要用标准的温度计，检测一下扩增仪或水溶锅内的变性、退火和延伸温度。
靶序列变异：如靶序列发生突变或缺失，影响引物与模板特异性结合，或因靶序列某段缺失使引物与模板失去互补序列，其PCR扩增是不会成功的。
5.2假阳性出现的PCR扩增条带与目的靶序列条带一致，有时其条带更整齐，亮度更高。
引物设计不合适：选择的扩增序列与非目的扩增序列有同源性，因而在进行PCR 扩增时，扩增出的PCR产物为非目的性的序列。
靶序列太短或引物太短，容易出现假阳性。
需重新设计引物。
靶序列或扩增产物的交叉污染：这种污染有两种原因：一是整个基因组或大片段的交叉污染，导致假阳性。
这种假阳性可用以下方法解决：操作时应小心轻柔，防止将靶序列吸入加样枪内或溅出离心管外。
除酶及不能耐高温的物质外，所有试剂或器材均应高压消毒。
所用离心管及样进枪头等均应一次性使用。
必要时，在加标本前，反应管和试剂用紫外线照射，以破坏存在的核酸。
二是空气中的小片段核酸污染，这些小片段比靶序列短，但有一定的同源性。
可互相拼接，与引物互补后，可扩增出PCR产物，而导致假阳性的产生，可用巢式PCR方法来减轻或消除。
5.3 出现非特异性扩增带PCR扩增后出现的条带与预计的大小不一致，或大或小，或者同时出现特异性扩增带与非特异性扩增带。
非特异性条带的出现，其原因：一是引物与靶序列不完全互补、或引物聚合形成二聚体。
二是Mg2+浓度过高、退火温度过低，及PCR 循环次数过多有关。
其次是酶的质和量，往往一些来源的酶易出现非特异条带而另一来源的酶则不出现，酶量过多有时也会出现非特异性扩增。
其对策有：必要时重新设计引物。
减低酶量或调换另一来源的酶。
降低引物量，适当增加模板量，减少循环次数。
适当提高退火温度或采用二温度点法(93℃变性，65℃左右退火与延伸)。
5.4出现片状拖带或涂抹带PCR扩增有时出现涂抹带或片状带或地毯样带。
其原因往往由于酶量过多或酶的质量差，dNTP浓度过高，Mg2+浓度过高，退火温度过低，循环次数过多引起。
其对策有：减少酶量，或调换另一来源的酶。
②减少dNTP的浓度。
适当降低Mg2+浓度。
增加模板量，减少循环次数。
原位PCR在科学研究中，每一项新技术的创立都会带来一系列新的研究成果问世，从而推动着各学科的发展。
纵观形态研究领域，50年代电子显微镜引入形态学观察领域，带来了从细胞水平到亚细胞水平的深入研究；60-70年代，免疫组织化学与免疫细胞化学技术的广泛应用，又将观察的水平由亚细胞结构推向了蛋白质分子水平，使细胞内众多的活性物质得以进行细胞或亚细胞水平的定位，对医学生物学的发展无疑产生了深刻的影响。
70年代，分子生物学技术在形态学中的广泛应用，随着原位杂交技术的出现，使组织细胞内特定的DNA或RNA序列能够被定位，将蛋白质水平又提高到基因水平即核酸分子的观察和定位，从而使人类对许多生命现象在基因水平上的认识得以深化；80年代，分子生物学领域中一项具有强大生命力的技术PCR——多聚酶链反应技术问世了，很快地就被引入形态学观察的领域，使细胞内低拷贝或单拷贝的特定DNA或RNA得以进行定位及观察。
这一技术的问世，必将带来更多的研究成果，使形态学的研究又向前迈出一大步。