植物组织培养报告
植物组织培养实验报告
植物组织培养实验报告植物组织培养是一种重要的生物技术手段，通过对植物细胞和组织进行离体培养，可以实现植物再生、遗传改良、病毒检测等多种目的。
本实验旨在探究植物组织培养的基本原理和操作方法，以及培养条件对植物再生的影响。
首先，我们选择了小麦离体子叶和茎段作为实验材料，进行了消毒处理和植物组织培养基的配制。
消毒处理是植物组织培养的关键步骤之一，它能有效杀灭外源微生物，保证培养组织的纯净性。
接着，我们将消毒后的植物材料转移到含有植物生长调节剂的培养基上，进行培养。
在培养的过程中，我们注意观察培养组织的生长情况，记录下不同处理条件下植物再生的效果。
实验结果表明，植物组织培养的成功与否受到多种因素的影响，包括植物材料的选择、培养基的成分、光照和温度等环境条件。
在本次实验中，我们发现小麦离体子叶的再生能力较强，而茎段的再生效果较差。
此外，培养基中生长调节剂的种类和浓度也对植物再生有显著影响，适当的生长调节剂可以促进再生过程，而过高或过低的浓度则会抑制再生。
综合实验结果，我们得出了一些结论和建议，首先，选择适宜的植物材料对于植物组织培养至关重要，不同植物材料的再生能力存在差异，需要根据具体情况进行选择；其次，培养基的配制需要根据具体植物材料和培养目的进行调整，合适的生长调节剂浓度可以提高再生效率；最后，培养条件的控制也是影响植物组织培养效果的重要因素，包括光照、温度、湿度等，都需要进行合理的调节。
总之，植物组织培养是一项复杂而有趣的实验技术，通过不断的实践和探索，我们可以更好地理解其中的原理和规律，为植物育种和生物工程领域的研究提供重要的技术支持。
希望本次实验结果能对相关领域的研究工作有所启发，也希望能为植物组织培养技术的进一步完善贡献一份力量。
组培实验的实验报告
一、实验名称植物组织培养二、实验目的1. 了解植物组织培养的基本原理和操作流程。
2. 掌握植物组织培养技术在植物繁殖、遗传改良和资源保护等方面的应用。
3. 培养实验操作能力和团队协作精神。
三、实验原理植物组织培养技术是利用植物细胞的全能性，通过无菌操作将植物组织（如茎尖、叶片、愈伤组织等）在特定的培养基上诱导分化，从而实现植物繁殖、遗传改良和资源保护等目的。
四、实验材料1. 植物材料：柳树茎尖、紫玉兰叶片。
2. 培养基：MS培养基、1/2MS培养基、1/4MS培养基。
3. 试剂：琼脂、蔗糖、葡萄糖、活性炭、硝酸铵、硝酸钠、磷酸二氢钾、硫酸镁、硼酸、氯化钙、氯化钾、氢氧化钠、氢氧化钾、盐酸、氯化钠、硫酸铁、硫酸锌、硫酸铜、抗坏血酸、维生素B6、吲哚丁酸、生长素、细胞分裂素等。
4. 实验器具：超净工作台、高压蒸汽灭菌器、培养皿、移液器、剪刀、镊子、酒精灯、酒精棉、无菌水等。
五、实验步骤1. 材料准备：将柳树茎尖和紫玉兰叶片洗净，用75%酒精消毒30秒，再用无菌水冲洗3次。
2. 培养基配制：按照实验要求，将不同浓度的MS培养基、1/2MS培养基和1/4MS培养基分别配制。
3. 接种：将消毒后的柳树茎尖和紫玉兰叶片接种到培养基上，每个培养基接种3个材料。
4. 培养条件：将接种后的培养基放入培养箱中，温度设置为25℃，光照强度为2000勒克斯，光照时间为12小时/天。
5. 观察记录：每隔7天观察一次培养材料的生长状况，记录其生长速度、颜色、形态等变化。
六、实验结果与分析1. 柳树茎尖培养：在MS培养基和1/2MS培养基上，柳树茎尖生长速度较快，颜色为绿色，叶片形状正常；在1/4MS培养基上，柳树茎尖生长速度较慢，颜色为淡绿色，叶片形状较小。
2. 紫玉兰叶片培养：在MS培养基和1/2MS培养基上，紫玉兰叶片生长速度较快，颜色为绿色，叶片形状正常；在1/4MS培养基上，紫玉兰叶片生长速度较慢，颜色为淡绿色，叶片形状较小。
植物培植实验报告范文(3篇)
一、实验目的1. 掌握无菌操作的植物组织培养方法；2. 通过配置MS培养基母液，掌握母液的配置和保存方法；3. 通过诱导植物叶片形成愈伤组织，学习愈伤组织的建立方法；4. 了解植物细胞通过分裂、增殖、分化、发育，最终长成完整再生植株的过程，加深对植物细胞全能性的理解；5. 探讨不同激素配比对植物愈伤组织形成的影响。
二、实验原理植物组织培养是利用植物细胞的全能性，通过特定的培养基和条件，使植物细胞或组织在体外条件下生长发育成完整植株的技术。
植物组织培养主要包括脱分化、再分化两个过程。
脱分化是指植物组织在培养条件下，由已分化的细胞重新获得分裂和分化的能力，形成愈伤组织；再分化是指愈伤组织在特定条件下，通过细胞分裂、增殖、分化等过程，形成具有特定形态和功能的器官。
三、实验材料与仪器实验材料：- 植物叶片（如小麦、水稻、玉米等）- MS培养基母液- 乙醇、氯化汞（HgCl2）、次氯酸钠等消毒剂- 琼脂- 烧杯、量筒、培养皿、解剖刀、剪刀、镊子、超净工作台、高压灭菌锅、水浴锅等实验仪器：- 培养室- 电子分析天平- 橡皮筋等四、实验步骤1. 材料预处理：- 将植物叶片用无菌水清洗，去除表面污物；- 用70%乙醇消毒30秒，然后用无菌水冲洗3次；- 用氯化汞（HgCl2）或次氯酸钠消毒5分钟，再用无菌水冲洗3次；- 将消毒后的叶片切成约1cm×1cm大小的块状。
2. 愈伤组织诱导：- 将预处理后的叶片块状接种于MS培养基中；- 在培养室中，将培养皿放置于适宜的温度（25℃左右）和光照条件下； - 观察愈伤组织的形成情况，记录愈伤组织的颜色、质地、大小等特征。
3. 激素配比试验：- 将愈伤组织接种于不同激素配比的MS培养基中；- 观察愈伤组织的生长情况，记录愈伤组织的颜色、质地、大小等特征； - 比较不同激素配比对愈伤组织形成的影响。
4. 再分化培养：- 将愈伤组织接种于含有生长素和细胞分裂素的MS培养基中；- 在培养室中，将培养皿放置于适宜的温度（25℃左右）和光照条件下； - 观察再分化过程，记录芽和根的形成情况。
植物组织培养观察报告
叶片发黄，边缘出现一些棕色的暗斑
照片
描述
叶片卷曲黄绿色，表面覆盖大量白毛，丝状根很多伸入培养基，叶片膨松
叶片长大膨松，愈伤组织卷曲，黄绿色伸入培养基更深，边缘长了白毛的细丝状根较少，有晶莹的颗粒
叶扁平状基本不卷曲，黄绿色
第三周
生根培养基（6-BA:NAA=1:5）
生芽培养基(6-BA:NAA=5:1)
对照组（不添加植物激素ctrl）
二、植物组培一个月观察结果表格记录
第一周
生根培养基（6-BA:NAA=1:5）
生芽培养基(6-BA:NAA=5:1)
对照组（不添加植物激素ctrl）
照片
缺图，ห้องสมุดไป่ตู้
描述
边缘向下弯曲且伸入
叶片略显膨大
基本无变化，有些发黄
第二周
生根培养基（6-BA:NAA=1:5）
生芽培养基(6-BA:NAA=5:1)
对照组（不添加植物激素ctrl）
照片
描述
白毛更多，根多而长，伸入培养基，白毛覆盖表面，叶片变化不明显
叶片卷曲，更大，叶片上长出茎类似物和幼苗，生根数量渐多但不如生根培养基多
基本无变化，叶片更加黄
第四周
生根培养基（6-BA:NAA=1:5）
生芽培养基(6-BA:NAA=5:1)
对照组（不添加植物激素ctrl）
照片
描述
白毛越来越多，覆盖了整个表面，培养基中也充满了植物的根，但叶片不见长大
生物培养植物实验报告
一、实验目的1. 了解植物组织培养的基本原理和操作方法；2. 掌握植物组织培养过程中无菌操作的技术；3. 学习植物愈伤组织的诱导和再分化方法；4. 观察植物细胞的全能性表现。
二、实验原理植物组织培养是将植物器官、组织或细胞在人工条件下，利用培养基提供必需的营养物质和生长因子，使其在无菌条件下生长、发育，甚至分化成完整植株的过程。
植物组织培养主要包括愈伤组织诱导和再分化两个阶段。
1. 愈伤组织诱导：将植物组织在适当的培养基上培养，使其脱分化形成无定形细胞团，即愈伤组织。
2. 再分化：将愈伤组织在特定培养基上培养，使其再分化形成具有特定形态和功能的器官，如根、茎、叶等。
三、实验材料与仪器1. 材料：豌豆种子、无菌水、无菌滤纸、无菌剪刀、无菌镊子、MS培养基、蔗糖、琼脂、2,4-D、6-BA、HgCl2（或次氯酸钠）。
2. 仪器：培养室、高压灭菌锅、水浴锅、解剖刀、三角烧瓶（100mL）、烧杯、量筒、培养皿、超净工作台、分析天平、长镊子、剪刀、橡皮筋等。
四、实验步骤1. 配制培养基（1）愈伤组织诱导培养基：MS培养基（蔗糖含量为10g/L，2,4-D含量为2mg/L，琼脂10g/L）。
（2）试验培养基：在MS培养基基础上，添加适量的蔗糖、2,4-D和6-BA。
2. 植物组织消毒将豌豆种子用无菌水冲洗干净，用70%乙醇浸泡30秒，再用无菌水冲洗3次。
将消毒后的种子用无菌滤纸吸干水分，用无菌剪刀将种子切成小块。
3. 愈伤组织诱导将消毒后的豌豆种子小块接种到愈伤组织诱导培养基上，置于培养室中培养。
4. 再分化将愈伤组织接种到试验培养基上，置于培养室中培养。
5. 观察与记录定期观察愈伤组织的生长情况，记录愈伤组织的形态、颜色、大小等特征。
待愈伤组织分化出根、茎、叶等器官时，观察其生长状况。
五、实验结果与分析1. 愈伤组织诱导在愈伤组织诱导培养基上，豌豆种子小块逐渐形成愈伤组织，愈伤组织呈白色、无定形，质地较软。
组培实验报告
一、实验简介实验名称：植物组织培养实验目的：通过植物组织培养技术，了解植物细胞生长、分化和再生的过程，掌握组培技术的操作方法，并应用于植物繁殖和遗传改良。
二、实验原理植物组织培养是利用植物细胞的全能性，通过特定的培养基和外界条件，使植物组织在体外进行生长、分化和再生，最终形成完整的植株。
该技术广泛应用于植物繁殖、遗传改良、基因工程等领域。
三、实验材料与仪器1. 实验材料：植物外植体（如叶片、茎段、愈伤组织等）培养基（MS培养基、改良MS培养基等）诱导培养基（1/2MS培养基、添加生长调节剂的培养基等）细菌培养基（如牛肉膏蛋白胨培养基）灭菌剂（如75%酒精、1%次氯酸钠溶液）其他：超净工作台、接种针、酒精灯、移液器、培养皿、培养箱等2. 实验仪器：电子天平高压蒸汽灭菌器移液器超净工作台培养箱显微镜四、实验步骤1. 材料预处理：选择健康、无病虫害的植物材料，用流水冲洗干净。
将外植体浸泡在1%次氯酸钠溶液中消毒5-10分钟，然后用无菌水冲洗3-5次。
将消毒后的外植体用无菌滤纸吸干水分。
2. 培养基制备：称取适量的培养基粉末，加入少量蒸馏水溶解。
将溶解后的培养基过滤除菌，加入适量的琼脂和生长调节剂。
将培养基倒入培养皿中，待凝固后备用。
3. 外植体接种：在超净工作台中，用无菌接种针将外植体接种到培养基上。
每个外植体接种3-5个，确保接种密度适宜。
4. 培养与观察：将接种后的培养皿放入培养箱中，控制适宜的温度、光照和湿度。
定期观察外植体的生长情况，记录愈伤组织形成、芽生长和根生长等过程。
5. 培养基调整与继代培养：当外植体形成愈伤组织或芽生长到一定长度时，可进行培养基调整和继代培养。
将愈伤组织或芽切割成小块，重新接种到新的培养基上。
根据生长情况，适时调整培养基成分和生长调节剂浓度。
五、实验结果与分析1. 愈伤组织形成：在适宜的培养基和条件下，外植体可形成愈伤组织。
愈伤组织是细胞增殖和分化的基础，是组织培养成功的关键。
植物组织培养实验报告
一、实验目的（1）学习植物外植体表面灭菌的常规方法；（2）了解物组织培养无菌操作技术；（3）学习诱导植物器官形成愈伤组织的方法与技术。
二、实验原理愈伤组织诱导培养是指在无菌条件下，将植物的器官或组织（如芽、茎尖、根尖、种子或花药）放在人工培养基上进行培养，通过脱分化和细胞分裂，进行愈伤组织诱导、生长和发育的一门技术。
诱导的愈伤组织在适宜的光照、温度和一定的营养物质与激素等条件下，可进行再分化，重新产生出植物的各种器官和组织，进而发育成完整的植株。
植物组织培养采用无菌操作方法，如果使用的植物材料是带菌的，则在接种前就必须选择合适的消毒剂对植物外植体进行消毒，获得无菌材料，这是取得组织培养成功的前提和重要保证。
三、实验器材和试剂仪器：超净工作台、光照培养下、酒精灯、打火机、橡皮筋、记号笔、脱脂棉、水果刀、1000ml烧杯(装废液用)，500ml广口瓶，内装75%酒精及棉球、100ml锥形瓶，250ml试剂瓶，内装HgCI2或次氯酸钠的消毒液。
无菌器材：培养基、吸水纸（定性滤纸）、直径90mm的培养皿、250ml三角瓶（或烧杯），250ml无菌水、镊子、解剖刀。
植物材料：直根胡萝卜、蔬菜种子或其它植物茎叶。
试剂：95%乙醇、0.1%氯化汞（或次氯酸钠）。
培养基：MS+1mg/L 2,4-D+30g/L 蔗糖+0.6-1.0g/L琼脂,pH5.8四、实验步骤（1）接种前，用75%酒精棉球擦拭超净工作台台面，将培养基及接种用具放入超净工作台台面，打开超净工作台紫外灯及接种间紫外灯，照射约30min，然后关闭紫外灯，通风20min后，打开日光灯即可进行无菌操作。
（2）外植体预处理：将胡萝卜根等外植体用流动的自来水冲洗干净，用小刀削去胡萝卜表皮1-2mm，切成大约20-30mm厚的块段，置于250ml三角瓶或大烧杯中，然后放入超净工作台中。
（3）双手用肥皂洗净，然后以70-75%乙醇棉将手擦试一遍。
开始在超净工作台中进行操作。
植物组织培养实验报告
植物组织培养实验报告目录1. 引言1.1 研究背景1.2 研究目的1.3 研究意义2. 实验方法2.1 材料准备2.2 实验步骤2.3 实验设计3. 结果与讨论3.1 实验结果3.2 结果分析3.3 结果讨论4. 结论引言研究背景植物组织培养是一种重要的生物技术手段，可用于植物繁殖、种质改良、病毒检测等方面。
通过培养植物的组织和细胞，可以实现对植物特定性状的调控和改善。
研究目的本实验旨在探究植物组织培养的基本原理和操作步骤，研究不同培养条件下植物组织生长情况，为植物生物技术的研究提供参考。
研究意义植物组织培养技术可以加快新品种选育的速度，提高植物的遗传改良效率，对于传统育种技术的完善和植物种质资源的保存具有重要意义。
实验方法材料准备- 植物组织样品- 培养基- 生长室- 培养瓶- 剪刀、消毒酒精等无菌操作工具实验步骤1. 准备培养基，对其进行灭菌处理。
2. 取样品进行无菌处理，切取植物组织。
3. 将植物组织置于培养基上，放入生长室进行培养。
4. 定期观察植物组织的生长情况，记录数据。
5. 根据实验设计，对不同处理组进行相应操作。
实验设计本实验设计了对照组和不同处理组，比较不同处理条件对植物组织生长的影响，以验证植物组织培养的有效性。
结果与讨论实验结果经过一段时间的培养，观察到植物组织在培养基上出现生长现象，不同处理组的生长情况有所不同。
结果分析通过对实验结果的分析，可以得出不同培养条件下植物组织生长的规律性，为进一步研究提供了重要依据。
结果讨论在讨论部分，对实验结果进行解释和归纳，总结出植物组织培养的特点和应用前景，为相关研究领域提供参考和启示。
结论植物组织培养是一种重要的生物技术手段，可以在植物繁殖、种质改良等领域发挥重要作用。
本实验结果表明，植物组织培养具有可行性和有效性，对于植物生物技术的发展和应用具有重要意义。
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实验报告
大蒜茎尖的组织培养
谢婷婷江宋青万嫣文吕凌宇
一、实验目的
掌握植物组织培养的相关理论知识及操作方法；
通过自行设计并完成实验，提高动手能力和思维能力；
利用植物细胞的全能性，使大蒜茎尖经过脱分化作用形成愈伤组织，再分化为有结构的组织和器官，最终增殖培育出大量品质优良的大蒜试管苗。
二、实验原理
植物组织培养是利用植物细胞的全能性原理。
植物组织培养是在无菌环境下，将离体的植物器官、组织以至单个细胞，在人工配置的培养基上培养，使其能够继续生长，甚至分化发育成一完整植株的过程。
植物的组织在培养条件下，原来已经分化停止生长的细胞，又能重新分裂，形成没有组织结构的细胞团，即愈伤组织。
这一过程称为“脱分化”。
已经脱分化的愈伤组织，在一定条件下，又能重新分化形成输导系统以及根和芽等组织和器官，这一过程称“再分化”。
三、实验材料、试剂和器材
1 供试材料
以购于府前菜场的大蒜为实验材料，实验在丽水学院生态学院组培实验室进行。
2 仪器与设备
超净工作台、培养事、电子天平、烧杯、容量瓶、玻璃棒、量筒、移液管。
3 试剂
70%酒精、95%酒精、0.1%升汞、蔗糖、琼脂条、6-BA（1.5 mg/L；2.0 mg/L）、2,4-D（2.0 mg/L）、NAA（1.0 mg/L；）、IBA（2.0 mg/L）、10倍的大量元素、100倍的微量元素、100倍的铁盐、100倍的有机物。
四、实验步骤
1.培养基的配制及灭菌
诱导培养基：MS+6-BA 2.0 mg/L+2,4-D 2.0 mg/L
出芽培养基：MS+6-BA 1.5 mg/L+NAA 1.0 mg/L
生根培养基：MS+IBA 2.0 mg/L
（1）将MS母液（10倍的大量元素、100倍的微量元素、100倍的铁盐、100倍的有机物）按顺序排列、检查是否失效。
（2）在装有3/4蒸馏水的容器中加入0.7%琼脂和3%蔗糖，加热溶化。
（3）依次吸取适量各种母液移到容器中。
（4）用蒸馏水定容到相应体积。
（5）调节pH值(用0.1M的NaOH或HCl调节)至5.8-6.0。
（6）向培养基中加入适量激素。
（7）将配制好的培养基进行分装（20-30ml/瓶）。
（8）用两层称量纸包扎瓶口，并用橡皮筋扎牢，然后在高压灭菌锅中121 ℃下灭菌20 min 。
取出三角烧瓶放在台子上，冷却后备用。
接种操作所需的一切用具（烧杯、培养皿、灭菌水等），需同时灭菌。
（9）将灭菌后的培养基于常温下放置一星期，观察有无污染。
2 外植体的选取和消毒
将大蒜剥去膜质外皮，选取完好的蒜瓣，放入加有洗洁精的自来水中浸泡30min，再用自来水冲净。
期间，用水和肥皂清洗双手，穿上鞋套进入无菌操作室，打开超净工作台的紫外灯，进行消毒灭菌20min，然后关闭紫外灯。
将洗净后的蒜瓣放入无菌的空培养瓶中，带入无菌超作室。
用70%的酒精擦拭双手及超净工作台，点燃酒精灯。
把剪刀、镊子等放入95%的酒精中，在火焰上灭菌。
将装有洗净后的大蒜的培养瓶放到台面上进行消毒。
由于大蒜蒜瓣较多，为使消毒彻底，将蒜瓣分成两批分装到两个已灭菌的烧杯中。
先用70%酒精消毒30s，倒掉酒精，再用0.1%的升汞消毒10min，用无菌水冲洗5次。
将大蒜消毒灭菌后，取出放到装有滤纸的培养皿上。
将接种器材从90%的酒精中取出，放到酒精灯外焰上至上而下灼烧，放在培养皿上冷却。
之后，用无菌器械把蒜瓣纵着切开，小心地用解剖刀和镊子切去蒜瓣肉质鳞片及稍大的叶片，取出蒜瓣内的茎，切取2-3mm的茎尖作为外植体。
3 愈伤组织的诱导
打开培养基，用火焰灼烧一下培养基的瓶口和瓶盖，用镊子夹住外植体，插入培养基中，每瓶接种5个茎尖。
再灼烧一下瓶口和瓶盖，拧好盖子。
观察愈伤组织的诱导情况。
4 继代培养
待产生的愈伤组织长到直径2~3cm时，将其从培养瓶中取出，将其切成适当大小。
打开培养基，用火焰灼烧一下培养基的瓶口和瓶盖，将切好的愈伤组织接入诱导培养基中继续培养，每瓶接种3块。
再灼烧一下瓶口和瓶盖，拧好盖子。
观察增殖情况。
5不定芽的诱导
将继代培养后的愈伤组织从培养瓶中取出，切成1 cm×1 cm的小块，打开培养基，用火焰灼烧一下培养基的瓶口和瓶盖，将切好的愈伤组织接入出芽培养基中，每瓶接种3块。
再灼烧一下瓶口和瓶盖，拧好盖子。
观察出芽情况。
6根的诱导
打开培养基，用火焰灼烧一下培养基的瓶口和瓶盖，选取生长旺盛的再生芽，从其基部与愈伤组织切离，接种于生根培养基中生根，每瓶接种1个芽，再灼烧一下瓶口和瓶盖，拧好盖子。
观察生根情况。
7 观察培养物的生长状况
每隔两天观察一次，检查其生长状况和被污染情况。
及时照片记录其生长情况（将培养瓶放在固定的位置，用相同的焦距拍下）。
污染状况根据培养基的状况和外植体的表现来决定。
五、实验结果
各阶段培养物的污染率与成活率
时间培养阶段污染率成活率
11.18-11.22 初代培养47% 53%
11.23-12.19 继代培养31% 69%
12.20- 出芽培养/ /
生根培养/ / 11月11日配置了诱导培养基并进行灭菌，一个星期后（11月18日）未发现培养基有污染，因此开始进行实验材料的处理，取大蒜蒜瓣内的茎尖将其接到诱导培养基中，共接种了15瓶培养基，置于培养室内培养。
四五天后，我们观察到部分培养基中接进去2-3mm的茎尖外植体开始膨大，已长出愈伤组织，如图1所示。
同时，由于茎尖最尖端的细胞快速的分裂生长，部分外植体长成类似芽状，有2-3cm高，如图2。
经分析，该外植体正好是茎尖最顶端部分，其细胞生长伸长较快，再加之培养基营养丰富，以至该外植体细胞能快速的分裂生长。
然而，此部分仅是细胞的生长伸长，还未诱导出结构松散的呈细胞团状的愈伤组织。
期间，由于部分培养瓶已污染，留有的愈伤组织不多。
为增殖出更多的愈伤组织，我们挑选出长势较好的愈伤组织，在无菌室中取出培养瓶中的愈伤组织，将其切割、离体后接种至新的培养基中进行继代培养。
图1 图2
十天后，大部分培养瓶茎尖基部切口边处都已诱导出愈伤组织，如图3、图4所示。
其表现为绿色、卵圆形、表面光滑的突起，突起大小不一，或密集或零散的分布于外植体切口的附近。
而部分绿色的愈伤组织周围还长有白色的组织，这是接种切取大蒜蒜瓣内的茎时部分茎段外紧贴着的几层白色的细胞而长出的。
图3 图4
一个月左右后，初代培养中的外植体大部分已诱导出愈伤组织，少部分可能由于外植体的自身因素的影响，诱导出的愈伤组织很小，或诱导出的不是愈伤组织（如图1中的芽状结构依旧保持该状态）。
而经继代培养的愈伤组织不断膨大，最终形成了直径1cm，长2-3cm左右的愈伤组织，如图5-8。
此时我们将愈伤组织转移至出芽培养基，以诱导其产生丛生芽。
图5 图6
图7 图8
至12月26日，此次设计性实验结束。
由于时间的限制我们小组的实验仅做到这一步，即愈伤组织未再分化出芽。
经统计后，经继代培养或初代培养的愈伤组织接到出芽培养基中的培养瓶一共有9瓶，每瓶培养基中接有3块愈伤组织。
而未转接到出芽培养基中的培养瓶（即依旧进行初代培养的培养瓶）有7瓶，每瓶中大概接有3-5个外植体，其诱导的愈伤组织很小或者几乎没有。
通过查阅参考文献等资料，我们发现采用大蒜茎尖进行快繁培养，其愈伤组织的形成也大概要30天，而愈伤组织则需继续培养50-60天，才能长出披针形的叶片，还待继续培养才能发育成芽簇。
因此，实验中接入出芽培养基中的愈伤组织还需继续培养才能再分化出芽。
我们小组实验在11月开展的，实验仅仅进行了一两个月的时间。
实验的选材和方案的设计花费的时间过长，在开展这项实验之前我们曾以鸡冠花种子、向日葵种子为实验材料，但因污染或未诱导出等各种原因放弃，最后决定以大蒜茎尖为外植体进行组织培养。
实验开展的太晚对实验进展有很大影响。