动物实验的基本技术和方法PPT课件

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小鼠实验的基本技术和方法ppt课件

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重。
小鼠皮下注射
小鼠尾静脉注射
• (4)腹腔注射给药法:小鼠的注射量为 0.1-0.2毫升/10克 。
• (5)肌肉注射给药法: • (6)脑内注射给药法:
小鼠腹腔注射
• (四)麻醉法 • 1、吸入麻醉法:常用麻醉剂为乙醚。 • 2、腹腔麻醉法:常用麻醉剂是戊巴比妥钠,
用生理盐水配成浓度为2%的溶液,用量为 0.023毫升/10克体重。
• (五)采血法 • 1、剪尾尖法: • 2、切割尾静脉采血法:
小鼠剪尾采血
• 3、眼部采血: • (1)眼眶后静脉窦采血 • (2)摘除眼球采血法:
小鼠内眦采血
• 4、心脏采血法 • (1)穿刺法:每次采血量为0.5-0.6ml。 • (2)开胸法 : • 5、断头采血法 :可采血0.8-1ml。
• 三、实验材料及标本 18-22克小鼠(每人一只)。
• 四、实验内容及方法 • (一)小鼠抓取固定方法
பைடு நூலகம்
小鼠保定技术
• (二)标记法 • 1、永久标记法: • 2、短期标记法:也称染色标记法 。
• (三)给药法 • (1)口服法: • (2)强制灌胃法:
小鼠灌胃
• 2、注射给药法 • (1)皮下注射给药法: • (2)皮内注射给药法: • (3)静脉注射给药法:剂量为0.05-0.1mg/10g体
• 一、实验目的 • (一)掌握小鼠抓、取、固定的基本方法。 • (二)熟悉鼠类的染色、标记的基本方法。 • (三)掌握鼠类的给药、麻醉的基本操作技术和
方法。 • (四)熟练掌握小鼠基本采血技术和方法。
• 二、实验用品 • 1ml注射器、5毫升注射器、针头、500毫升
烧杯、手术剪、镊子、止血钳、灌胃针头、 棉球、生理盐水、75%酒精等。

动物实验技术PPT课件

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不同种系的实验动物对相同因素的刺激反 应既有共同性的一面,也存在一些特殊反应, 同样的刺激对一些动物敏感,但对另外一些动 物可能不敏感。因此在实验研究中选用那些有 特殊反应、对实验研究敏感的动物作为实验对 象,也是保证实验成功的重要因素。
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(三)标准化原则
标准化原则是指动物实验中选择与课题 研究的目的、内容、水平相匹配的标准化 的实验动物。只有选用经微生物、寄生虫 学、遗传学、环境及营养控制的标准化实 验动物,才能排除生物因素、遗传因素、 环境及营养因素对实验结果的干扰。
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2、购入动物时,应向供应单位及时索取 动物的遗传背景、微生物背景、质量合格 证、动物的年龄、体重等资料。
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3、购入动物时,无论运输距离的远近,都 应考虑运输环境的温度、湿度、饮食以及 途中污染和窒息死亡等问题。
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4、购入清洁级以上的动物,应采用带有空 气过滤膜的无菌运输罐或带过滤帽的笼盒 运输,严格检查其密封状况。
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动物实验技术:
研究动物实验所需的各种条件、方法、 技术,以保证取得科学的、完整的、先进的实 验结果。
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动物实验的要求..
1、科学性 2、经济性 3、伦理性
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科学性要求
标准化的动物 标准化的实验条件 标准化的操作规程
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经济性要求
动物的选择 实验方法的选择
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伦理性要求
动物福利 3R原则
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(二) 常用动物外科手术器械
(三)手术器械的消毒 1、煮沸灭菌法、 2、 高压蒸气灭菌法 3、化学药品灭菌法。
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(四)敷料、手术巾、手术衣、帽、口 罩的消毒
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五. 手术人员的准备 为了保证无菌手术的进行,手术人

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动物,即2号动物调整到B组。 ⑦最终分组
A:3,9,10,12
B;1, 2 ,4,6 C:5,7,8,11
第49页,共115页。
七、去毛
1、剪毛:弯头剪毛剪。 2、拔毛:大小鼠尾静脉、家兔耳缘静脉
注射。 3、剃毛:将剃毛部位先用剪刀粗剪一遍,
蘸温肥皂水润湿,用剃刀顺着被毛方 向剃毛,用电动剃毛推剪,则逆被毛 向剃毛。
组别: B, C, A, B, C, B, C, C, A, A,C, A
第48页,共115页。
⑤ A:3,9,10,12 Bห้องสมุดไป่ตู้1,4,6
C:2,5,7,8,11
⑥调整分组:接刚才随机数字10继续抄表得随机 数字61,用61除以5(因为需要把C组的5个数 字调整掉一个),得余数1,所以把C组的第1个
第39页,共115页。
五、编号和标记
1、染色法:浅色动物 3.5-5%苦味酸溶液(黄色) 0.5%中性红或碱性品红溶液(红色) 煤焦油酒精溶液(黑色) 龙胆紫溶液(紫色)
第40页,共115页。
第41页,共115页。
2、打耳孔法:小型动物
第42页,共115页。
3、剪趾法:小型动物
第43页,共115页。
第52页,共115页。
(三)灌胃(i.g)
1、小鼠、大鼠、豚鼠
灌胃时将灌胃针按在注射器上,吸入药液。左手抓住 鼠背部及颈部皮肤将动物固定,右手持注射器, 将灌胃针插入动物口中,沿咽后壁徐徐插入食道。 动物应固定成垂直体位,针插入时应无阻力。若 感到阻力或动物挣扎时,应立即停止进针或将针 拔出,以兔损伤或穿破食道以及误入气管。
随机数字78,用78除以8(因为需要把A组的 8个数字调整掉一个),得余数6,所以把A组 的第6个动物,即12号动物调整到B组

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注意点: 抓取小鼠时动作要 迅速,要轻 防止被小鼠转过头 咬,抓其颈后皮肤要 多 如果被பைடு நூலகம்,应立即 挤出血液,清水冲洗
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2、性别的判定
未成熟鼠:生殖器发 育不明显,肛门与生 殖器之间的距离来区 分。远——♂、近— —♀。
成年鼠:雄性卧位可 见睾丸,雌性可见腹 部有5对乳头。
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1
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3、小鼠的给药操作
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1、抓取和固定: 抓取:习惯用右手者,
首先用右手从笼盒内将 小鼠尾中部或基部抓住 (不可抓尾尖),并提起或 放在左手上。
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固定
先用右手抓取鼠尾提起,置于鼠笼或实验台向后拉。 7
在鼠向前爬行时,用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳 和颈部皮肤。
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将小鼠置于左手掌心,无名指和小指夹其背部皮
肤和尾部,即可将小鼠完全固定。
(1)灌胃
左手固定小鼠使其头部向上,右 手持灌胃器。头后仰使口腔与食 道成一直线,将灌胃针沿一侧口 角进针,紧贴咽后壁慢慢插入食 道滑入动物的胃内,进针2/3后灌 生理盐水0.5ml。
注意事项:
抓取老鼠时应是鼠成竖直线
灌胃成功时,所遇阻力较小。若感到阻 力或动物挣扎时,应立即停止进针或将 针拔出,以免损伤或穿破食道以及误入 气管。
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穿刺前,碘伏消毒眼周皮毛,左手固定小鼠,右手穿刺。固 定小鼠的方式如照片所示:应让眼球凸出,这样才能保证在 穿刺时不会使小鼠致盲,同时达到压迫阻止静脉回流的目的。
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事先准备好毛细玻璃管(用手折断,我个人习惯用4厘米长左右的),玻璃管 平端先沿着鼻侧眼角慢慢滑动至眼球正下方的眼皮内,此时左手微微顺时针旋 转,使小鼠头部相对位置微向右下偏转,即相当于玻璃管刺入时是对着口腔方 向的,这样做可进一步避免小鼠失明。如上操作时,右手及毛细管保持不动。 当小鼠头部位置调整妥当时,毛细玻璃管刺入,这个动作应稳且迅速。一般情 况下,即会有血液流出,此时可快速拧搓毛细管,进一步破坏内眦静脉丛,加 26
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• 应熟练掌握各种实验动物的抓取方法,用轻 柔的手法把对动物施加的恐惧和痛苦降到最 低。
• 一般说来动物是不会主动攻击人的。 1. 小鼠抓取的注意点 2. 大鼠抓取的注意点 3. 豚鼠抓取的注意点
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4. 兔抓取的注意点 • 最好戴人造革围裙和袖套,以免爪子抓伤。 • 采用正确地抓取方法。 • 可采用兔固定器固定进行实验操作,或一人抓
动物实验基本知识 和操作技术
上海中医药大学实验动物中心 汤家铭
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进行动物实验操作前必须注意的事
一、动物福利和动物实验伦理问题 什么是动物福利? • 动物福利是指动物在整个生命过程中应得到人类的保护,
其基本原则是要善待动物,保证动物的健康和ቤተ መጻሕፍቲ ባይዱ乐。 • 动物福利的提出是基于这样一个观点,即动物与人一样,
2. 所用实验动物的品种、品系、性别、数量等能否 得到
3. 所需要的动物实验技术是否熟练掌握 4. 所用动物实验器具、试剂是否准备好 5. 所用的仪器设备是否处于可运行状态
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6.预实验 正式实验前的演习 预实验可用少量动物进行 预实验结果不能并入正式实验结果一起 分析。
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一、动物的抓取
• 动物的抓取是顺利进行各项动物实验操作最 基本的一个环节。
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(二)动物实验分组设计的基本类型 1.完全随机化设计 2.按体重分层随机区组设计 3.配对设计
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(二)按体重分层随机区组设计 先确定实验的组数,将动物称重,按体重的轻重顺序编号,再用随机化
工具,如随机数字表等,将动物随机分配至处理组及对照组。 • 随机区组法举例 • 以用四氧嘧啶诱发小鼠糖尿病模型,用药物进行治疗观察疗效为例,实
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二、动物实验分组设计
(一)一般动物试验分组设计的基本原则: 随机、对照和重复。
• 随机:就是按照机遇均等的原则来进行分 组。其目的是尽量减少各种干扰因素造成 的实验误差,不受实验者主观因素或其他 偏性误差的影响。
• 随机化的手段可采用编号卡片抽签法,随 机数字表或采用计算器的随机数字键。
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• 对照:是要求在实验中设立可与实验组比较,用以消 除各种无关因素影响的对照组。 对照应有可比性:同时同地同条件 对照设立有两种方式:
取固定,一人实验操作。
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豚鼠和兔的抓取
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5. 犬抓取注意点 • 实验用犬有专用的比格犬和农村收购来的草犬。 • 犬是通人性的,草犬购入后,饲养人员和实验
人员要经常亲近它们,使它放松对你的警惕, 容易直接抓取它们。 • 不要轻易使用长柄铁钳,钳伤造成的伤害会使 它对你更加恐惧,影响以后实验的进行。 • 抓取后用绳子将嘴绑住。
有思维、有情感,应当给予与人一样的生存权。 • 台湾学者夏良宙(1990年)把动物福利概括成两句话:
善待活着的动物, 减少动物死亡的痛苦。 应该再加一句:动物死后应得到妥善处理。
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在国际上被普遍认可的动物福利包括以下5个内 容,即:
1.应提供给动物满足生长发育和繁衍后代的营养食 物和清洁的饮水,使其免受饥渴。(吃好喝好)
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• 重复:是指同一处理要设置多个样本数。 重复的主要作用是估计试验误差、降低试 验误差和增强代表性,提高实验结果的精 确度,保证实验结果能在不同个体中稳定 地重复出来。
• 样本数过少,实验处理效应不能充分显示; 样本数过多,又会增加实际工作中的困难。 因此在进行实验前必须确定最少的样本例 数。最少的样本例数可按一般估测方法确 定,也可通过统计学方法进行测算确定。
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• 动物实验的伦理判断标准: 1.必须权衡实验的目和得出的结论与动物由
此而受到的伤害和死亡。 2.必須清楚而且明确「沒有任何替代方法可
达到所做的动物实验的目的」这个前提。 3.必须将动物的痛苦、压迫和不适减到最低
程度。
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二、 动物实验是实践性非常强的技术 和方法,不能仅靠书本理论知识,需 要通过反复实践加以掌握。 目的:
• 保证实验的顺利进行。 • 减少动物承受的痛苦。
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• 成为熟练掌握动物实验操作技 术的能手或专家应该是大学/研 究所每一个动物饲养管理人员 所追求的目标。
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动物实验前的准备
1. 所用动物实验设施是否符合本实验要求 普通设施,清洁级、SPF设施,感染性设施,有 毒有害供试品设施,放射性设施 实验室、手术室
• 自体对照 1.实验前后对照 2.身体左右对照 • 组间对照 (以手术造成兔腹主动脉损伤动脉粥样硬化模型为例) 1.正常(空白)对照组:正常饮食,不做手术 2.假手术组:正常饮食,做手术 3.模型组:手术+高脂饲料 4.已知疗效药物组:手术+高脂饲料+已知疗效药物 5.未知疗效药物组:手术+高脂饲料+未知疗效药物 6.赋型剂对照:手术+高脂饲料+赋型剂
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• 饲养繁殖实验动物的目的是用实验动物作 为人类的替难者进行各种生物医学研究。 一方面随着生物医学的发展,实验动物的 使用量逐年增加,使用种类也逐年扩大; 另一方面从动物福利和动物实验伦理学考 虑,又需要尽量减少一些不必要的动物实 验,特别是人类的宠物诸如猫、犬、猴等 ,或者在不得不做的动物实验中尽可能将 动物的痛苦、压迫和不适降到最低。
2.应提供给动物适当的栖息之地和饲养场所,使其 能休息和睡眠。(休息好)
3.应提供预防动物疾病和患病后及时诊疗的措施, 使其免受疾病和伤害的痛苦。(健康成长)
4.应提供给动物安静的饲养环境,无刺激动物发生 应激和恐惧的场面和声音。(平静生活)
5.应提供给动物同类一起自由玩耍、表达天性的空 间和自由。(表达天性)
验中可分为5组:正常对照组、模型组、药物治疗低剂量组、高剂量组 和已知可治疗糖尿病药物组,每组10只,5雌5雄。按下列步骤进行分 组: 1)雌雄分开:分组时雌、雄动物分开分别进行。 2)用记号笔在小鼠尾巴上随机编1-25号。 3)按编号称重,记录每只小鼠的体重。 4)按动物体重顺序依次重新编号。 5)共5个实验组分成5个区组,每个区组都有5只体重相近的动物。第一 区组5只动物为1、2、3、4、5号,第二区组为6、7、8、9、10号, 余类推。 6)抄录随机数表。抄录数字的个数等于区组数减1,如5个区组就抄录4 个数字。第5个动物无随机数字,其分组为调剂。以后的区组按顺序依 次抄录数字。 7)将小鼠分到各组中。
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