小鼠尾静脉注射
小鼠尾静脉注射标准操作规程
小鼠尾静脉注射标准操作规程
目的：本标准描述实验人员进行小鼠尾静脉注射的操作规程。
规程
1.先将动物固定在固定器内或扣在烧杯中，使尾巴外露。
2.尾部用45～50℃的温水浸泡半分钟或用酒精擦拭使血管扩张，并可使表皮角质软化。
3.然后将尾部向左或向右拧好，使一侧尾静脉朝上。
4.左手食指和中指捏住鼠尾上下，使静脉充盈，用无名指从下面托起尾巴．以拇指和小指夹住尾巴的末梢。
5.右手持注射器(连5号细针头)，使针头与静脉平行(小于30~)，从尾下四分之一处进针。
6.刺入后先缓注少量药液，如无阻力，表示针头已进入静脉，可继续注入。
7.一般推进速度为0．05ml／秒～0．10ml／秒，一次注射量为O．05ml ／lOg体重～O．25ml／lOg体重。
8.注射完毕后把尾巴向注射侧弯曲以止血。
注意事项
在小鼠尾部有四根血管十分明显：背腹各有一根动脉，两侧各有一根静脉，尾静脉注射应选取两侧的血管。
小鼠尾静脉注射心得培训资料
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小鼠尾静脉注射心得
小鼠尾静脉注射心得
对血管的选择
1.小鼠尾部有三条静脉，左右两边各一条而且比较浅，容易穿刺；中间一条较深不容易找到，建议尽量不要选择。
另外穿刺选择尾部中下1/3-1/2处比较好，因为此处皮肤较薄，可以用75%的酒精反复擦拭穿刺部位血管，使其充盈，并使皮肤的角质层软化，便于穿刺。
或者在注射之前，小鼠尾巴用温水泡大约
2min,（水温大约50℃），这样才能使血管充分舒张。
注射前用干棉球擦干，从下往上扎。
这样的好处是万一一次扎不进，还可以继续使用此血管。
2.针的选择：书上说使用的是1ml的注射器，有人在实验中用的是头皮针，后接1ml注射器，因为头皮针针头更小，对血管的损伤更小，适合连续多次给药，其次使用头皮针穿刺后，我们可以通过回血来判断穿刺是否成功。
（4号半1ml 注射器已经足够且容易进针。
3.注射手法：左手食指和中指上下夹住你所选择血管的靠近身体的一边，无名指和小指垫起一块纱布或者纸巾（建立一个穿刺的平面的作用），拇指压住所选血管的尾尖端，上下夹住血管的距离应以不影响右手持针上下移动为宜。
（否则容易人为建立穿刺的角度，而使右手持穿刺针穿刺过深，导致穿刺失败。
）右手持穿刺针，针斜面向上，针与皮肤稍成一角度（10℃左右），进针后要将针头稍向上挑，然后将针向里送一点。
如果在血管里，则无阻力，并且能看见针。
若针看得很清晰，则扎到了皮下，若针看不清，则针扎深了。
看到回血表明成功，还可以回抽，见到回血后表明穿刺已进入血管，可以给药。
小鼠尾静脉注射方法
小鼠尾静脉注射方法一器材1 mL 一次性注射器、棉球（酒精棉球和干棉球）、试管夹、橡胶手套、固定器(自制，将50mL螺盖塑料离心管底部钻开4-6个透气小孔，离心管盖子正中钻一直径约5mm的小孔)，电热恒温水槽。
二方法1.小鼠的固定最好使用小鼠固定器，前部有气孔保证小鼠呼吸，后部可以将尾部拉出，不要让小鼠在固定器中有太多活动空间，如空间较大，可加入一些填充物，防止小鼠在注射时乱动。
2.尾静脉的准备对于小鼠，其尾部血管中有4根十分明显:背腹各有一根动脉,两侧各有一根静脉。
动脉的位置相对较深且管腔相对较小，不容易刺入，因此常常选择两侧的静脉，且两侧的静脉较容易固定，它的直径平均小于0.6±0 .5 mm，但当遇到热水，75 %酒精，或远红外线的烘烤时，尾静脉呈明显扩张，平均为0.9± 0 .7 mm。
可以将小鼠尾部在45℃左右温水浸浴2分钟，以扩张静脉法适用于室温较低的情况。
如果是炎炎夏天，可直接省去热水浸泡，改为喷酒精即可。
3.尾静脉的选择小鼠尾部有3条尾静脉。
背部1天，两侧各1条。
由于背部静脉较深，较细，一般选择侧面的2条。
4.注射器的选择选择1-2ml注射器，针头采用4号或4.5号（外径为0.4mm，0.45mm）。
注射器吸入药液后，应将空气推出，防止因空气栓塞。
5.注射用75%酒精消毒鼠尾后，一般在尾部远端的1/3到1/2处进针，此处皮肤较薄，血管清晰，进针容易，而且一旦注射不成功，可以有更多近端注射的余地。
将欲注射的鼠尾用左手紧紧压在桌面上，右手进针时针头与桌面平行，针尖稍稍朝下，一旦进入，将针头稍稍上挑进入，针头沿血管进入，肉眼可关察到针头前进。
如果针头在血管中前进，可明显地感觉到针行通畅，毫无阻力。
若针头不在血管中，手感针行有阻力。
进针时不要太深，针头入皮肤后马上把针头略往上，平行进针，针扎入时有落空感，推液时无阻力则说明成功了。
如果推液阻力较大，甚至注射处出现渗液，则说明不在静脉内，需要重新调整注射。
小鼠尾静脉注射方法
各位高手提供的方法希望对你有帮助我今天尾静脉注射，没有经验，针进去也觉得挺顺，但一推生理盐水尾巴就变白，请问如果打到静脉里，尾巴有何反应，会不会变白?变白是不是插到皮下了呢？尾巴变白，肯定没有打进血管，进了血管后，注射器推进很顺利，基本没有阻力，血管内也可以看见药液把血液推走。
尾巴变白，且注射器推动有阻力，肯定没有进血管。
注射前用热水泡一下尾巴，打左右两侧的静脉，应该是比较好打的。
我推药液时也挺顺的。
但推后尾巴变白了，血管内好像也可以看见药液把血液推走。
但推走后，看到的就是血管变白了。
是不是因为把红色的血液推走了，所以变白了？我说得这种情况有没进血管的可能性呢？我回抽了一下，始终未看到回血。
我用的是小鼠，小鼠尾静脉注射时回抽能看到回血吗，好像即使是断尾，也只能采集到0.1ml啊。
请指教一下吧？谢谢！小鼠尾静脉注射时是没有回血的，只要注射器推进顺利，且局部没有肿起，一般就是进入血管了我是麻醉科的，尾静脉注射很熟练。
经验是：1－尾静脉上止血带，使静脉充盈2－酒精涂搽或温水浸泡3－剃须刀备皮4－用套管针而非普通针头，留管后见回血才能确保在静脉内，方能给药。
5－普通细针容易移位和穿破血管。
用温水浸泡时水温应该稍高一点，特别象是在冬天，温度最好是让老鼠不能耐受，即鼠尾会在水中剧烈摆动，此方法特别适用于黑色或褐色的老鼠（当然温度也不能太高，又不是煲汤，呵呵），时间10-20秒即可。
进针时角度要小一些，一般15°就行了。
进针深度不要太浅，否则当你把手移开准备注射时可能弄破血管。
注射时不用看回血，阻力较大即是未进血管，退出重新穿刺。
左右两侧的静脉以左侧稍粗，可以首先从这边注射。
在尾静脉注射时，抓住尾巴把小老鼠放在桌上或平的地方，边注射边顺势稍稍往后拉尾巴，小鼠会往前跑而不是回头，这样就能一人注射了。
之所以平放是因为老鼠倒提会回头咬人，不安全！这方法是我老师教的我，很不错，一个人熟练的话一个早上能注射60只小鼠，有兴趣的不防试试！现在的导师有几个会注射尾静脉的，真难为学生。
小鼠尾静脉注射
小鼠尾静脉注射：高手经验谈1、固定：小鼠一定要固定好，注射时尾巴不能动。
我一直用小鼠固定器固定，另外一人用手指轻轻夹住尾巴的根部，这样一般能固定的很好。
（我自己是找一个去500或者1000ml的烧杯，倒卡在桌子上，小鼠放在里面露出尾巴即可）2.对血管的选择,一般来说,小鼠尾部有三条静脉,左右两边各一根而且比较浅,容易穿刺；中间一根位置较深,不是很容易穿到,建议尽量不选择.另外穿刺选择尾部中下2/3~1/2处比较好,因为此处皮肤较薄,我的体会是可以采用75%酒精反复擦拭穿刺血管,使其充盈,并且使皮肤的角质层软化,利于穿刺. 或者在注射之前，小鼠尾巴用温水（水温约50度左右）泡大约2分钟，这样能使血管充分舒张。
用干棉球擦干。
血管应选择两侧的血管，从下向上扎。
这样的好处是万一一次扎不进，还可以继续使用此血管。
3.针的选择：书上说使用1毫升的注射器.有人在实践中采用的是头皮针,后接1毫升注射器.因为头皮针针头更小,对血管的损伤更小,适合多次连续给药，其次使用头皮针穿刺后,我们可以通过回血来判断穿刺是否成功.（我的体会是4号半1毫升注射器,已经足够且很容易进针）4、注射手法：左手食指和中指上下夹注你所选择血管的靠近身体的一边,无名指和小指垫起一块纱布或者纸巾(建立一个穿刺的平面的作用),拇指压住所选血管的尾尖端,上下夹住血管的距离应以不影响右手持针上下移动为宜.(否则容易人为建立穿刺的角度,而使右手持穿刺针穿刺过深,导致穿刺失败.)右手持穿刺针,稍微挑起皮肤一点,就可以平着进针,看到回血表明成功,还可以回抽,见到回血后表明穿刺已进入血管,可以给药.用左手将鼠尾拉直，右手持1ml注射器的中下1/3部位，针斜面向上，在尾部的下1/3-1/2处进针，针与皮肤稍成一角度（10度左右），进针后要将针头稍向上挑，然后将针向里送一点。
如果在血管里，则无阻力，并且能看见针。
若针看得很清晰，则扎到了皮下，若针看不清，则扎深了。
小鼠尾静脉注射方法
小鼠尾静脉注射方法一器材1 mL 一次性注射器、棉球（酒精棉球和干棉球）、试管夹、橡胶手套、固定器(自制，将50mL 螺盖塑料离心管底部钻开4-6个透气小孔，离心管盖子正中钻一直径约5mm的小孔)，电热恒温水槽。
二方法1.小鼠的固定最好使用小鼠固定器，前部有气孔保证小鼠呼吸，后部可以将尾部拉出，不要让小鼠在固定器中有太多活动空间，如空间较大，可加入一些填充物，防止小鼠在注射时乱动。
2.尾静脉的准备对于小鼠，其尾部血管中有4根十分明显:背腹各有一根动脉,两侧各有一根静脉。
动脉的位置相对较深且管腔相对较小，不容易刺入，因此常常选择两侧的静脉，且两侧的静脉较容易固定，它的直径平均小于0.6±0 .5 mm，但当遇到热水，75 %酒精，或远红外线的烘烤时，尾静脉呈明显扩张，平均为0.9±0 .7 mm。
可以将小鼠尾部在45℃左右温水浸浴2分钟，以扩张静脉法适用于室温较低的情况。
如果是炎炎夏天，可直接省去热水浸泡，改为喷酒精即可。
3.尾静脉的选择小鼠尾部有3条尾静脉。
背部1天，两侧各1条。
由于背部静脉较深，较细，一般选择侧面的2条。
4.注射器的选择选择1-2ml注射器，针头采用4号或4.5号（外径为0.4mm，0.45mm）。
注射器吸入药液后，应将空气推出，防止因空气栓塞。
5.注射用75%酒精消毒鼠尾后，一般在尾部远端的1/3到1/2处进针，此处皮肤较薄，血管清晰，进针容易，而且一旦注射不成功，可以有更多近端注射的余地。
将欲注射的鼠尾用左手紧紧压在桌面上，右手进针时针头与桌面平行，针尖稍稍朝下，一旦进入，将针头稍稍上挑进入，针头沿血管进入，肉眼可关察到针头前进。
如果针头在血管中前进，可明显地感觉到针行通畅，毫无阻力。
若针头不在血管中，手感针行有阻力。
进针时不要太深，针头入皮肤后马上把针头略往上，平行进针，针扎入时有落空感，推液时无阻力则说明成功了。
如果推液阻力较大，甚至注射处出现渗液，则说明不在静脉内，需要重新调整注射。
小鼠尾静脉注射
：高手经验谈1、固定：小鼠一定要固定好，注射时尾巴不能动。
我一直用小鼠固定器固定，另外一人用手指轻轻夹住尾巴的根部，这样一般能固定的很好。
（我自己是找一个去500或者1000ml的烧杯，倒卡在桌子上，小鼠放在里面露出尾巴即可）2.对血管的选择,一般来说,小鼠尾部有三条静脉,左右两边各一根而且比较浅,容易穿刺；中间一根位置较深,不是很容易穿到,建议尽量不选择.另外穿刺选择尾部中下处比较好,因为此处皮肤较薄,我的体会是可以采用75%酒精反复擦拭穿刺血管,使其充盈,并且使皮肤的角质层软化,利于穿刺.或者在注射之前，小鼠尾巴用温水（水温约50度左右）泡大约2分钟，这样能使血管充分舒张。
用干棉球擦干。
血管应选择两侧的血管，从下向上扎。
这样的好处是万一一次扎不进，还可以继续使用此血管。
3.针的选择：书上说使用1毫升的注射器.有人在实践中采用的是头皮针,后接1毫升注射器.因为头皮针针头更小,对血管的损伤更小,适合多次连续给药，其次使用头皮针穿刺后,我们可以通过回血来判断穿刺是否成功.（我的体会是4号半1毫升注射器,已经足够且很容易进针）4、注射手法：左手食指和中指上下夹注你所选择血管的靠近身体的一边,无名指和小指垫起一块纱布或者纸巾(建立一个穿刺的平面的作用),拇指压住所选血管的尾尖端,上下夹住血管的距离应以不影响右手持针上下移动为宜.(否则容易人为建立穿刺的角度,而使右手持穿刺针穿刺过深,导致穿刺失败.)右手持穿刺针,稍微挑起皮肤一点,就可以平着进针,看到回血表明成功,还可以回抽,见到回血后表明穿刺已进入血管,可以给药.用左手将鼠尾拉直，右手持1ml注射器的中下部位，针斜面向上，在尾部的下处进针，针与皮肤稍成一角度（10度左右），进针后要将针头稍向上挑，然后将针向里送一点。
如果在血管里，则无阻力，并且能看见针。
若针看得很清晰，则扎到了皮下，若针看不清，则扎深了。
可轻推液体验证。
（联系那么多次，发现开始不能很顺利的进针，原因大部分就是插进去然后有个挑起的过程）5.穿刺结束后,用纱布压住穿刺部位反折尾部进行止血.良好并彻底的止血对于血管可以起到很好的保护作用,这对于需要天天穿刺给药是非常有用的.（一般小鼠需要按压时间很长，否则易引起出血）使用无菌的1毫升的无菌小注射器足够了，药店里到处是卖的。
尾静脉注射技巧
尾静脉注射技巧
尾静脉注射是指将药物注射入小鼠、大鼠尾部的静脉，通常用于实验室动物的药理研究、毒理研究和生物学实验等研究领域。
以下是尾静脉注射的技巧：
1.准备好注射器、药物和针头。
注射器选择0.5毫升或1毫升的，针头可以选择30号或32号。
2.将小鼠或大鼠置于实验台上，用70%乙醇清洁尾部。
3.可以用温水浸泡尾巴5-10分钟，使尾巴血管扩张，易于找到尾静脉。
4.用手指轻轻压迫尾部，将血液推至尾的远端，找到尾的基部，可以在尾基部用光镜找到明显的血管。
5.用消毒的针头轻轻扎破皮肤，针头与血管成约45度角度插入尾静脉，向远端轻轻推进，直到看到血液。
6.吸取药液，将药物注入尾静脉内。
7.拔出针头，用棉球或压迫止血器压迫注射部位，避免流血。
8.观察研究动物的反应状态，如有异常情况及时处理。
注射完毕后，可以将小鼠或大鼠放回笼子内，并留意其情况，通常注射后应保持动物安静，24小时内不给予水和食物。
需要注意的是，尾静脉注射对动物可能存在一定的刺激和压迫，应根据具体实验需要和动物功能状态选择注射液量和注射频率，避免超量或过
度注射导致动物伤害和严重不良反应。
同时也要严格按照实验室动物合法管理要求进行操作，减少对动物的伤害。
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小鼠性别鉴别
性别 雄性 雌性
外生殖器与肛门之间 距离长 ，有毛生长，无纵行沟 距离短，无毛生长，能见到一条纵行沟
实验动物随机分组
用Excel产生 随机数字
No.
Random number Group
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 04 37 60 88 02 03 24 17 97 81 56 51 92 34 86 60 82 55 51 33
4、实验动物给药量的计算
几种动物不同给药途径的常用注射量（ml）
注射途径 腹腔 肌肉 静脉 皮下
小鼠 0.2-1.0 0.1-0.2 0-2 0.5-1.0
豚鼠 2-5
家兔 5-10
0.2-0.5 0.5-1.0
1-5 0.5-2
3-10 1.0-3.0
实验动物基本操作
大鼠腹腔注射 (0.1 - 0.2 ml/100 g)
实验方法
实验动物基本操作
（3）小鼠尾静脉注射(i.v.) •小鼠置于套桶，用左手抓住小鼠尾巴中部。拔去沿尾部静 脉走向的毛，置尾巴于45～50℃温水中浸泡几分钟或用 75%酒精棉球反复擦拭尾部，以达到消毒和使尾部血管扩张 及软化表皮角质的目的。 •持4号针头注射器，使针头与静脉平行(小于30°角)，从尾巴 的下1/4处进针注射量为0.05～0.1ml/10g体重。拔出针头 后，用拇指按住注射部位轻压1～2min，防止出血。
4 讨论课2：心血管用药案例讨论
5 讨论课3：抗生素案例讨论
本次课安排
一、动物实验的基本技能和实验技术基础 1. 实验动物的标记,捉持,给药方法（大、小鼠）和处死 2.示教
二、肝功能对药物代谢的影响实验 1.讲解和讨论 2.自主实验 3.讨论：实验设计, 原理, 结果及其意义
实验动物基本操作
1、 实验动物的标记 •大、小鼠和白色家兔的标记常用3～5％黄色苦味酸溶液 涂于皮毛上标号。
实验动物基本操作
大鼠的捉持: 捉持和固定方法基本同小鼠，无经验者可戴 上防护手套，并应动作轻柔。 •用右手捉住鼠尾，放在鼠笼盖上，向后轻拉鼠尾；
•左手掌面向鼠背，食指和中 指压住鼠的头顶，拇指和无 名指分别从鼠的两腋下插入， 将鼠的两前肢卡住；或拽紧 鼠后颈及后背皮肤即可。
实验动物基本操作
3、实验动物的给药方法（大、小鼠） （1）小鼠灌胃（i.g.） •将小鼠固定后，使颈部拉直，右手持装有灌胃针头的注射 器，自口角插入口腔，压其头部，使口腔与食道成一直线， 沿上腭壁向鼠口腔的后下方轻轻插入食道。如遇阻力，可 将针头抽出再插，以免刺破食管或误入气管。一般给药量 为0.1～0.3ml/10g（体重）。
狗 5-15 2-5 5-15 3-10
5、实验动物的处死方法
(1) 颈椎脱臼法 常用于小鼠。 (2) 空气栓塞法 常用于家兔的处死。 (3) 击打法 适用于豚鼠等。 (4) 断头法 适用于蛙、蟾蜍、小鼠和大鼠。
肝功能对药物作用的影响
实验目的 了解肝脏在药物代谢中的重要性
药物效应动力学 （Pharmacodynamics）
实验动物基本操作
大鼠灌胃
实验动物基本操作
（2）小鼠腹腔注射(i.p.) •右手持注射器，45度角刺入腹白线偏左的下腹部，进针 3mm左右有落空感时表示已进入腹腔，回抽无肠液、尿液 （有空气）即可注射。给药容积一般为5～10ml/kg。
注意：切误使针头向上 注射，以防针头刺伤内 脏；取药时略多，针头 向上赶去气泡后多余药 品放回原瓶。
作用、作用机制
吸收、分布、代谢、排泄
药物代谢动力学 （Pharmacokinetics）
Pharmacokinetics Pharmacodynamics
Absorption
Drug Administration
实验方法
实验动物基本操作
小鼠尾静脉注射(i.v)
实验动物给药方法
实验动物给药方法
实验动物给药量的计算
（1）药物浓度的表示方法 溶液的质量（g）
百分浓度（％）=————————— ×100% 溶液的体积（ml）
（2）实验动物给药剂量一般按mg/kg(或g/kg)计算。为 了方便，大鼠和豚鼠可按每100g计算，小鼠可按每10g 计算。 给药剂量=药物浓度×给药体积 （3）给药容量的计算：从已知药的浓度和已知给药剂量 算出相当于每1kg体重应给药的毫升数（ml）。
4、实验动物给药量的计算
例：小鼠体重22g，腹腔注射A药10mg/kg,药物浓度为0.1%, 应注射多少毫升? 药物浓度：0.1%=0.1g/100ml=100mg/100ml=1mg/ml 给药剂量：10mg/kg=10ml/kg 小鼠体重：22g=0.022kg
10ml/kg×0.022kg=0.22ml 或换算成ml/10g：10ml/kg=0.1ml/10g。
实注验意课事注项意事项
1.独立完成实验，不串岗，认真如实记录数据； 2.遵守实验室规制制度，离开实验室须经教师许可； 3. 数据资料用邮件发回，请不要使用移动存储器； 4.器具须用水擦洗、擦干，按原样整齐放置； 5.实验台须用湿的干净抹布擦拭干净。用品摆放整齐、关机； 6.每次实验后安排2个小组值日：督查各组善后工作；扫地、拖地，凳子
放整齐；清洁洗涤台、将动物尸体送动物中心； 7.动物尸体和一般实验垃圾必须严格分开放置； 8.实验报告在2周内提交。
药注理意学事与项药物研发
内容
1
实验1：介绍实验药理学，常用动物试验方法，肝功能对药物代 谢的影响实验。
2 实验2: M胆碱受体和H1受体激动药对离体豚鼠回肠的作用
3 讨论课1：新药发现案例讨论
a ba a a ba bbba ba a a a a bbb
将20只小鼠分为A,B二组
动物实验每组所需的样本数
动物 小(小鼠、大鼠、蛙)
中(兔、豚鼠) 大(犬、猫)
计量资料 ≥10 ≥6 ≥5
计数资料 ≥30 ≥20 ≥10
实验动物基本操作
2、实验动物的捉持（大、小鼠） 小鼠的捉持: 右手抓鼠尾→ 鼠尾略向后拉→左手的拇指和 食指抓住小鼠两耳后项背部皮毛→ 以无名指及小指夹住鼠 尾→ 左手翻转使鼠腹部朝上,头略朝下。