小鼠尾静脉注射法
小鼠尾静脉注射细节
小鼠尾静脉注射细节
第一，固定小鼠。
50ml管最好。
盖子中间挖洞，大小适合鼠尾伸出。
管身挖几个洞，方便透气。
多余空间要用棉花填塞，防止小鼠在管中前后移动。
第二，注射器选择。
(针头大小，G自己换算吧)我从1ml的注射器针头到胰岛素针头，以及胰岛素专用注射器全都用过，表示有一种黄色胰岛素专用针头最好用。
粗细，长度，硬度都刚好。
(硬度很重要)打10只左右要换针头，因为不锋利，影响手感。
第三，酒精棉球擦拭。
目的是能清楚的看到血管。
第四。
注射。
这个细节就特别多，只能做的人用绳命去总结。
古代武学大师都把自己看家绝学总结成几句话，这是很有道理的，只能达意，不能言传。
尾部拉直，35-45度入针，至针尖切面的2/3进入后，将注射器平行鼠尾，匀速插入血管0.5-1cm，推药。
最重要的就是匀速前进0.5-1cm这一步。
是否插入血管中，全凭这一段的手感。
顺滑，圆润，无阻力。
重要的事，说三遍，全凭感觉，全凭感觉，全凭感觉。
小鼠尾静脉注射法
小鼠尾静脉注射是药理、毒理实验中常用的注射方法，有些实验要求注射时速快、准确。
我们在长期的动物实验技能操作中，总结出一种新的小鼠尾静脉注射方法，具体方法介绍如下。
1器材1ml一次性注射器，棉球、纱布、毛巾或棉纱手套。
2方法2.1 固定小鼠尾部血管在背、腹侧及左右两侧均有集中分布，每侧均由数对伴行的动、静脉组成的血管丛。
在这些血管中有4根十分明显：背腹各有一根动脉，两侧各有一根静脉。
两侧尾静脉比较容易固定。
将小鼠置于实验台上，操作（甲）左手（戴棉纱手套，也可用毛巾或几层纱布盖住小鼠背部及头部）轻轻按住动物头部及身体，使其露出尾巴。
拇指及食指捏住小鼠尾巴根部，注意避开血管。
右手大拇指及食指挤压小鼠尾巴根部静脉并往尾巴尖部推，同时将尾部向左或向右拧约90°，使一侧尾静脉充盈朝上。
操作（乙）左手朝上，食指及中指置小鼠尾巴尾部，用拇指和食指控制小鼠尾巴角度，使其尾巴尖部朝下（图1）。
左手食指及中指靠在实验台（桌）边缘，使小鼠尾巴与实验台保持平行。
2.2 进针（乙）右手持1ml注射器（4号针头），使针头与静脉平行（小于15°），从尾下1/4处（约距尾尖2cm）进针，于小鼠尾巴拐弯处平行刺入已经充盈的尾静脉内3~5mm。
注射器外套置于拇指及中指交叉处，并调整好位置，保持针头刺入点、血管、注射器成一条直线（图2）。
2.3 注射（乙）松开注射器，食指及中指夹住注射器外套，拇指推注射器按手，并将药液按一定速度推入（图3），同时（甲）松开挤压的血管。
刺入后先缓注少量药液，如无阻力，表示针头已进入静脉，可继续注入。
注射时若出现隆起的白色皮丘，说明针头未注入血管，应重新向尾巴根部移动注射。
这种注射方法准确率高、速度快，1h可以完成注射约100~150只。
注射完毕后用棉球按压止血。
一次注射量小鼠为0.1~0.2ml/10g体重。
如需反复注射，应尽可能从小鼠尾巴末端开始，以后向尾巴根部方向移动注射。
3体会传统的小鼠尾静脉注射法是将小鼠置于特制的固定筒内（或倒置的大漏斗、乳钵下），使鼠尾在外。
小鼠尾静脉注射心得培训资料
小鼠尾静脉注射心得培训资料
小鼠尾静脉注射心得
小鼠尾静脉注射心得
对血管的选择
1.小鼠尾部有三条静脉，左右两边各一条而且比较浅，容易穿刺；中间一条较深不容易找到，建议尽量不要选择。
另外穿刺选择尾部中下1/3-1/2处比较好，因为此处皮肤较薄，可以用75%的酒精反复擦拭穿刺部位血管，使其充盈，并使皮肤的角质层软化，便于穿刺。
或者在注射之前，小鼠尾巴用温水泡大约
2min,（水温大约50℃），这样才能使血管充分舒张。
注射前用干棉球擦干，从下往上扎。
这样的好处是万一一次扎不进，还可以继续使用此血管。
2.针的选择：书上说使用的是1ml的注射器，有人在实验中用的是头皮针，后接1ml注射器，因为头皮针针头更小，对血管的损伤更小，适合连续多次给药，其次使用头皮针穿刺后，我们可以通过回血来判断穿刺是否成功。
（4号半1ml 注射器已经足够且容易进针。
3.注射手法：左手食指和中指上下夹住你所选择血管的靠近身体的一边，无名指和小指垫起一块纱布或者纸巾（建立一个穿刺的平面的作用），拇指压住所选血管的尾尖端，上下夹住血管的距离应以不影响右手持针上下移动为宜。
（否则容易人为建立穿刺的角度，而使右手持穿刺针穿刺过深，导致穿刺失败。
）右手持穿刺针，针斜面向上，针与皮肤稍成一角度（10℃左右），进针后要将针头稍向上挑，然后将针向里送一点。
如果在血管里，则无阻力，并且能看见针。
若针看得很清晰，则扎到了皮下，若针看不清，则针扎深了。
看到回血表明成功，还可以回抽，见到回血后表明穿刺已进入血管，可以给药。
小鼠尾静脉注射方法
各位高手提供的方法希望对你有帮助我今天尾静脉注射，没有经验，针进去也觉得挺顺，但一推生理盐水尾巴就变白，请问如果打到静脉里，尾巴有何反应，会不会变白?变白是不是插到皮下了呢？尾巴变白，肯定没有打进血管，进了血管后，注射器推进很顺利，基本没有阻力，血管内也可以看见药液把血液推走。
尾巴变白，且注射器推动有阻力，肯定没有进血管。
注射前用热水泡一下尾巴，打左右两侧的静脉，应该是比较好打的。
我推药液时也挺顺的。
但推后尾巴变白了，血管内好像也可以看见药液把血液推走。
但推走后，看到的就是血管变白了。
是不是因为把红色的血液推走了，所以变白了？我说得这种情况有没进血管的可能性呢？我回抽了一下，始终未看到回血。
我用的是小鼠，小鼠尾静脉注射时回抽能看到回血吗，好像即使是断尾，也只能采集到0.1ml啊。
请指教一下吧？谢谢！小鼠尾静脉注射时是没有回血的，只要注射器推进顺利，且局部没有肿起，一般就是进入血管了我是麻醉科的，尾静脉注射很熟练。
经验是：1－尾静脉上止血带，使静脉充盈2－酒精涂搽或温水浸泡3－剃须刀备皮4－用套管针而非普通针头，留管后见回血才能确保在静脉内，方能给药。
5－普通细针容易移位和穿破血管。
用温水浸泡时水温应该稍高一点，特别象是在冬天，温度最好是让老鼠不能耐受，即鼠尾会在水中剧烈摆动，此方法特别适用于黑色或褐色的老鼠（当然温度也不能太高，又不是煲汤，呵呵），时间10-20秒即可。
进针时角度要小一些，一般15°就行了。
进针深度不要太浅，否则当你把手移开准备注射时可能弄破血管。
注射时不用看回血，阻力较大即是未进血管，退出重新穿刺。
左右两侧的静脉以左侧稍粗，可以首先从这边注射。
在尾静脉注射时，抓住尾巴把小老鼠放在桌上或平的地方，边注射边顺势稍稍往后拉尾巴，小鼠会往前跑而不是回头，这样就能一人注射了。
之所以平放是因为老鼠倒提会回头咬人，不安全！这方法是我老师教的我，很不错，一个人熟练的话一个早上能注射60只小鼠，有兴趣的不防试试！现在的导师有几个会注射尾静脉的，真难为学生。
小鼠采血及给药方法
小鼠采血及给药方法一、小鼠采血方法1.静脉采血法：(1)静脉穿刺法：将小鼠固定在实验台上，清洁采血部位（常常是尾静脉），用适当的方法固定小鼠尾部，例如用取血夹固定。
用消毒棉球涂抹于采血部位，利用一只针筒或采集针对静脉进行穿刺。
(2) 尾静脉切割法：先用消毒棉球涂抹于小鼠尾部静脉附近，接着使用锋利的剪刀剪切尾部皮肤，直到出现静脉。
使用脱针管（micro-hematocrit tube）将血液抽吸出来。
采血结束后，可用消毒剂处理采血点，以防止感染。
2.额高度法：采用颅内针，固定小鼠在颅骨穿刺装置上，选用滑动固定针。
先用洗净针按住头部，再通过颅针插入到穿刺装置中。
同时使用抽吸器抽取出血液。
3.围尾车压法：将小鼠固定在一块平板上，用三个围绳将其尾部固定，留一个关节使小鼠尾部随意摆动。
在上方围绳旁边的固定处架设一只容器，用于收集滴下的尾血。
二、小鼠给药方法1.口服给药：该方法较简单，将药物以适当的剂量溶解于注射用水或生理盐水中，用灌胃针或注射器将药液直接灌入小鼠口腔中。
要确保给药的准确剂量和流量，避免嗓子喉咙堵塞。
2.腹腔注射法：将小鼠放在工作台上，用适当的方法固定小鼠身体，清洗注射部位。
用消毒棉球涂抹于腹部，使用22-25号注射针或微量注射器将药物缓慢注射入腹腔。
注射速度要控制得适当，避免损伤内脏器官。
3.尾静脉注射法：将小鼠固定在工作台上，清洁尾部毛发，用爪式血管夹固定尾部血管。
使用注射针插入尾静脉，并注意发现血斗标志。
缓慢将药物注射入尾静脉。
4.静脉注射法：将小鼠固定在工作台上，清洗注射部位。
用消毒棉球涂抹于注射部位（通常是尾静脉），固定小鼠尾部。
使用注射针或微量注射器将药物注射入静脉。
5.肌肉注射法：将小鼠放在工作台上，用适当的方法固定小鼠身体。
将药物以适当的剂量溶解后，使用注射针插入小鼠腹股沟或胫肌中缓慢注射。
以上是小鼠采血及给药的常用方法，注意采血和给药的操作应该规范、缓慢、准确，以避免对小鼠造成不必要的伤害。
小鼠尾静脉注射技巧
小鼠尾静脉注射技巧一小鼠保定：据说有专门給小鼠尾静脉注射用的保定装置，叫什麽我不知道，因为我没用，但这个可以用。
师姐给我做示范的时候，是用一个小烧杯罩住小鼠，把尾巴拽出来操作，这种方法好像好多人都在用，可是，需要另一个人按住烧杯才行。
我在网上看到有个人把50ml的离心管帽中央打了一个可以把小鼠尾巴伸出来的洞，离心管尖端锯开一个小口通气，试验时把小鼠放进离心管，拽住尾巴塞入帽上的小孔，把帽拧上就行了。
我觉得这招挺好，照着做了一个，不用怕小鼠回身咬人，很安全也很省钱，不用买仪器了，而且，我找了个铁架台（带夹子那种的），把小鼠塞进离心管后，可以把离心管固定在铁架台上，操作就更方便了。
二小鼠尾静脉：把小鼠塞进离心管前，我先在小鼠尾巴正背侧用记号笔画了一个竖道，拧上帽后，不管小鼠在离心管里面怎麽翻转打滚，把尾巴拉出来可以轻松地判定尾巴的背侧方向，不会整混了。
可以注射的静脉有两根，在正背侧的两边，很容易就能看到，但看到不代表能把针插进去，想进针顺利，尾静脉能够膨胀就行了，开始我把小鼠尾巴放到50度热水里泡这，静脉也膨胀了，也可以进针，可就是尾巴湿漉漉的，很容易滑手，水还得勤热着，不然就凉了，要不就得在旁边放个水浴锅或者电磁炉什麽地，太麻烦了。
后来，还是我师姐厉害，她让我拿个打火机，把尾巴拉出来，一燎，就完事了，而且还能把尾巴上的毛燎掉，我现在就用这种方法，很好使，打火机在尾巴上来回快速燎两下，等两三秒钟侧面的尾静脉颜色就变得特别深，深红色吧好像，不过燎的时间一定把握好，时间短了，静脉不膨胀，长了尾巴会烫坏甚至着火，建议开始时快一点燎，多燎两次就知道应该多久是最好地了。
三进针：我用的是1ml的针，每次注射大约100~200ul。
按照上述方法处理完尾静脉后，左手中指和食指夹住鼠尾大约二分之一处，大拇指和无名指夹住尾巴下部，别太靠近尾尖，容易失手，还有，就是中指和食指固定位置后把鼠尾前部分顺着离心管帽上的孔往里塞，直到这两根手指卡到官帽，放置注射的时候小鼠挣扎而打偏。
小鼠尾静脉注射方法
小鼠尾静脉注射方法一器材1 mL 一次性注射器、棉球（酒精棉球和干棉球）、试管夹、橡胶手套、固定器(自制，将50mL 螺盖塑料离心管底部钻开4-6个透气小孔，离心管盖子正中钻一直径约5mm的小孔)，电热恒温水槽。
二方法1.小鼠的固定最好使用小鼠固定器，前部有气孔保证小鼠呼吸，后部可以将尾部拉出，不要让小鼠在固定器中有太多活动空间，如空间较大，可加入一些填充物，防止小鼠在注射时乱动。
2.尾静脉的准备对于小鼠，其尾部血管中有4根十分明显:背腹各有一根动脉,两侧各有一根静脉。
动脉的位置相对较深且管腔相对较小，不容易刺入，因此常常选择两侧的静脉，且两侧的静脉较容易固定，它的直径平均小于0.6±0 .5 mm，但当遇到热水，75 %酒精，或远红外线的烘烤时，尾静脉呈明显扩张，平均为0.9±0 .7 mm。
可以将小鼠尾部在45℃左右温水浸浴2分钟，以扩张静脉法适用于室温较低的情况。
如果是炎炎夏天，可直接省去热水浸泡，改为喷酒精即可。
3.尾静脉的选择小鼠尾部有3条尾静脉。
背部1天，两侧各1条。
由于背部静脉较深，较细，一般选择侧面的2条。
4.注射器的选择选择1-2ml注射器，针头采用4号或4.5号（外径为0.4mm，0.45mm）。
注射器吸入药液后，应将空气推出，防止因空气栓塞。
5.注射用75%酒精消毒鼠尾后，一般在尾部远端的1/3到1/2处进针，此处皮肤较薄，血管清晰，进针容易，而且一旦注射不成功，可以有更多近端注射的余地。
将欲注射的鼠尾用左手紧紧压在桌面上，右手进针时针头与桌面平行，针尖稍稍朝下，一旦进入，将针头稍稍上挑进入，针头沿血管进入，肉眼可关察到针头前进。
如果针头在血管中前进，可明显地感觉到针行通畅，毫无阻力。
若针头不在血管中，手感针行有阻力。
进针时不要太深，针头入皮肤后马上把针头略往上，平行进针，针扎入时有落空感，推液时无阻力则说明成功了。
如果推液阻力较大，甚至注射处出现渗液，则说明不在静脉内，需要重新调整注射。
小鼠尾静脉注射
：高手经验谈1、固定：小鼠一定要固定好，注射时尾巴不能动。
我一直用小鼠固定器固定，另外一人用手指轻轻夹住尾巴的根部，这样一般能固定的很好。
（我自己是找一个去500或者1000ml的烧杯，倒卡在桌子上，小鼠放在里面露出尾巴即可）2.对血管的选择,一般来说,小鼠尾部有三条静脉,左右两边各一根而且比较浅,容易穿刺；中间一根位置较深,不是很容易穿到,建议尽量不选择.另外穿刺选择尾部中下处比较好,因为此处皮肤较薄,我的体会是可以采用75%酒精反复擦拭穿刺血管,使其充盈,并且使皮肤的角质层软化,利于穿刺.或者在注射之前，小鼠尾巴用温水（水温约50度左右）泡大约2分钟，这样能使血管充分舒张。
用干棉球擦干。
血管应选择两侧的血管，从下向上扎。
这样的好处是万一一次扎不进，还可以继续使用此血管。
3.针的选择：书上说使用1毫升的注射器.有人在实践中采用的是头皮针,后接1毫升注射器.因为头皮针针头更小,对血管的损伤更小,适合多次连续给药，其次使用头皮针穿刺后,我们可以通过回血来判断穿刺是否成功.（我的体会是4号半1毫升注射器,已经足够且很容易进针）4、注射手法：左手食指和中指上下夹注你所选择血管的靠近身体的一边,无名指和小指垫起一块纱布或者纸巾(建立一个穿刺的平面的作用),拇指压住所选血管的尾尖端,上下夹住血管的距离应以不影响右手持针上下移动为宜.(否则容易人为建立穿刺的角度,而使右手持穿刺针穿刺过深,导致穿刺失败.)右手持穿刺针,稍微挑起皮肤一点,就可以平着进针,看到回血表明成功,还可以回抽,见到回血后表明穿刺已进入血管,可以给药.用左手将鼠尾拉直，右手持1ml注射器的中下部位，针斜面向上，在尾部的下处进针，针与皮肤稍成一角度（10度左右），进针后要将针头稍向上挑，然后将针向里送一点。
如果在血管里，则无阻力，并且能看见针。
若针看得很清晰，则扎到了皮下，若针看不清，则扎深了。
可轻推液体验证。
（联系那么多次，发现开始不能很顺利的进针，原因大部分就是插进去然后有个挑起的过程）5.穿刺结束后,用纱布压住穿刺部位反折尾部进行止血.良好并彻底的止血对于血管可以起到很好的保护作用,这对于需要天天穿刺给药是非常有用的.（一般小鼠需要按压时间很长，否则易引起出血）使用无菌的1毫升的无菌小注射器足够了，药店里到处是卖的。
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小鼠尾静脉注射是药理、毒理实验中常用的注射方法，有些实验要求注射时速快、准确。
我们在长期的动物实验技能操作中，总结出一种新的小鼠尾静脉注射方法，具体方法介绍如下。
1器材
1ml一次性注射器，棉球、纱布、毛巾或棉纱手套。
2方法
2.1 固定小鼠尾部血管在背、腹侧及左右两侧均有集中分布，每侧均由数对伴行的动、静脉组成的血管丛。
在这些血管中有4根十分明显：背腹各有一根动脉，两侧各有一根静脉。
两侧尾静脉比较容易固定。
将小鼠置于实验台上，操作（甲）左手（戴棉纱手套，也可用毛巾或几层纱布盖住小鼠背部及头部）轻轻按住动物头部及身体，使其露出尾巴。
拇指及食指捏住小鼠尾巴根部，注意避开血管。
右手大拇指及食指挤压小鼠尾巴根部静脉并往尾巴尖部推，同时将尾部向左或向右拧约90°，使一侧尾静脉充盈朝上。
操作（乙）左手朝上，食指及中指置小鼠尾巴尾部，用拇指和食指控制小鼠尾巴角度，使其尾巴尖部朝下（图1）。
左手食指及中指靠在实验台（桌）边缘，使小鼠尾巴与实验台保持平行。
2.2 进针（乙）右手持1ml注射器（4号针头），使针头与静脉平行（小于15°），从尾下1/4处（约距尾尖2cm）进针，于小鼠尾巴拐弯处平行刺入已经充盈的尾静脉内3~5mm。
注射器外套置于拇指及中指交叉处，并调整好位置，保持针头刺入点、血管、注射器成一条直线（图2）。
2.3 注射（乙）松开注射器，食指及中指夹住注射器外套，拇指推注射器按手，并将药液按一定速度推入（图3），同时（甲）松开挤压的血管。
刺入后先缓注少量药液，如无阻力，表示针头已进入静脉，可继续注入。
注射时若出现隆起的白色皮丘，说明针头未注入血管，应重新向尾巴根部移动注射。
这种注射方法准确率高、速度快，1h可以完成注射约100~150只。
注射完毕后用棉球按压止血。
一次注射量小鼠为0.1~0.2ml/10g体重。
如需反复注射，应尽可能从小鼠尾巴末端开始，以后向尾巴根部方向移动注射。
3体会
传统的小鼠尾静脉注射法是将小鼠置于特制的固定筒内（或倒置的大漏斗、乳钵下），使鼠尾在外。
用体积分数为70%~75%的乙醇棉球涂擦尾部，或将鼠尾在50℃热水中浸泡30s，使血管扩张。
左手拉尾尖，以右手持针。
从鼠尾左右两侧尾静脉中，选择一条扩张最明显的尾静脉，将针尖刺入血管，推入药液。
由于用上述方法进行小鼠尾静脉注射，操作繁琐，耗时较长，动物不能很好固定，而且血管不充盈而导致进针不准或者进针后由于动物挣扎，针头很容易刺穿血管，推注时通常阻力较大，且尾部肿胀变白而注射失败，准确率较低。
我们用该方法指导学生实验和帮助校内外其他单位完成该实验，得到良好的效果。
该方法准确、迅速，我们介绍该方法，以便用于药理学、毒理学等相关的小鼠尾静脉注射实验。