芦荟、紫苏组织培养实验报告
组培学实验报告(3篇)
第1篇一、实验目的1. 了解植物组织培养的基本原理和方法。
2. 掌握植物组织培养实验操作技能。
3. 通过实验，学习植物组织培养技术在植物繁殖、育种和基因工程等领域的应用。
二、实验原理植物组织培养是利用植物体细胞的全能性，通过无菌操作，将植物组织、器官或细胞在适宜的培养基上进行培养，使其生长发育成为完整的植株。
实验过程中，培养基的营养成分、激素配比、光照、温度等条件对植物组织培养的成功至关重要。
三、实验材料与仪器材料：1. 植物外植体：叶片、茎段等。
2. MS培养基：含有植物生长激素、维生素、微量元素等。
3. 营养液：用于补充培养基中的营养成分。
4. 灭菌剂：如氯化汞、酒精等。
5. 灭菌器械：高压灭菌锅、无菌操作台、剪刀、镊子等。
仪器：1. 高压灭菌锅2. 灭菌操作台3. 镜头4. 移液器5. 培养箱6. 热水浴锅四、实验步骤1. 外植体消毒：将外植体用70%酒精消毒30秒，再用氯化汞消毒10分钟，最后用无菌水冲洗3-5次。
2. 切割外植体：用无菌剪刀将消毒后的外植体切割成适宜大小的片段。
3. 制备培养基：将MS培养基和营养液按比例混合，加入适量的植物生长激素，搅拌均匀。
4. 接种：将切割好的外植体接种到制备好的培养基上。
5. 培养：将接种好的培养基放入培养箱中，控制适宜的温度、光照等条件进行培养。
6. 观察与记录：定期观察外植体的生长状况，记录其生长过程。
五、实验结果与分析1. 外植体生长情况：在适宜的培养基和培养条件下，外植体能够生长出愈伤组织、芽和根。
2. 愈伤组织形成：愈伤组织是植物组织培养过程中的重要阶段，它为芽和根的形成提供了物质基础。
3. 芽和根的形成：在适宜的培养基和培养条件下，愈伤组织能够分化出芽和根，形成完整的植株。
4. 实验结果分析：通过本实验，我们掌握了植物组织培养的基本原理和操作技能，了解了植物组织培养技术在植物繁殖、育种和基因工程等领域的应用。
六、实验总结1. 本实验成功地进行了植物组织培养，掌握了植物组织培养的基本原理和操作技能。
植物组织培养实验报告
植物组织培养实验报告植物组织培养是一种重要的生物技术手段，通过对植物细胞和组织进行离体培养，可以实现植物再生、遗传改良、病毒检测等多种目的。
本实验旨在探究植物组织培养的基本原理和操作方法，以及培养条件对植物再生的影响。
首先，我们选择了小麦离体子叶和茎段作为实验材料，进行了消毒处理和植物组织培养基的配制。
消毒处理是植物组织培养的关键步骤之一，它能有效杀灭外源微生物，保证培养组织的纯净性。
接着，我们将消毒后的植物材料转移到含有植物生长调节剂的培养基上，进行培养。
在培养的过程中，我们注意观察培养组织的生长情况，记录下不同处理条件下植物再生的效果。
实验结果表明，植物组织培养的成功与否受到多种因素的影响，包括植物材料的选择、培养基的成分、光照和温度等环境条件。
在本次实验中，我们发现小麦离体子叶的再生能力较强，而茎段的再生效果较差。
此外，培养基中生长调节剂的种类和浓度也对植物再生有显著影响，适当的生长调节剂可以促进再生过程，而过高或过低的浓度则会抑制再生。
综合实验结果，我们得出了一些结论和建议，首先，选择适宜的植物材料对于植物组织培养至关重要，不同植物材料的再生能力存在差异，需要根据具体情况进行选择；其次，培养基的配制需要根据具体植物材料和培养目的进行调整，合适的生长调节剂浓度可以提高再生效率；最后，培养条件的控制也是影响植物组织培养效果的重要因素，包括光照、温度、湿度等，都需要进行合理的调节。
总之，植物组织培养是一项复杂而有趣的实验技术，通过不断的实践和探索，我们可以更好地理解其中的原理和规律，为植物育种和生物工程领域的研究提供重要的技术支持。
希望本次实验结果能对相关领域的研究工作有所启发，也希望能为植物组织培养技术的进一步完善贡献一份力量。
观赏用紫苏的组织培养研究
１ ． ２ ． １ 无 菌 外植 体 的获得 。选 用 生长 健 壮 的 紫苏 新 生茎
段， 用 自来 水浸 泡 １ ｈ ， 放入 ５ ％洗 衣粉 溶液 中搅 拌 ５ ｍ ｉ ｎ ， 用 水 洗净 ， 滤 纸 吸 干后 用 ７ ５ ％酒 精处 理 ２ ０ ｓ ， 再用 ０ ． １ ％升 汞 处 理 ５ ｍ ｉ ｎ ， 用 无 菌水 冲洗 ５ 次， 在 超 净 台 中将其 剪 成 ２～ ３ ｃ ｍ 的小
段备用。
１ ． ２ ． ２ 增 殖培 养 。将 消毒 处 理好 的紫苏 外 植 体放 在 增 殖
培养 基 上 ， 增殖 培 养基 以 ＭＳ为基 本 培养 基 ， 附加 不 同浓度 的 ６ － Ｂ Ａ、 Ｋ Ｔ ， ３ ． Ｏ ％蔗 糖 和 ０ ． ７ ％琼脂 ， ｐ Ｈ值 ５ ． ８ ， 具体 组合 如 下 ：
２ ０ １ ５年第 ４期
现 代 园艺
观赏用紫苏的组织培养研究
刘 占海
（ 天津市 园林 花卉示 范 中心 ， 天津 ３ ０ ０ １ １ １ ）
摘
要： 为 了建立紫苏的组培快繁体 系， 本研 究以茎段为外植体 ， 通过采用不同配方的增殖、 伸长及 生根 的培养基配
方， 从 中找到适合紫苏组培快繁的最佳条件。试验 结果显示 ： 适合 的增 殖培养基 配方为 ＭＳ ＋ ６ ～ Ｂ Ａ ０ ． ５ ｍｇ ／ Ｌ ＋ Ｉ Ａ Ａ Ｏ ． ２ ５ ｍ ｇ ／ Ｌ 。 伸 长培养基为 ＭＳ ＋ ６ － Ｂ Ａ ０ ． ２ ５ ｍ ｇ ／ Ｌ ＋ Ｉ Ａ Ａ ０ ． ５ ｍ ｇ ／ Ｌ ， 生根培 养基 为 １ ／ ２ ＭＳ ＋ Ｉ Ａ Ａ ０ ． ５ ｍ ｇ ／ Ｌ 。 本试验 结果将为紫苏的繁
组织培养实验报告记录
组织培养实验报告记录————————————————————————————————作者：————————————————————————————————日期：23 植物组织培养实验报告一、实验目的1．掌握无菌操作的植物组织培养方法；2．通过配置ms 培养基母液，掌握母液的配置和保存方法； 3．通过诱导豌豆根、茎、叶形成愈伤组织 学习愈伤组织的建立方法；4．通过诱导豌豆茎、叶形成愈伤组织 学习愈伤组织的建立方法； 5．了解植物细胞通过分裂、增殖、分化、发育, 最终长成完整再生植株的过程, 加深对植物细胞的全能性的理解。
二、实验原理 （一）植物组织培养植物组织培养是把植物的器官，组织以至单个细胞，应用无菌操作使其在人工条件下，能够继续生长，甚至分化发育成一完整植株的过程。
植物的组织在培养条件下，原来已经分化停止生长的细胞，又能重新分裂，形成没有组织结构的细胞团，即愈伤组织。
这一过程称为“脱分化作用”，已经“脱分化”的愈伤组织，在一定条件下，又能重新分化形成输导系统以及根和芽等组织和器官，这一过程称“再分化作用”。
（二）植物细胞的全能性植物细胞的全能性即是每个植物的本细胞或性细胞都具有该植物的全套遗传基因，在一定培养条件下每个细胞都可发育成一个与母体一样的植株。
（三）组织的分化与器官建成外植体诱导出愈伤组织后，经过继代培养，可以在愈伤组织内部形成一类分生组织即具有分生能力的小细胞团，然后，再分化成不同的器官原基。
有些情况下，外植体不经愈伤组织而直接诱导出芽、根。
（四）培养基的组成培养基中各成分的比例及浓度与细胞或组织的生长或分化所需要的最佳条件相近，似成功地使用该培养基进行组织培养的主要条件。
营养培养基一般由无机营养、碳源和能源、维生素、植物激素（生长调节剂）和包括有机氮、酸和复杂物质的添加剂组成。
三、实验器材高压灭菌锅、超净工作台、烘箱、培养室 镊子、记号笔、橡皮筋、玻璃器皿、三角烧瓶、烧杯、量筒、剪刀、棉塞、绳子、牛皮纸、酒精灯、喷雾器等。
芦荟组培实验报告
1.2 培养基
愈伤组织诱导培养基（一）MS + ( 2. 5mg / 1) 6- BA+ ( 0. 15mg / 1) NAA, PH6. 2;
目前,芦荟广泛用于化妆品、食品、饮料、医药行业中。芦荟目前主要的繁殖方法是分株和扦插,繁殖速度较慢,因而限制了芦荟业的发展。分株和扦插的方法已经不能适应生产发展的要求,因此用组织培养快速繁殖的技术，可以提高产量，成本低，效益高。
二、实验方案
(一) 技术路线
(二) 材料、方法与手段
1 材料
1.1 样品来源
2.2愈伤组织
在无菌条件下,将灭菌好的芦荟的茎尖接种到愈伤组织诱导培养基上,培养条件:温度( 27±1)℃,每天光照10hr—12hr后,光强2001x ,约15天后,试管中的外植体就可膨大形成愈伤组织周后,可将愈伤组织转管进行继代培养或分化培养。两种各培养基接15瓶，每瓶接3块组织。
2.3分化培养
培养基（二）：M S + BA 4.5mg/L + NAA 0.2mg/L +0.25%活性炭上
2.方法与手段
2.1外植体获得
将准备好的芦荟幼苗,用自来水冲洗好后,洗净外表泥土,切除根部大部分叶片,取茎尖部分,先用75%乙醇浸泡60S,然后再用0. 1%升汞消毒15min,最后用无菌水洗4次—5次。
3天
6天
9天
12天
15天
2.分化培养
分化培养基1
分化培养基2
接种数
分化数
分化百分比
小苗情况
原因分析
3.增值生根培养
植物组织接种实验报告(3篇)
第1篇一、实验目的1. 掌握植物组织培养的无菌操作技术。
2. 熟悉植物组织培养的基本原理和过程。
3. 通过实验，了解植物细胞脱分化、再分化以及器官形成的过程。
4. 培养实验操作能力和观察能力。
二、实验原理植物组织培养是利用植物细胞的全能性，通过特定的培养条件，使离体的植物器官、组织或细胞脱分化形成愈伤组织，再分化为具有根、茎、叶等器官的完整植株。
该实验依据以下原理：1. 植物细胞的全能性：每个植物细胞都含有该植物的全套遗传信息，在一定条件下可以发育成一个完整的植株。
2. 脱分化：在适宜的培养条件下，已分化的细胞可以恢复分裂能力，形成无定形的愈伤组织。
3. 再分化：愈伤组织在适宜的激素和营养条件下，可以分化形成具有特定功能的器官。
三、实验材料与仪器材料：1. 植物外植体（如叶片、茎段、芽等）2. MS培养基母液3. 琼脂4. 灭菌水5. 70%酒精6. 碘伏7. 无菌操作台8. 显微镜9. 灭菌锅仪器：1. 离心机2. 高压蒸汽灭菌器3. 电子天平4. 移液器5. 培养皿6. 移植针四、实验步骤1. 外植体消毒：将植物外植体用70%酒精消毒30秒，然后用碘伏消毒1分钟，最后用无菌水冲洗3次。
2. 制备培养基：按照MS培养基配方配制母液，然后用琼脂制成固体培养基。
3. 接种：将消毒后的外植体切成小块，接种到固体培养基上。
4. 培养：将接种后的培养基放入培养箱中，培养条件为：温度25℃、光照12小时/天。
5. 观察：定期观察愈伤组织的形成和器官的分化情况。
五、实验结果与分析1. 愈伤组织形成：接种后3-5天，外植体表面出现白色愈伤组织。
2. 再分化：愈伤组织在培养过程中逐渐分化出根、茎、叶等器官。
3. 器官形成：经过一段时间培养，愈伤组织分化出完整的植株。
六、实验讨论1. 外植体消毒是植物组织培养成功的关键环节，消毒效果直接影响愈伤组织的形成和植株的再生。
2. 培养基的配方和培养条件对愈伤组织的形成和器官的分化有重要影响。
植物组织综合实验报告(3篇)
第1篇一、实验目的1. 掌握无菌操作的植物组织培养技术。
2. 学习配置和保存MS培养基母液的方法。
3. 通过诱导植物组织形成愈伤组织，学习愈伤组织的建立方法。
4. 了解植物细胞通过分裂、增殖、分化、发育，最终长成完整再生植株的过程，加深对植物细胞全能性的理解。
5. 掌握植物组织水势的测定方法，了解植物组织中水分状况。
二、实验原理1. 植物组织培养：植物组织培养是将植物的器官、组织或单个细胞，在无菌条件下，通过人工控制的环境，使其在培养基上生长、分化，最终发育成完整植株的技术。
这一过程包括脱分化、再分化两个阶段。
2. 愈伤组织：在培养条件下，原本已经分化停止生长的细胞，能够重新分裂，形成没有组织结构的细胞团，即愈伤组织。
愈伤组织是植物组织培养中的关键步骤。
3. 植物细胞的全能性：每个植物细胞或性细胞都具有该植物的全套遗传基因，在一定培养条件下，每个细胞都可以发育成一个与母体一样的植株。
4. 植物组织水势：植物组织水势是指植物组织与纯水之间水分移动的驱动力。
通过测定植物组织水势，可以了解植物组织中水分状况。
三、实验器材1. 试剂：乙醇、IAA或2，4-D、HgCl2（或次氯酸钠）、6-苄基氨基腺嘌呤（6-BA）、MS培养基、蔗糖、琼脂等。
2. 仪器设备：培养室、高压灭菌锅、水浴锅、解剖刀、三角烧瓶（100mL）、烧杯、量筒、培养皿、超净工作台、分析天平、长镊子、剪刀、橡皮筋等。
3. 外植体：豌豆茎、叶、根等。
四、实验步骤1. 无菌操作：在超净工作台进行无菌操作，将外植体表面消毒，剪成一定大小的组织块。
2. 配置培养基：按照实验要求，配置MS培养基母液，并调整蔗糖含量和激素比例。
3. 愈伤组织诱导：将消毒后的外植体组织块接种到愈伤组织诱导培养基上，置于培养室内培养。
4. 愈伤组织继代培养：将愈伤组织转接到新的诱导培养基上，进行继代培养，观察愈伤组织生长情况。
5. 再分化：将愈伤组织转接到再分化培养基上，诱导其分化成根和芽。
芦荟组培实验报告
一、实验简介实验名称：芦荟组织培养实验实验目的：了解芦荟组织培养的基本原理和方法，掌握植物组织培养技术，探索芦荟快速繁殖和优良品种选育的新途径。
实验时间：2023年X月X日至2023年X月X日实验地点：XX大学植物组织培养实验室二、实验材料与仪器1. 实验材料：- 芦荟植株：新鲜、无病虫害的健康芦荟植株- 诱导培养基：MS培养基（改良Skoog和Lisense培养基）- 细胞分裂素：6-苄基腺嘌呤（BAP）- 脱分化培养基：1/2MS培养基- 生根培养基：1/2MS培养基+IAA（吲哚乙酸）- 营养液：1/2MS培养基+植物激素- 灭菌剂：70%酒精、0.1%氯化汞2. 实验仪器：- 恒温培养箱- 离心机- 超净工作台- 剪刀、解剖刀、镊子、剪刀等三、实验方法1. 材料处理- 将芦荟植株洗净，用70%酒精消毒后，用0.1%氯化汞浸泡5分钟，再用无菌水冲洗3次。
- 将消毒后的芦荟植株切成小块，每块含有1-2个腋芽。
2. 芦荟组织培养- 将芦荟小块接种于诱导培养基上，置于恒温培养箱中，培养温度为25℃，光照时间为12小时/天。
- 在诱导培养基中，细胞分裂素浓度为0.5mg/L，培养7天后，观察愈伤组织的形成情况。
3. 愈伤组织分化- 将愈伤组织接种于脱分化培养基上，继续培养，观察愈伤组织分化成丛生芽的情况。
- 在脱分化培养基中，细胞分裂素浓度为0.1mg/L，生长素浓度为0.1mg/L，培养14天后，观察丛生芽的形成情况。
4. 丛生芽生根- 将丛生芽接种于生根培养基上，置于恒温培养箱中，培养温度为25℃，光照时间为12小时/天。
- 在生根培养基中，生长素浓度为0.5mg/L，培养10天后，观察生根情况。
5. 炼苗与移栽- 将生根后的芦荟幼苗移栽到土壤中，进行炼苗。
- 注意保持土壤湿润，适当遮荫，促进幼苗生长。
四、实验结果与分析1. 芦荟愈伤组织形成- 在诱导培养基中，芦荟愈伤组织形成较为良好，愈伤组织呈白色，质地柔软。
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芦荟、紫苏组织培养实验报告一、实验目的与实验要求1、学习MS培养基母液的配制方法。
2、学习用母液法配制培养基以及掌握培养基灭菌的方法。
3、初步掌握外植体芦荟、紫苏等植物材料消毒、接种的无菌操作技术以及外植体初代培养的方法。
4、认识植物组织培养技术在生产实践中起的作用，尤其在于保存珍贵物种和生产研究方面的应用。
5、体验开放式实验教学，培养生物实验意识，提高学习的主动性、获取实验知识的能力和撰写实验报告水平。
二、实验方案1、实验仪器冰箱，分析天平，烧杯（50mL，100mL，500mL，1000mL），量筒(1000mL，100mL，25mL)，容量瓶(1000mL，500mL，100mL)，磨口试剂瓶(500mL，1000mL)，药勺、称量纸、精密pH试纸，滴管、玻璃棒、电炉，微波炉、移液管（10mL，5mL，2mL，1mL，0.5mL），吸耳球，滴瓶，锥形瓶、纱布，耐热橡皮筋，线绳，高压灭菌锅，标签纸，记号笔、解剖工具、托盘、棉花、超净工作台2、实验药品NH4NO3, KNO3, CaCl2•2H2O, MgSO4•7H2O, KH2PO4, KI, H2BO3，MnSO4•4H2O,ZnSO4•7H2O, Na2•MoO4•2H2O, CuSO4•5H2O, CoCl2•6H2O, Na2•EDTA•2H2O，FeSO4•7H2O,烟酸,甘氨酸, 维生素B1,维生素B6 ,肌醇, 蒸馏水, 琼脂,蔗糖,NAA，6-BA，1mol/LHCl，1mol/LNaOH, 升汞,吐温-803、实验原理(1)母液法配制培养基原理在实验中常用的培养基，可将其中的各种成分配成10倍、100倍的母液，放入冰箱中保存，用时可按比例稀释。
配制母液有2点好处：一是可减少每次配制称量药品的麻烦，二是减少极微量药品在每次称量时造成的误差。
母液可以配单一化合物母液，但一般都配成以下四种不同混合母液。
应注意以下几个方面：A.药品称量应准确，尤其微量元素化合物应精确到0.0001克，大量元素可精确到0.01克。
B.配制母液的浓度适当，一是长时间保存后易沉淀，二是浓度大，用量少，在配制培养基时易影响精确度。
C.母液贮藏不宜过长，一般几个月左右，要定期检查，如出现浑浊、沉淀及霉菌等现象，就不能使用。
D.母液应放在2－4℃的冰箱中保存[1]。
(2)组织选材要求要根据培养目的适当选取材料，选择原则：易于诱导、带菌少。
要选取植物组织内部无菌的材料。
这一方面要从健壮的植株上取材料，不要取有伤口的或有病虫的材料。
另一方面要在晴天，最好是中午或下午取材料，决不要在雨天、阴天或露水未干时取材料。
因为健壮的植株和晴天光合呼吸旺盛的组织，有自身消毒作用，这种组织一般是无菌的。
培养材料要消毒。
从外界或室内选取的植物材料，都不同程度地带有各种微生物。
这些污染源一旦带人培养基，便会造成培养基污染。
因此，植物材料必须经严格的表面灭菌处理，再经无菌操作手续接到培养基上[2]。
(3)灭菌原理常用的灭菌方法可分为物理的和化学的两类[3]，即：物理方法如干热(烘烧和灼烧)、湿热(常压或高压蒸煮)、射线处理(紫外线、超声波、微波)、过滤、清洗和大量无菌水冲洗等措施；化学方法是使用升汞、甲醛、过氧化氢、高锰酸钾、来苏儿、漂白粉、次氯酸钠、抗菌素、酒精化学药品处理。
这些方法和药剂要根据工作中的不同材料不同目的适当选用湿热灭菌（培养基）培养基在制备后的24h内完成灭菌工序。
高压灭菌的原理是：在密闭的蒸锅内，其中的蒸气不能外溢，压力不断上升，使水的沸点不断提高，从而锅内温度也随之增加。
在0.1MPa的压力下，锅内温度达121℃。
在此蒸气温度下，可以很快杀死各种细菌及其高度耐热的芽孢。
培养基中成分单一时和培养基中含有高或较高浓度物质时，高压灭菌后的pH值变化幅度较大，甚至可大于2个pH值单位。
环境pH值的变化大于0.5单位就有可能产生明显的生理影响。
高压灭菌通常会使培养基中的蔗糖水解为单糖，从而改变培养基的渗透压。
在8%-20%蔗糖范围内，高压灭菌后的培养基约升高0．43倍。
培养基中的铁在高压灭菌时会催化蔗糖水解，可使15%-25%的蔗糖水解为葡萄糖和果糖。
培养基值小于5.5，其水解量更多，培养基中添加0.1%活性炭时，高压下蔗糖水解大大增强，添加1%活性炭，蔗糖水解率可达5%。
灼烧灭菌（用于无菌操作的器械）。
在无菌操作时，把镊子、剪子、解剖刀等浸入95%的酒精中，使用之前取出在酒精灯火焰卜灼烧火菌。
冷却后，立即使用。
操作中可采用250或500mL的广口瓶，放入95%的酒精，以便插入工具。
干热灭菌（玻璃器皿及耐热用具）。
干热灭菌是利用烘箱加热到160-180℃的温度来杀死微生物。
由于在干热条件下，细菌的营养细胞的抗热性大为提高，接近芽抱的抗热水平，通常采用170℃持续90min 来灭菌。
干热灭菌的物品要预先洗净并干燥，工具等要妥为包扎，以免灭菌后取用时重新污染。
包扎可用耐高温的塑料。
灭菌时应渐进升温，达到顶定温度后记录时间。
烘箱内放置的物品的数量不宜过多，以免妨碍热对流和穿透，到指定时间断电后，待充分冷凉，才能打开烘箱，以免因骤冷而使器皿破裂。
干热灭菌能源消耗太大，浪费时间。
紫外线灭菌。
在接种室、超净台上或接种箱里用紫外灯灭菌。
紫外线灭菌是利用辐射因子灭菌，细菌吸收紫外线后，蛋白质和核酸发生结构变化，引起细菌的染色体变异，造成死亡。
紫外线的波长为200—300nm，其中以260nm的杀菌能力最强，但是由于紫外线的穿透物质的能力很弱，所以只适于空气和物体表面的灭菌，而且要求距照射物以不超过1.2m为宜。
喷雾灭菌（物体表面）。
物体表面可用一些药剂涂擦、喷雾灭菌。
如桌面、墙面、双手、植物材料表面等，可用70%的酒精反复涂擦灭菌，l%-2%的来苏儿溶液以及0.25%—1%的新洁尔灭也可以。
(4)初代培养植物组织培养是在无菌条件下对离体的植物器官或组织的培养。
而植株各部分的表面携带着各种不同的微生物，所以在接种前就必须选择合适的消毒剂对外植体进行消毒，获得无菌材料进行组织培养，这是取得组织培养成功的前提和重要保证。
离体器官或组织受到适当刺激，便可进行器官分化，从而实现细胞的全能性。
此阶段培养物的不良及改进情况[4]a.培养物水浸状、变色、坏死、茎断面附近干枯。
可能原因：表面杀菌剂过量，消毒时间过长，外植体选用不当。
改进措施：调换其他杀菌剂或降低浓度，缩短消毒时间，试用其他部位，生长初期取材。
b.培养物长期培养几乎无反应可能原因：基本培养基不适宜，生长素不当或用量不足，温度不适宜。
改进措施：更换基本培养基或调整培养基成分，尤其是调整盐离子浓度，增加生长素用量，试用2,4-D，调整培养温度。
c.愈伤组织生长过旺、疏松，后期水浸状可能原因：激素过量，温度偏高，无机盐含量不当。
改进措施：减少激素用量，适当降低培养温度，调整无机盐（尤其是铵盐）含量，适当提高琼脂用量增加培养基硬度。
d.愈伤组织太紧密、平滑或突起，粗厚，生长缓慢可能原因：细胞分裂素用量过多，糖浓度过高，生长素过量。
改进措施：减少细胞分裂素用量，调整细胞分裂素与生长素比例，降低糖浓度。
e.侧芽不萌发,皮层过于膨大,皮孔长出愈伤组织可能原因:枝条过嫩,生长素、细胞分裂素用量过多。
改进措施：减少激素用量，采用较老化枝条。
(5)继代培养以植物的茎、叶等作为外植体进行离体培养，可以直接诱导器官分化，产生芽、根，形成新的植物体；也可以诱导其改变原来的分化状态脱分化形成愈伤组织。
这种愈伤组织在一定条件下，又能“再分化”出根和芽等器官。
在该过程中，植物生长调节物质起着决定作用，调控着培养细胞再生完整植株的不同方式。
此阶段培养物的不良表现及改进措施[4]a.苗分化数量少、速度慢、分枝少、个别苗生长细高可能原因：细胞分裂素用量不足，温度偏高，光照不足。
改进措施：增加细胞分裂素用量，适当降低温度，改善光照，改单芽继代为团块（丛芽）继代。
b.苗分化过多，生长慢，有畸形苗，节间极短，苗丛密集，微型化可能原因：细胞分裂素用量过多，温度不适宜。
改进措施：减少或停用细胞分裂素一段时间，调节温度。
c.分化率低,畸形,培养时间长时苗再次愈伤组织化可能原因:生长素用量偏高,温度偏高。
改进措施：减少生长素用量，适当降温。
d.叶粗厚变脆可能原因：生长素用量偏高，或兼有细胞分裂素用量偏高。
改进措施：适当减少激素用量，避免叶片接触培养基。
e.再生苗的叶缘、叶面等外偶有不定芽分化出来可能原因：细胞分裂素用量偏高，或表明该种植物适于该种再生方式。
改进措施：适当减少细胞分裂素用量，或分阶段地利用这一再生方式。
f.丛生苗过于细弱，不适于生根或移栽可能原因：细胞分裂素浓度过高或赤霉素使用不当，温度过高，光照短，光强不足，久不转移，生长空间窄。
改进措施：减少细胞分裂素用量，免用赤霉素，延长光照时间，增强光照，及时转接，降低接种密度，更换封瓶纸的种类。
g.幼苗淡绿，部分失绿可能原因：无机盐含量不足，pH值不适宜，铁、锰、镁等缺少或比例失调，光照、温度不适。
改进措施：针对营养元素亏缺情况调整培养基，调好pH值，调控温度、光照。
h.幼苗生长无力、发黄落叶、有黄叶、死苗夹于丛生苗中可能原因：瓶内气体状况恶化，pH值变化过大，久不转接导致糖已耗尽，营养元素亏缺失调，温度不适，激素配比不当。
改进措施：及时转接、降低接种密度，调整激素配比和营养元素浓度，改善瓶内气体状况，控制温度。
(6)生根培养I此阶段培养物的不良表现及改进措施a.培养物久不生根，基部切口没有适宜的愈伤组织[5]可能原因：生长素种类、用量不适宜；生根部位勇气不良；生根程序不当；pH值不适，无机盐浓度及配比不当。
改进措施：改进培养程序，选用适宜的生长素或增加生长素用量，适当降低无机盐浓度，改用滤纸桥液培养生根等。
b.愈伤组织生长过快、过大，根茎部肿胀或畸形，几条根并联或愈合。
可能原因：生长素种类不适，用量过高，或伴有细胞分裂素用量过高，生根诱导培养程序不对。
改进措施：调换生长素种类或几种生长素配合使用，降低使用浓度，附加VB2或PG等减少愈伤，改变生根培养程序等。
II组培苗的褐化问题[6]很多种类的植物体中含有大量多酚类化合物，切取芽时的创伤会激活组织中的多酚氧化酶，将多酚类物质氧化为棕褐色的醌类物质，使外植体的切口处发生褐变，并会渗透到培养基中，使培养基褐化，其结果是严重影响培养物的生长和分化，甚至造成培养物死亡。
影响褐变的因素很多，植物的种类褐基因型、外植体的来源和生理状况以及培养基的成分都会不同程度的影响褐变的程度。
一般木本植物的外植体比较容易产生褐变现象，在成年树尤其严重。
培养基中含酚过高会导致褐变，含过高浓度的无机盐和肌醇也会加剧外植体的褐变。
6-苄氨基嘌呤（6-BA）和激动素（KT）也有诱导褐化的作用。