动物全血量及最大注射量
小动物采血法
（4）阿氏液采血：以阿氏液和采血量以1︰1比 例采集血液，边采边轻轻摇动采血瓶，使之混匀。 用阿氏液采血，除了抗凝外，多用于红细胞的保 存。一般在4℃条件下，阿氏液中保存的红细胞 2周其活性和特性不变。
Company Logo
四、兔的抓取保定 家兔驯服不咬人，但四肢的爪尖锐，挣扎时容易 抓伤人。抓取保定方法是用右手把两耳拿在手心 并抓住颈后部皮肤，提起家兔，然后用左手托住 臀部。 另一种方法是使用家兔保定栏
Company Logo
Company Logo
采集血液最关键的问题是抗凝，采用什么方法 进行抗凝，则根据实验的要求和条件而定。最 常用的方法如下： （1）肝素抗凝：采血时，使每ml血液含 15U~20U肝素即可。计算采集的血液量，按 1 000U/ml的量加入肝素，直接放入采血容器 中，采血时，边采血边轻轻摇动，使抗凝剂和 血液混匀。对于采少量的血液或小动物采血， 可直接用注射器抽取一定量的肝素液，再采血 直接抗凝。
Company Logo
材料与试剂 1．抗凝剂 （1）肝素：肝素是含硫酸基的粘多糖，常用其 钠盐或钾盐，它能阻止凝血酶原转化为凝血酶， 进而抑制纤维蛋白原形成纤维蛋白，从而阻止血 液凝固。常用的肝素溶液浓度为1 000U/ml， 市售肝素多为100U~126U／mg。 （2）乙二胺四乙酸（EDTA）：是一种螯合剂。 用生理盐水配制成4％的溶液备用。
Company Logo
采血法 各种动物采血方法不一。 马、牛、羊等大动物一般从颈静脉采血 猪从颈静脉、前腔静脉或耳静脉采血， 家禽由翼下静脉或心脏采血， 兔由心脏或耳静脉采血， 犬由颈静脉或四肢静脉采血， 豚鼠由心脏采血，小白鼠则可断尾或剪断 腋下血管或剪断眼球采血。
(完整word版)实验动物学
1.人类疾病动物模型：是指生物医学研究过程中所建立起来的拥有人类疾病模拟表现的动物实验对象及相关实验资料。
2.实验性动物模型：是指研究者经过使用物理的、化学和生物的致病因素作用于动物，造成动物组织、器官或全身必然的损害，出现某些近似人类疾病时的功能、代谢或毒使动物患相应的传生病，又如用化学致癌剂、放射线、致癌病毒引起动物的肿瘤等。
3.实验动物：是指经人工培育，对其携带的微生物推行控制；遗传背景明确或本源清楚的，用于科学研究、授课、生产、检定以及其他科学实验的动物。
4.实验用动物：是指所有应用于科学实验的动物，包括实验动物、野生动物、经济动物和欣赏动物。
5. 近交系动物：又叫纯系动物。
是采用同胞兄妹或亲子交配，连续生殖 20代以上所培育出来的，遗传上到达高度一致的动物群。
6.3R 原那么：○1Reduction〔减少〕指在科学研究中，使用较少量的动物获取同样多的试验数据或使用—定数量的地动物能获取更多实验数据的科学方法。
○ 2Replacement〔取代〕指派用其他方法而不用动物所进行的试验或其他研究课题，以到达某—试验目的。
或是使用没有知觉的试验资料取代过去使用神志清醒的活的脊椎动物进行试验的一种科学方法。
○ 3Refinement〔优化〕指在吻合科学原那么的基础上，经过改良条件，善待动物，提高动物福利：或完满实验程序和改良实验技术，防范或减少给动物造成的与实验目的无关的难过和紧张不安的科学方法。
7.无菌动物：应用现有技术，在体内、外检测不出任何活的微生物和寄生虫的动物。
本源于无菌手术剖腹取胎，饲养在无菌隔断器内，人工喂乳或保姆代养培育而成。
8. SPF级动物：体内不存在特定病原微生物和寄生虫的动物，简称 SPF动物。
是指无传生病的健康动物。
这类动物都是来自无菌动物或悉生动物，转移到屏障系统中饲养和实验。
9.隔断系统：无菌隔断系统是完满密封的，将药品、生物制品控制、并办理成无菌状态。
一个完满的操作过程可能需要假设干个隔断器组成的系统来完成，从而将整个流程与可能的污染源〔如：周围的设备和操作者〕完整分开。
8.第八章 动物实验基本操作方法
动物实验的基本操作方法，包括实验动
物的抓取、固定、编号、标记、麻醉、去
毛、给药、采血、采集体液、常见手术操 作、处死等操作方法。
第一节
实验动物的抓取、固定、编号、标记方法
一、小鼠的抓取与固定
二、大鼠的抓取与固定
抓取与固定方法同小鼠,但要防止被大鼠咬伤.
三、豚鼠的抓取与固定
小鼠3cm大鼠或豚鼠5cm大鼠小鼠的灌胃法用左手固定鼠右手持灌胃器安好灌胃针并已吸好药物将灌胃针从鼠的嘴角插入口腔压迫鼠的头部使口腔和食管成一直线轻轻转动针头刺激鼠的吞咽将灌胃针沿咽后壁慢慢插入食管如动物挣扎厉害退出灌胃针待动物安静下来重新插入灌胃针前端达到膈肌水平即可慢慢推灌药液如很通畅则说明已进入胃内
常用实验动物全身麻醉药用法及剂量
药品 动物 给药 途径 剂量
（mg/kg）
浓度
(%) 3 3 2 2
用药量
(mL/kg) 1.0 1.4~1.7 2.0~2.5 2.3 3~4 7.0 7.0 1.3~25 5.0~10.0
麻醉时间
戊巴比妥钠
犬、猫、兔 iv ip ip 豚鼠 大鼠、小鼠 Ip
30 40~50 40~50 45
三、动物麻醉的注意事项 1．有些麻醉药物，如乙醚，是挥发性很强的液体，易燃易 爆，使用时应远离火源。平时应装在棕色玻璃瓶中，储存阴 凉处，不宜放在冰箱中，以免遇电火花而引起爆炸。
2．所有麻醉药使用过量均可引起中毒，应特别注意各种麻 醉药的剂量和给药途径，应准确按体重计算麻醉剂量。由于 动物存在个体差异，文献介绍的剂量仅能作参考使用。 3．注射时，一般要求缓慢，并随时观察动物的肌张力、 角膜反射、呼吸频率、夹痛反射射等指标。
（三）肌肉注射 肌肉注射比皮下和腹腔注射用得较少，但当给动物注射 不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时，常采用肌肉注 射。动物肌肉注射时，应选用肌肉发达，无大血管经过的部 位，如兔、猫、犬、猴的两侧臀部或股部。 （四）腹腔注射 大鼠、小鼠腹腔注射时，左手抓取并固定好动物，将腹部 朝上。右手持注射器将针头在下腹部腹白线稍左或偏右的位置， 从下腹部朝头方向几乎平行地刺入皮下，进针3~5mm，再使 针头与皮肤呈45°角斜穿过腹肌，当针尖穿过腹肌进入腹腔时， 有落空感，然后固定针头，保持针尖不动，回抽，无回血，无 肠液、尿液，便可缓缓推入药液。小鼠的一次注射量为 0.1~0.2ml/10g体重。大鼠一次注射量为：1~2ml/100g体重。 兔的注射部位在腹部近腹白线lcm处，犬在脐后腹白线侧边 1~2cm处。
课件医实动学实验(大鼠、小鼠)
实验三大、小鼠的基本操作技术[实验目的]：通过大鼠、小鼠的抓取固定、性别辨认、灌胃、注射、采血、麻醉、标记、安乐死、动物剖检、脏器摘除与检查等实际操作，掌握大、小鼠动物实验的基本操作技术。
[实验动物]：大鼠、小鼠[材料与器材]：大、小鼠饲养盒（带面罩）、大鼠和小鼠手术固定台，常规手术器械、大鼠灌胃针、小鼠灌胃针、lml注射器、5ml注射器、l0ml注射器、烧杯、75％酒精及酒精棉，干棉球。
生理盐水、20％乌拉坦溶液（或3％戊巴比妥钠）、乙醚、新洁尔灭、3—5％苦味酸溶液、0.5％中性红或品红溶液、[实验内容]：一、实验动物标记编号的方法一染色法（一）被毛染色法1、单色涂染法；（3—5％苦味酸溶液，可染成黄色）。
2、双色涂染法：苦味酸（黄色）—为个位数；品红（红色）—为十位数．（二）耳缘打孔法：适于做长期实验用。
、（三）刺数钳烙印法：适用于长期或慢性实验的大动物编号。
（四）号牌法：用于大动物实验。
二、实验动物被毛的去除方法（一）剪毛法；（二）拔毛法；（三）剃毛法；（四）脱毛法；三、大鼠、小鼠性别的鉴定方法步骤：1、将动物抓取后，腹部朝上，观察肛门与生殖器之间的距离，距离近的为雌性，距离远的为雄性，2、成年雌性大小鼠有12个乳头。
3、天热时或性成熟后，雄性动物的睾丸一般会从腹腔降至阴囊内，此时易于区别。
四、大鼠、小鼠的抓取和固定（一）小鼠的抓取固定：[实验器材]：小鼠饲养盒(带面罩)1套，小鼠防护手套若干。
[方法步骤]：1、用右手拇指和食指捏住小鼠尾巴中部将小鼠提起，放在饲养盒面罩上。
2、用左手拇指和食指迅速、准确地捏住小鼠的两耳后、颈背部的皮肤，将小鼠提起。
3、翻转左手掌，以左手掌心和中指夹小鼠背部的皮肤，使小鼠整个呈一条直线。
4、用左手无名指压住小鼠背部的皮肤，小指压住小鼠的尾巴根部。
5、松开捏住小鼠尾巴的右手拇指和食指。
[注意事项]：1、在抓取动物时，禁止对动物采取突然、粗暴的方法。
2、抓取时注意，过分用力，会使动物窒息或颈椎脱臼，用力过小，动物头部能反转过来咬伤实验者的手，必须熟练掌握。
第二章 动物实验的基本操作与技术
第二章动物实验的基本操作与技术动物实验方法是多种多样的，在医学的各个领域内都有其不同的应用，其中一些基本方法都是共同性的，如动物的选择、抓取、固定、麻醉、脱毛、给药、采血、采尿、急救、处死、尸检等，不管是从事何种课题的医学研究都要用这套基本方法，因此，动物实验基本方法，已成为医学科技工作者必须掌握的一项基本功。
第一节实验动物的抓取固定方法一、小鼠抓取固定方法小鼠温顺，一般不会咬人，抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤（见图2-1之一），将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可（图2-1之二）。
有经验者可直接用左手小指钩起鼠尾，迅速以拇指和食指、中指捏住其耳后颈背部皮肤亦可。
这种在手中固定方式，能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。
如进行解剖、手术、心脏采血和尾静脉注射时，则需将小鼠作一定形式的固定，解剖手术和心脏采血等均可使动物先取背卧位（必要时先行麻醉），再用大头针将鼠前后肢依次固定在腊板上。
尾静脉注射时，可用小鼠尾静脉注射架固定（图2-2），先根据动物大小选择好合适的固定架，并打开鼠筒盖，手提鼠尾巴，让动物头对准鼠筒口并送入筒内，调节鼠筒长短合适后，露出尾巴，固定筒盖即可进行尾静脉注射或尾静脉采血等操作。
图2-1 小鼠的抓取固定方法图2-2 小鼠尾静脉注射方法二、大鼠的抓取固定方法大鼠的抓取方法基本同小鼠，只不过大鼠比小鼠牙尖性猛，不易用袭击方式抓取，否则会被咬伤手指。
抓取时为避免咬伤，可带上帆布手套。
如果进行腹腔、肌肉皮下等注射和灌胃时，同样可采用左手固定法，只是用拇指和食指捏住鼠耳，余下三指紧捏鼠背皮肤，置于左掌心中，这样右手即可进行各种实验操作。
也可伸开左手之虎口，敏捷地从后一把抓住。
若做手术或解剖等，则需事先麻醉或处死，然后用细棉线绳活结缚腿，背卧位绑在大鼠固定板上；尾静脉注射时的固定同小鼠（只需将固定架改为大鼠固定盒）。
实验动物的给药方法
实验动物的给药方法在动物实验中，为了观察药物对机体功能、代谢及形态引起的变化，常需要将药物注入动物体内。
给药的途径和方法多种多样，可根据实验目的、实验动物种类和药物剂型、剂量等情况确定.（一)注射给药法1. 皮下注射注射时用左手拇指及食指轻轻捏起皮肤，右手持注射器将针头刺入，固定后即可进行注射.①小鼠在背部或前肢腋下，大鼠在背部或侧下腹部;②豚鼠在后大腿内侧、背部等脂肪少的部位；③兔在背部或耳根部注射；④蛙可在脊背部淋巴囊注射；⑤狗多在大腿外侧注射，拔针时,轻按针孔片刻，防药液逸出。
2。
皮内注射此法用于观察皮肤血管的通透性变化或观察皮内反应。
如将一定量的放射性同位素溶液、颜料或致炎物质、药物等注入皮内,观察其消失速度和局部血液循环变化，作为皮肤血管通透性观察指标之一。
方法是：将动物注射部位的毛剪去，消毒后，用皮试针头紧贴皮肤皮层刺入皮内，然后使针头向上挑起并再稍刺入,即可注射药液。
注射后可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘。
3. 肌肉注射当给动物注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时,常采用肌肉注射。
肌肉注射一般选用肌肉发达、无大血管经过的部位，多选臀部。
注射时针头要垂直快速刺入肌肉，如无回血现象即可注射.给大、小鼠作肌肉注射时，选大腿外侧肌肉进行注射.4. 腹腔注射先将动物固定，腹部用酒精棉球擦试消毒，然后在左或右侧腹部将针头刺入皮下，沿皮下向前推进约0。
5厘米，再使针头与皮肤呈45 度角方向穿过腹肌刺入腹腔，此时有落空感，回抽无肠液、尿液后，缓缓推入药液。
此法大小鼠用的较多.5。
静脉注射是将药液直接注射于静脉管内,使其随着血液分布全身，迅速奏效。
但排泄较快，作用时间较短.①小鼠、大鼠的静脉注射:常采用尾静脉注射.鼠尾静脉共有3根，左右两侧和背侧各1根,两侧尾静脉比较容易固定，故常被采用。
操作时，先将动物固定在暴露尾部的固定器内（可用烧杯、铁丝罩或粗试管等物代替），用75%酒精棉球反复擦试使血管扩张，并可使表皮角质软化,以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈,注射时针头尽量采取与尾部平行的角度进针。
动物给药剂量换算
动物给药量的确定在观察一个药物的作用时，应该给动物多在的剂量是实验，开始时应确定的一个重要问题。
剂量太小，作用不明显，剂量太大，又可能引起动物中毒致死，可以按下述方法确定剂量：1．先用小鼠粗略地探索中毒剂量或致死剂量，然后用小于中毒量的剂量，或取致死量的若干分之一为应用剂量，一般可取1/10-1/5。
2．植物药粗制剂的剂量多按生药折算。
3．化学药品可参考化学结构相似的已知药物，特别是化学结构和作用都相似的药物的剂量。
4．确定剂量后，如第一次实验的作用不明显，动物也没有中毒的表现（体重下降、精神不振、活动减少或其他症状），可以加大剂量再次实验。
如出现中毒现象，作用也明显，则应降低剂量再次实验。
在一般情况下，在适宜的剂量范围内，药物的作用常随剂量的加大而增强。
所以有条件时，最好同时用几个剂量作实验，以便迅速获得关于药物作用的较完整的资料。
如实验结果出现剂量与作用强度之间毫无规律时，则更应慎重分析。
5．用大动物进行实验时，开始的剂量可采用给鼠类剂量的十五分之一～二分之一，以后可根据动物的反应调整剂量。
6．确定动物给药剂量时，要考虑给药动物的年龄大小和体质强弱。
一般说确定的给药剂量是指成年动物的，如是幼小动物，剂量应减少。
如以狗为例：6个月以上的狗给药量为1份时，3-6个月的给1/2份，45-89日1/4份，20-44日的给1/8份，10-19日的给1/16份。
7．确定动物给药剂量时，要考虑因给药途径不同，所用剂量也不同，以口服量为100时，灌肠量应为100-200，皮下注射量30-50，肌肉注射量为25-30，静脉注射量为25。
实验动物用药量的计算方法动物实验所用的药物剂量，一般按mg/kg体重或g/kg体重计算，应用时须从已知药液的浓度换算出相当于每kg体重应注射的药液量（ml数），以便给药。
例1：计算给体重1.8kg 的家兔，静脉注射20%氨基甲酸乙酯溶液麻醉，按每kg体重1g的剂量注射，应注射多少ml？计算方法：兔每kg体重需注射1g，注射液为20％，则氨基甲酸乙酯溶液的注射量应为5ml/kg体重，现在兔体重为1.8kg，应注射20%氨基甲酸乙酯溶液用量=5×1.8=9ml。
大鼠资料
七、实验动物用药量的确定及计算方法（一）动物给药量的确定在观察一个药物的作用时，应该给动物多在的剂量是实验开始时应确定的一个重要问题。
剂量太小，作用不明显，剂量太大，又可能引起动物中毒致死，可以按下述方法确定剂量：1．先用小鼠粗略地探索中毒剂量或致死剂量，然后用小于中毒量的剂量，或取致死量的若干分之一为应用剂量，一般可取1/10-1/5。
2．植物药粗制剂的剂量多按生药折算。
3．化学药品可参考化学结构相似的已知药物，特别是化学结构和作用都相似的药物的剂量。
4．确定剂量后，如第一次实验的作用不明显，动物也没有中毒的表现（体重下降、精神不振、活动减少或其他症状），可以加大剂量再次实验。
如出现中毒现象，作用也明显，则应降低剂量再次实验。
在一般情况下，在适宜的剂量范围内，药物的作用常随剂量的加大而增强。
所以有条件时，最好同时用几个剂量作实验，以便迅速获得关于药物作用的较完整的资料。
如实验结果出现剂量与作用强度之间毫无规律时，则更应慎重分析。
5．用大动物进行实验时，开始的剂量可采用给鼠类剂量的十五分之一～二分之一，以后可根据动物的反应调整剂量。
6．确定动物给药剂量时，要考虑给药动物的年龄大小和体质强弱。
一般说确定的给药剂量是指成年动物的，如是幼小动物，剂量应减少。
如以狗为例：6个月以上的狗给药量为1份时，3-6个月的给1/2份，45-89日1/4份，20-44日的给1/8份，10-19日的给1/16份。
7．确定动物给药剂量时，要考虑因给药途径不同，所用剂量也不同，以口服量为100时，灌肠量应为100-200，皮下注射量30-50，肌肉注射量为25-30，静脉注射量为25。
（二）实验动物用药量的计算方法动物实验所用的药物剂量，一般按mg/kg体重或g/kg体重计算，应用时须从已知药液的浓度换算出相当于每kg体重应注射的药液量（ml数），以便给药。
例1：计算给体重1.8kg的家兔，静脉注射20%氨基甲酸乙酯溶液麻醉，按每kg体重1g的剂量注射，应注射多少ml？计算方法：兔每kg体重需注射1g，注射液为20％，则氨基甲酸乙酯溶液的注射量应为5ml/kg体重，现在兔体重为1.8kg，应注射20%氨基甲酸乙酯溶液用量=5×1.8=9ml。
- 1、下载文档前请自行甄别文档内容的完整性，平台不提供额外的编辑、内容补充、找答案等附加服务。
- 2、"仅部分预览"的文档,不可在线预览部分如存在完整性等问题,可反馈申请退款(可完整预览的文档不适用该条件!)。
- 3、如文档侵犯您的权益，请联系客服反馈,我们会尽快为您处理(人工客服工作时间：9:00-18:30)。
表12-22 实验动物全血、血浆、红细胞的容量和静脉血比容[61]
实验动物 全 血 容 量 血 浆 容 量 血细胞容量 静脉血比容
方法 毫升/公斤体重 方 法 毫升/公斤体重 方 法 毫升/公斤体重
牛 PV/（100-VH）×100 57.2(52.4～60.6) T～1824 38.8(36.3～40.6) - - 32.2(30.3～34.9)
马 EV/VH×100 109.6(94.3～136) BV～EV 61.9(45.5～79.1) 32P 47.1(39.6～57.5) 43.3(37～56)
猕猴 PV+EV 54.1(44.3～66.6) T～1824 36.4(30～48.4) 32P 17.7(14.3～20.0) 39.6(35.6～42.8)
狗 PV+EV 94.1(76.5～107.3) T～1824 55.2(43.7～73) 32P 39(28～55) 44(35～54)
猫 PV+EV 55.5(47.3～65.7) T～1824 40.7(34.6～52) 51Cr 14.8(12.2～17.7) -
兔 PV+EV 55.6(44～70) T～1824 38.8(27.8～51.4) 32P 16.8(13.7～25.5) -
兔 EV×100/0.858(VH)-0.2 57.3(47.8～69.5) - - 32P 35.2(28.6～41.0)
45公斤 EV/VH×100 65(61～68) 32P
猪 BV*VH/100 25.9(20.2～29.0) 39.1(30.3～43.1)
50公斤 32P 69.4 BV～EV 41.9 27.5
山羊 PV+EV 70.5(56.8～89.4) T～1824 55.9(42.6～75.1) 51Cr 14.7(9.7～19.3) 24.3(18.5～30.8)
绵羊 PV+EV 66.4(59.7～73.8) T～1824 46.7(43.4～52.9) 51Cr 19.7(16.3～23.8)
豚鼠 PV/(100-VH)×100 75.8(67～92.4) I131 39.4(35.1～48.4) - - -
大白鼠 PV+EV 64.1(57.5～69.9) T～1824 40.4(36.3～45.3) 32P 23.7(18.4～26.0) 50.3(42.3～61.5)
小白鼠 PV+EV 77.8 T～1824 48.8 32P 29.0 -
鸡 - 56.0 T～1824 31.0 - - -
鸭 PV/(100-VH)×100 102.0 131I 65.5 BV×(VH/100) 27.5 -
注：Pv=血浆容量 VH=红细胞比积 EV=红细胞容量 BV=全血容量
几种动物不同给药途径的最大注射量（ml）
注射途径 小鼠 （ml/10g） 大鼠 （ml/100g） 豚鼠 （ml/只） 家兔 （ml/kg） 狗
（ml/只）
皮下
0.1~0.2 0.3~0.5 0.5~2 0.5~1.0 3~10
肌肉
0.05~0.1 0.1~0.2 0.2~0.5 0.1~0.3 2~5
腹腔
0.1~0.2 0.5~1.0 2~5 2~3 5~15
静脉
0.1~0.2 0.3~0.5 1~5 2~3 5~15
实验动物采血量
采血动物品种 最大安全采血量(ml) 最小致死采血量
(ml)
小鼠
0.2 0.3
大 鼠
1 2
豚 鼠
5 10
兔
10 40
狼 狗
100 500
猎 狗
50 200
猴
15 60
动物种类 体重 最大灌胃量（ml）
小鼠
20~24 25~30 30以上 0.8
0.9
1.0
大鼠
100~199 200~249 250~300 300以上 3.0
4~5
6.0
8.0
豚鼠
250~300 300以上 4~5
6.0
家兔
2000~2400 2500~3500 3500以上 100.0
150.0
200.0
猫
2500~3000 3000以上 50~80
100~150
狗
10000~15000 200~500