实验室做细胞常用的细胞固定及染色方法(详细)
细胞染色-Hoechst细胞染色方法
细胞染色-Hoechst细胞染色方法1．贴壁细胞1) 取普通洁净盖玻片于70%乙醇中浸泡5分钟或更长时间，无菌超净台内吹干或用细胞培养PBS或0.9%NaCl等溶液洗涤三遍，再用细胞培养液洗涤一遍。
将盖玻片置于六孔板内，种入细胞培养过夜，使约为50%-80%满。
2) 刺激细胞发生凋亡后，吸尽培养液，加入0.5ml固定液，固定10分钟或更长时间（可4℃过夜）。
3) 去固定液，用PBS或0.9%NaCl洗两遍，每次3分钟，吸尽液体。
洗涤时宜用摇床，或手动晃动数次。
4) 加入0.5ml Hoechst 33258染色液，染色5分钟。
也宜用摇床，或手动晃动数次。
5) 用PBS或0.9%NaCl洗两遍，每次3分钟。
6) 滴一滴抗荧光淬灭封片液于载玻片上，盖上贴有细胞的盖玻片，尽量避免气泡。
使细胞接触封片液，切勿弄反。
7) 荧光显微镜可检测到呈蓝色的细胞核。
2. 悬浮细胞1) 离心收集细胞样品于1.5ml离心管内，加入0.5ml固定液，缓缓悬起细胞，固定10分钟或更长时间（可4℃过夜）。
2) 离心去固定液，用PBS或0.9%NaCl洗两遍，每次3分钟。
洗涤期间手动晃动。
3) 最后一次离心后吸去大部分液体保留约50ml液体，再缓缓悬起细胞，滴加至载玻片上，尽量使细胞分布均匀。
4) 稍晾干，使细胞贴在载玻片上不易随液体流动。
5) 均匀滴上0.5ml Hoechst 33258染色液，染色5分钟。
用吸水纸从边缘吸去液体，微晾干。
6) 用PBS或0.9%NaCl洗两遍，每次3分钟。
7) 滴一滴抗荧光淬灭封片液于载玻片上，盖上一洁净的盖玻片，尽量避免气泡。
8) H. 荧光显微镜可检测到呈蓝色的细胞核。
3. 组织切片1) 常规包埋切片后，脱蜡，透明。
2) PBS或0.9%NaCl洗两遍，每次3分钟，吸尽液体。
洗涤时宜用摇床，或手动晃动数次。
可在六孔板中操作。
3) 加入0.5ml Hoechst 33258染色液，染色5分钟。
PI染色方法范文
PI染色方法范文PI染色是一种荧光染色方法，利用PI（propidium iodide）作为染料，结合细胞膜的通透性，可以选择性地染色死亡细胞和已被破坏的细胞。
PI是一种均不透过未破损的细胞膜的小分子染料，但能通过受损细胞膜进入细胞内与核酸结合。
在染色过程中，PI会与细胞核中的DNA结合，使细胞核发出红色荧光，从而能够区分活细胞和死亡细胞。
执行PI染色的步骤如下：1.将待染细胞接种于培养皿或载玻片上，使其附着。
2.将细胞固定，常用的固定剂有4%的乙醛或甲醛溶液，固定后洗涤掉余留的固定剂。
3.将细胞膜破坏剂（如0.1%的Triton X-100）加入细胞上，以使细胞膜通透性增强。
4.加入适量的PI染料溶液，通常浓度为50μg/mL，使其完全覆盖细胞。
5.在黑暗条件下孵育细胞20-30分钟，使染料与DNA结合。
6.将细胞置于荧光显微镜下观察，由于PI与DNA结合后发出红色荧光，可直接看到染色的细胞核。
PI染色方法有很广泛的应用领域。
在细胞培养实验中，PI染色可用于评估细胞的存活率、凋亡和细胞周期分布等。
它还可用于细胞计数、细胞分选和细胞术后RNA提取等实验。
在生物医学研究中，PI染色也被广泛应用于细胞凋亡和细胞死亡机制的研究。
虽然PI染色是一种简单易行的染色方法，但也存在一些优缺点。
其优点包括操作简单、有效性高、可观察到染色的细胞核数量和形态等。
缺点包括染色结果受到细胞膜完整性的影响，不能区分早期凋亡和坏死的细胞，染色结果受背景荧光的干扰较大。
为了克服PI染色的缺点，研究人员在实践中进行了一些改进。
例如，通过引入不同颜色的核酸染料，可用以区别细胞的生死情况。
另外，还可以结合细胞凋亡标记物，如Annexin V，来进一步判断细胞的凋亡状态。
综上所述，PI染色是一种常用的细胞染色方法，通过与DNA结合，使细胞核发出红色荧光，可区分活细胞和死亡细胞。
它具有简单易行、有效性高等优点，在细胞培养和生物医学研究中有广泛应用。
dapi染色方法
dapi染色方法
DAPI染色方法是一种常用的细胞核染色方法，它可以用于检测DNA含量、核型分析、染色体计数和核型鉴定等方面。
DAPI染色方法的原理是利用DAPI（4',6-diamidino-2-phenylindole）这种荧光染料，它可以与DNA结合，使DNA发出蓝色荧光，从而实现对细胞核的染色。
DAPI染色方法的步骤如下：
1.将细胞固定在载玻片上，可以使用甲醛、乙醛、乙醇等固定剂进行固定。
2.用PBS（磷酸盐缓冲液）或者其他缓冲液进行洗涤，去除细胞表面的蛋白质和其他杂质。
3.将DAPI染料加入到载玻片上，使其与细胞核中的DNA结合。
4.在黑暗中孵育10-15分钟，使DAPI染料充分结合到DNA上。
5.用PBS或其他缓冲液进行洗涤，去除未结合的DAPI染料。
6.在显微镜下观察细胞核的荧光信号，可以使用荧光显微镜或者激光共聚焦显微镜进行观察。
DAPI染色方法的优点是可以快速、简单地染色，同时可以同时检测多个样本。
此外，DAPI染色方法还可以与其他荧光染料结合使用，
如FITC、TRITC等，从而实现多重染色，提高检测的准确性和灵敏度。
但是，DAPI染色方法也存在一些缺点，如DAPI染料对细胞有毒性，需要控制染色时间和浓度，避免对细胞造成伤害。
此外，DAPI染色方法只能检测DNA含量和核型分析等方面，不能检测其他细胞器和分子的信息。
DAPI染色方法是一种常用的细胞核染色方法，具有快速、简单、灵敏等优点，可以用于多种细胞学研究和临床检测中。
巴氏染色原理
巴氏染色原理
巴氏染色原理是一种常用的细胞染色技术，用来对细胞或组织进行染色。
该原理是基于酚醛固定的原理，通过将细胞或组织固定在玻片上，然后处理它们使得它们能够与染料发生反应。
巴氏染色的步骤如下：
1. 固定：将细胞或组织浸泡在酚醛液中，使其固定在玻片上。
酚醛能够保持细胞或组织的形状和某些结构的完整性。
2. 脱水：通过将样本逐渐浸泡在濃度递增的酒精溶液中，使其逐渐失去水分。
这样做是为了减少细胞或组织内的水分，以便尽可能地提高染料对细胞或组织的亲和力。
3. 渗透：将细胞或组织浸泡在骨胶液中，使其充分浸润。
骨胶液能够渗透到细胞或组织的内部，使得染料更容易地与它们发生反应。
4. 染色：将染料溶液滴在样本上，使其与细胞或组织结合。
染料能够结合到不同的细胞或组织结构中，从而显示出不同的颜色或形态。
5. 清洗：将多余的染料以及其他杂质通过浸泡在去离子水中进行清洗。
这样可以让染色的结果更加清晰。
6. 封片：在玻片上涂上封片剂，以保护样本并固定染料。
这样可以使染色的结果保持较长时间。
通过巴氏染色原理，我们可以对细胞或组织进行染色，并观察它们的结构，从而得到更多关于它们的信息。
这种染色方法在细胞学和组织学研究中广泛应用，为我们研究生物体内部的结构和功能提供了重要的工具。
细胞染色操作流程(荧光标记)
细胞染色操作流程(荧光标记)引言细胞染色是一种广泛应用于生物学研究中的技术方法，它可以用来观察和分析细胞内的结构和功能。
其中，荧光标记技术因其高灵敏度和选择性受到广泛关注。
本文档旨在介绍细胞染色操作流程中荧光标记的主要步骤和注意事项。
材料准备在进行细胞荧光染色之前，我们需要准备以下材料：1. 细胞培养基：根据实验需求选择合适的培养基；2. 荧光染色试剂：根据需要选择适当的荧光染料或荧光蛋白；3. 固定剂：例如4%的无水甲醛；4. 渗透剂：例如0.5%的Triton X-100；5. 核染色剂：例如DAPI；6. 覆盖玻璃片或载玻片；7. 其他辅助试剂和实验仪器。
操作步骤1. 细胞固定：收集培养好的细胞，使用无水甲醛等固定剂固定细胞，固定时间根据细胞类型和实验目的而定，一般为10-30分钟。
2. 渗透处理：加入适量的渗透剂(如Triton X-100)，破坏细胞膜，以便荧光染料或荧光蛋白可以进入细胞内部。
渗透处理时间通常为5-10分钟。
3. 荧光染色：加入预先稀释好的荧光染料或荧光蛋白。
根据实验需求和研究对象选择适当的荧光染料或荧光蛋白，并根据厂家提供的说明书进行染色。
染色时间和温度根据实验要求而定，通常为30分钟至数小时。
4. 核染色：将DAPI等核染色剂加入染色体内，标记细胞核。
核染色时间通常为5-10分钟。
5. 洗涤：用PBS或其他合适的缓冲液洗涤细胞，以去除未结合的染料或蛋白。
6. 固定和封装：将染色好的细胞固定在载玻片或覆盖玻璃片上。
使用适当的固定液和封装液进行固定和封装。
注意事项1. 根据实验需求选择适当的荧光染料或荧光蛋白，并根据厂家提供的说明书操作。
2. 注意避免染色试剂和其他实验药品的接触，以免产生干扰。
3. 操作过程中注意细胞的固定和渗透时间，过长或过短都可能影响染色效果。
4. 在染色和洗涤过程中，避免晃动载玻片或覆盖玻璃片，以免影响染色的均匀性。
5. 操作结束后，妥善保存染色好的载玻片或覆盖玻璃片，防止其污染或损坏。
PI染色方法范文
PI染色方法范文步骤：1.准备细胞样品：将要观察的细胞样品固定在载玻片上。
固定方法可以是冷冻固定、乙醛固定、甲醛固定等。
固定的目的是保持细胞结构的完整性和稳定性。
2.渗透处理：将透明质酸和胶原酶等渗透剂加入载玻片上的细胞样品，用以增加细胞膜的通透性，便于PI荧光染色剂的进入。
3.染色：用含有PI荧光染色剂的缓冲液滴在观察细胞的载玻片上，让荧光染料充分进入细胞核内。
通常情况下，PI染色剂会与DNA结合，形成红色荧光。
4.清洗：用PBS等缓冲液洗去多余的PI染色剂，减少背景荧光。
5.封片：加入适当的封片剂覆盖载玻片，保护样品免受光照和氧化的影响。
6.观察：将封片好的载玻片放入显微镜下，使用荧光显微镜（或共聚焦显微镜）观察细胞核染色的结果。
原理：PI染色方法的原理基于PI荧光染色剂与DNA的结合。
在生物样品中，PI能够非选择性地和双链DNA结合，但不能穿透完整的细胞膜。
当样品细胞固定和渗透处理后，PI荧光染色剂可以进入细胞核并与核内的DNA结合形成复合物。
由于PI染色剂的荧光发射峰位于红色波长范围，可以方便地通过荧光显微镜观察到红色荧光。
PI染色方法适用于各种细胞类型的核染色，尤其对于分析细胞核形态的变化、DNA含量的变化以及细胞核凋亡等方面具有重要的应用价值。
此外，PI染色还可以与其他荧光染料如FITC等同时应用，用于多通道荧光染色实验，以获得更多的信息。
需要注意的是，在使用PI染色方法时，应避免PI染色剂的直接暴露在光源下，以免荧光波长的激发光影响染色结果。
另外，封片的过程中也要注意避免氧化和光照的影响，以保持染色的稳定性。
总结起来，PI染色方法是一种简单、易于操作且广泛应用的细胞核染色方法。
通过将PI荧光染色剂与DNA结合，可以获得细胞核的形态和结构信息，对于细胞生物学和病理学研究具有重要的意义。
番红染色原理
番红染色原理
番红染色是一种常用的细胞染色技术，通过染色剂番红G和甲醛固定细胞膜蛋白，使细胞呈现出粉红色或红色。
番红染色的原理主要包括细胞固定、染色和洗脱三个步骤。
首先，细胞固定是番红染色的第一步，也是非常重要的一步。
细胞固定的目的是使细胞保持原有的形态和结构，不受外界因素的影响。
通常使用的固定液是含有甲醛的PBS缓冲液，甲醛可以使细胞蛋白质发生交联反应，固定细胞的形态和结构。
固定时间一般为15-30分钟，固定后的细胞可以进行下一步的染色处理。
其次，染色是番红染色的第二步，也是关键的一步。
染色剂番红G是一种碱性染色剂，可以与细胞膜蛋白发生离子键结合，使细胞呈现出粉红色或红色。
在染色过程中，需要将番红G溶解在乙醇中，然后将固定后的细胞放入番红G溶液中浸泡一段时间，使细胞充分染色。
染色时间一般为5-10分钟，染色后的细胞可以进行最后一步的洗脱处理。
最后，洗脱是番红染色的最后一步，也是非常重要的一步。
洗脱的目的是去除多余的染色剂和乙醇，使细胞呈现出清晰的染色效
果。
通常使用的洗脱液是含有乙醇的PBS缓冲液，将固定并染色后的细胞放入洗脱液中轻轻洗涤，去除多余的染色剂和乙醇。
洗脱后的细胞可以进行显微镜观察和拍照记录。
总之，番红染色原理是通过细胞固定、染色和洗脱三个步骤，使细胞呈现出粉红色或红色。
番红染色技术简单易行，成本低廉，广泛应用于细胞生物学、组织学和病理学等领域。
希望本文对番红染色原理有所帮助，谢谢阅读！。
赫斯特染色步骤
赫斯特染色步骤全文共四篇示例，供读者参考第一篇示例：赫斯特染色是一种广泛应用于生物学和医学领域的染色技术，常用于检测细胞内的DNA和RNA。
赫斯特染色技术可以帮助科研人员对细胞进行观察和分析，从而更好地了解细胞的结构和功能。
本文将详细介绍赫斯特染色的步骤和原理。
赫斯特染色的步骤一般包括以下几个步骤：固定、染色、洗涤和观察。
下面我们将逐步介绍这些步骤。
第一步：固定固定是赫斯特染色的第一步，它是将样本固定在载玻片上，使细胞结构保持原貌，不被破坏。
固定可以使用多种方法，常见的固定方法包括乙醇/冰醋酸固定法、甲醛固定法和乙醇固定法。
在实验中，通常使用甲醛进行固定，因为甲醛可以快速透入细胞并进行交联，固定细胞结构。
第二步：染色染色是赫斯特染色的核心步骤，通过染色可以将细胞核DNA染色为蓝色，细胞质RNA染色为粉红色。
常用的染色剂包括伊姆菲染色剂、哈里斯液、龙与威廉姆斯染色剂等。
在进行染色时，需要将染色剂均匀地加在载玻片上的固定细胞上，然后在适当的条件下进行染色反应。
第三步：洗涤洗涤是为了去除多余的染色剂和杂质，使染色结果清晰明确。
在洗涤的过程中，需要使用PBS缓冲液等，将载玻片放入缓冲液中轻轻摇晃，将多余的染色剂冲走，达到清洗的效果。
第四步：观察最后一步是观察，可以使用显微镜对染色的细胞进行观察和分析。
在观察的过程中，可以通过显微镜观察细胞的形态、大小、染色情况等，从而得出相关结论。
赫斯特染色的原理主要是依靠染色剂对细胞结构的特异性染色。
在染色的过程中，DNA和RNA会与染色剂结合形成复合物，从而呈现出不同的颜色。
通过对这些不同颜色的细胞进行观察和分析，可以更好地了解细胞的结构和功能。
第二篇示例：一、准备材料在进行赫斯特染色之前，首先需要准备好以下材料：1. 染色试剂：包括赫尔曼液、2%盐酸、碘液、碘伊淡液、洗涤液等；2. 玻璃片、载玻片：用于放置染色标本；3. 化学台灯：提供光源；4. 显微镜：用于观察染色结果。
尼氏染色法的原理和应用
尼氏染色法的原理和应用1. 原理尼氏染色法是一种常用的细胞染色技术，用来染色显示细胞核。
它是以尼氏酸为染色剂，可以与细胞核内的核蛋白质结合，使细胞核显色，从而方便观察细胞核形态和核染色质的结构。
尼氏染色法的原理主要包括以下几个步骤：1.细胞固定：首先，需要将待染细胞固定在载玻片上，一般使用甲醛等化学物质进行固定。
固定后的细胞可以保持形态和结构的完整性。
2.脱水：固定后的细胞需要经过脱水处理，即将细胞质内的水分逐渐脱除，以便后续的染色和显微观察。
一般用乙醇进行脱水处理。
3.染色：在脱水后的细胞上滴加尼氏酸染色剂，尼氏酸可以与细胞核内的核蛋白质结合，从而显色细胞核。
一般情况下，染色时间为几分钟至数十分钟。
4.水洗：尼氏染色完成后，需要用水充分洗去多余的染色剂，以防止染色过深。
5.固定：洗净后，可以用碘或碘酒溶液进行固定处理，同时也有助于增强染色效果。
2. 应用尼氏染色法在生物学和医学领域有广泛的应用，主要用于以下方面：2.1 细胞学研究尼氏染色法可以染色显示细胞核的形态和结构，对于研究细胞学过程以及细胞功能起着重要的作用。
通过尼氏染色，可以观察到细胞核的大小、形态以及染色质的状态，进而对细胞的生理状态和变化进行分析和研究。
2.2 病理学诊断在病理学中，尼氏染色法可用于诊断各种组织细胞核变化引起的疾病。
例如，在肿瘤病理学中，可以通过尼氏染色观察肿瘤细胞核的异常形态和结构，以便进行病理诊断和鉴定。
2.3 医学教学尼氏染色法是一种简单、易于操作的细胞染色技术，因此在医学教学中非常常用。
通过尼氏染色，可以展示细胞核的结构和变化，帮助学生更好地理解和掌握细胞学的基本知识和技术。
2.4 生物科研在生物科研中，尼氏染色法也是一种重要的实验手段。
通过染色显示细胞核的形态和结构，可以对细胞内基因组的组织和分布进行观察和研究，从而揭示细胞核的功能和调控机制。
3. 优点和注意事项尼氏染色法具有以下优点：•显色清晰：尼氏酸染色剂与核蛋白质结合后，显色效果清晰，细胞核易于观察和分析。
荚膜染色法的原理
荚膜染色法的原理荚膜染色法是一种常用的细胞染色方法，它通过将细胞样本固定在荚膜上，并使用染色剂对细胞进行染色，从而使细胞结构和染色体能够清晰可见。
荚膜染色法的原理主要包括细胞固定、染色和显微观察三个步骤。
细胞固定是荚膜染色法的第一步。
细胞固定的目的是使细胞在荚膜上保持原始形态和结构。
常用的细胞固定方法有热固定法和化学固定法。
热固定法是将细胞样本置于高温中，利用温度的升高使细胞蛋白质凝固，固定细胞结构。
化学固定法则是将细胞样本浸泡在含有固定剂的溶液中，固定剂能够与细胞内的蛋白质和核酸结合，从而实现细胞固定的目的。
染色是荚膜染色法的关键步骤。
染色的目的是将细胞内的染色体和细胞器染上颜色，以便在显微镜下观察和分析细胞结构。
常用的染色剂包括吉姆萨染色剂、伊红染色剂和甲苯胺蓝染色剂等。
这些染色剂能够与细胞内的DNA、RNA和蛋白质等分子结合，形成染色体和细胞器的颜色。
在染色过程中，需要控制染色剂的浓度和染色时间，以保证染色的质量和一致性。
显微观察是荚膜染色法的最后一步。
通过显微镜观察染色后的细胞样本，可以看到细胞内的染色体、细胞器和细胞结构。
显微观察可以使用光学显微镜或荧光显微镜。
光学显微镜可以通过透射光观察细胞样本，而荧光显微镜可以通过激光照射和荧光染料发射的方式观察细胞样本。
通过显微观察，可以对细胞结构和染色体的特征进行详细的观察和分析，从而了解细胞的功能和特性。
荚膜染色法是一种常用的细胞染色方法，通过细胞固定、染色和显微观察三个步骤，可以清晰地观察和分析细胞的结构和染色体。
荚膜染色法在细胞学、生物学和医学研究中具有广泛的应用价值，可以帮助科学家们更好地理解和研究细胞的功能和特性。
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精品文档实验室做细胞常用的细胞固定与染色方法一、爬片前盖玻片处理方法对于悬浮培养的细胞，在进行各种染色前常需先制备成涂片。
为了保证细胞在长时间的染色过程中不从载玻片脱落，必须使其牢固贴附于载玻片上。
在载玻片上涂布一层有助于细胞黏附的物质是经常采用的方法之一。
能促进细胞黏附的物质主要有多聚赖氨酸、铬矾明胶等，这里介绍多聚赖氨酸的涂布方法。
1、将载玻片用玻璃专用洗涤剂( 如 Decon)浸泡 5min，间或振荡。
2、用自来水冲洗 5min。
3、以 1％盐酸— 70％乙醇溶液浸泡5min。
4、烤箱干燥 ( 至此即可用于普通染色 ) 。
5、多聚 L- 赖氨酸 (1:10 溶于去离子水 ) 浸泡 5min，振荡。
6、入 60℃烤箱 1 h，或室温过夜干燥 ( 用于细胞化学、免疫细胞化学及原位杂交细胞化学 ) 。
二、细胞固定常用方法固定细胞的目的在于把组织和细胞的原有结构尽可能完整地保存下来，避免组织和细胞发生降解、自溶、腐败和变形等，使细胞和组织内的各种酶失去活性，防止细胞和组织的各种分子变性、解离，使细胞的化学物质和酶能准确定位，并在以后的处理和制片过程中亦不发生改变和破坏。
同时，固定还可使细胞的各部分易于着色，适于观察、长期保存和分析。
1.固定组织、细胞的基本原则：尽可能选用新鲜培养物；根据检测工具、对象、目的和要求选择固定剂和固定方法。
2.培养物的准备和固定前处理：各种细胞培养物，如双盖片悬滴培养物、悬液培养物、单层培养物和盖片单层培养物都可作固定材料。
对双盖片悬滴培养物和悬液培养物来说，常通过离心收集细胞， PBS漂洗 2～3 次后，备固定制片；对盖片单层培养物来说，将盖片从培养器皿中取出后， PBS液漂洗 2～3 次，以洗去血清和附着于细胞表面的残渣，备固定用。
3.常用固定液：常用的固定液分两类，一类是以单一化学物质配成的固定液，称简单固定液。
主要有甲醇、乙醇、甲醛、醋酸、丙酮、戊二醛、苦味酸、铬酸、重铬酸钾、氯化汞、氯化镉、四氧化锇 ( 锇酸 ) 。
另一类是用两种或两种以上化学物质配合成的固定液，称混合固定液。
如 Mueller 固定液、 Flemming 固液、 FAA 固定液、 Carnoy 固定液、Rossman固定液、Altmann 固定液、Bouing 固定液等。
不同的固定液对细胞的化学成分、酶类及细胞结构固定效果不同。
因此，选择合适的固定液是达到固定目的的基础。
(1)4 ％甲醛 -PBS:甲醛是一种气体，其饱和水溶液无色，约含40％甲醛。
在很多情况下，甲醛常常产生多聚甲醛的白色沉淀。
4％甲醛 -PBS 使组织变硬速度比乙醇快，并能较好地保存组织的外部形式，固定效果不受制片影响，固定材料可用苏木精和其他合成染料染色。
甲醛的穿透力较强，对组织固定均匀，能增强组织的弹性，大标本的固定和保存多用甲醛。
甲醛是染色体、线粒体和高尔基体的固定液，在冷冻切片中，甲醛作固定剂具有显著的优点。
用40％甲醛水溶液 :PBS=1:9 配方制备甲醛固定液。
(2)丙酮：丙酮为无色易挥发液体，用纯冷丙酮 (4 ℃) 固定细胞内酶效果较佳。
(3)乙醇：乙醇又称酒精，固定血纤维蛋白、色素、弹性纤维、细菌和白细胞等效果优良。
无水乙醇或乙醇和醋酸的混合液是固定肝糖原及肌糖原的良好固定液。
乙醇除有固定作用外，还具有硬化和脱水的作用。
作为固定用乙醇的适宜浓度为70％～ 100％。
乙醇的缺点是渗透力差，并使组织收缩。
(4)醋酸：常用 0.3 ％～ 5％浓度的醋酸作固定剂。
醋酸能和水及乙醇、甲醇溶合，醋酸不固定蛋白质，但能固定核酸。
醋酸的穿透力很大，它对细胞的膨胀作用显著，这是由于它破坏了某些蛋白质分子的结合，所以，常用醋酸来减少其他固定剂引起的细胞收缩。
细胞学技术中，它能防止细胞收缩，并能较好地保存染色体，还能把染色质沉淀成为可染色的块状体。
(5)苦味酸：苦味酸是黄色结晶体，强酸，可溶于水、乙醇、苯和二甲苯，在水中的溶解度可因水温变化而变化。
苦味酸可以沉淀白蛋白、核蛋白、球蛋白、组蛋白和核酸。
苦味酸的穿透力很慢，单独使用时，造成组织严重收缩。
它和其他药物混合配制时，可以作为蛋白质的沉淀剂，同时可避免组织收缩、硬化，而且易于染色。
所以在很多混合固定液中被广泛采用。
作固定用的最适浓度为 1％。
(6)锇酸 ( 四氧化锇 ) ：锇酸是一种强氧化剂，不能同乙醇和甲醛混合使用。
它的挥发性很强，挥发出来的气体能固定结膜，对眼睛很有害，所以操作时应特别注意。
四氧化锇是保存细胞结构的最好固定剂之一，配制时先在棕色试剂瓶中盛入50～100ml 0.1mol/L 磷酸缓冲液 (pH7.0 ～7.4) ，再将装有 1g 锇酸的安培瓶放人PBS中，以玻棒击碎安培瓶，摇荡使锇酸溶解，备用。
常用的固定液浓度为1％～ 2％。
(7)戊二醛：戊二醛对组织的渗透率高，与蛋白质反应快，能较好地保存蛋白质，对微管和膜性结构保存亦比较好，并能较好地保存糖原。
常用的戊二醛固定液配制方法列于表 12-1 。
表 12-1 常用的戊二醛固定液配制方法Ph7.2 的 0.1mol/L磷酸缓冲液（ ml） 969692908825%戊二醛水溶液（ ml） 4681012戊二醛的终浓度1% 1.5%2% 2.5%3%(8)甲醇／醋酸固定液：甲醇：醋酸为 3:1 的固定液是应用最广的一种培养细胞固定剂。
甲醇穿透力好，醋酸固定蛋白效果好，两者结合，能使固定细胞形态不变。
不仅最适用于固定染色体，而且固定的染色体适于 Giemsa染色 ( 注意：此固定液宜现用现配 ) 。
(9)FAA 固定液：此固定液适用于固定盖片单层培养的细胞，固定效果好。
配制方法： 90ml 80 ％酒精中加 5ml 冰乙酸和 5m140％甲醛。
(10)Carnoy 固定液： Carnoy 固定液是较好的非水溶性固定液，是显示细胞化学成分 ( 如粘多糖等 ) 时常用的固定剂，固定、保真效果好，但穿透力差，适于固定培养的单层细胞。
配制方法：60ml 纯酒精加 30ml 氯仿和 10ml 冰乙酸。
(11)Bouin 固定液：用于固定双盖片法培养的标本，固定 30 分钟后，用 70％酒精褪去苦味酸黄色，如不立即染色，可将标本保存在70％酒精中。
本试剂适于固定组织细胞的糖原。
配制方法：先将75ml 饱和苦味酸(100ml 水中加1.2 ～1.4g) 过滤，加入 25ml 福尔马林 (40 ％甲醛，有沉淀时禁用 ) ，最后加入 5ml 冰醋酸，混和后存于 4℃冰箱中备用。
冰醋酸最好在临用前加入。
该固定液对组织细胞穿透力较强，固定效果较好，保存的细胞结构完好。
但因偏酸 (pH 为 3～3.5) ，对抗原有一定损害。
(12)4 ％多聚甲醛 -PBS固定液：多聚甲醛为白色固体，在 50ml 蒸馏水中加入4g 多聚甲醛，加热至 60～70℃时，边搅拌边逐滴加入 2mol/LNaOH，至液体清晰透明。
用 1mol/LHCl 调节 pH 至 7.4 ，冷却后加入 0.01mol/LPBS 液至 100ml，4℃保存。
本试剂适于固定肾纤维蛋白和细胞骨架蛋白。
三、常见的细胞染色方法1普通染色观察苏木精 - 伊红 (hematoxylin-eosin ，HE)染色和 Giemsa 染色是观察培养细胞一般形态的最常用方法，也是把细胞作为标本保存的主要方法。
对于贴壁培养的细胞，以生长于盖玻片和塑料培养瓶壁者便于操作。
固定前先用 Hanks 液、PBS、BSS或生理盐水清洗培养物 2 次，去除妨碍染色的血清。
固定后可将盖玻片用树胶贴于载玻片上，以利操作。
对于悬浮培养细胞，须先经离心沉淀 (1000r ／min，10min) ，弃上清液后 ( 留少量液体 ) ，将细胞悬液滴于玻片上做成涂片，冷风吹干。
1.1HE 染色法1.1.1 染液配制(1)苏木精染液：这里介绍鄂征 (1995) 改良的 Mayer 法。
称取 0.5g 苏木精， 5.0g 铵矾或钾矾， 0.1g 碘酸钠加温溶于70m1蒸馏水。
再加入30ml甘油，2ml 冰醋酸。
混匀。
过滤后即成母液。
可长久保存。
用蒸馏水以1:20 稀释即成工作液，可用很长时间。
每次染色前宜过滤，去除氧化膜。
(2)伊红染液：伊红有醇溶性与水溶性之分。
将 0.5g 伊红溶于 100m170％乙醇或蒸馏水即成工作液。
1.1.2 染色程序（1）用 10％甲醛 ( 福尔马林 ) 固定培养物 30min，或以丙酮固定 15min。
（2）蒸馏水洗 1 次后，入苏木精染液 5～10min 染细胞核。
（ 3）入 0.5 ％盐酸 -70 ％乙醇溶液 30～1min，脱去胞质的着色。
此时核呈紫红色。
（4）入碱性溶液碱化，使细胞核变成蓝色。
如果时间允许，最好用自来水 ( 呈弱碱性 ) 长时间浸泡。
也可入 1％ NaHCO3溶液。
此过程须不断用显微镜监视，以掌握碱化时间。
（5）蒸馏水洗 1 min ，去除残留的碱性溶液，否则影响伊红着色。
（6）入伊红染液 30s～ 1 min 。
（7）用梯度乙醇溶液脱水： 70％、 90％、95％乙醇各 30s～ 1 min；100％(2 次)各 2min。
如伊红为乙醇溶液，略去 70％乙醇。
（ 8）用二甲苯透明 2 次，各 5min。
（ 9）树胶封固。
1.1.3 染色结果细胞核呈紫蓝色或深蓝色，大部分细胞的胞质呈粉红色。
如果胞质内含较多核糖体 ( 例如淋巴细胞 ) 则亦呈蓝色。
1.2 吉姆萨染色法此法可将细胞核与胞质同时染色，故便捷快速；但染液配制技术不易准确掌握，效果常不如 HE染色稳定。
1.2.1 吉姆萨 (Giemsa) 染液的配制（1）取 1.5g 吉姆萨粉末放入 50ml 甘油，置于 60℃温箱，约 3h 后溶解。
（2）取出后倒入 50ml 中性甲醇，即为母液。
于棕色瓶可长久保存。
需要注意的是，有的甲醇内含醋酸，会使染液中的伊红沉淀出来，不利染色。
（3）将母液与 0.1 mol ／LPBS(Ph6.9～7.2) 按 1:9 混合即成工作液。
吉姆萨染液对 pH 极敏感，偏酸时染色过红，偏碱时则过蓝。
所以，工作液宜现用现配，保存时间不超过 48h 以免被 CO2酸化。
1.2.2 染色程序（1）将标本用甲醇固定 5～10min。
（2）入吉姆萨液染色 10～ 15min。
可用染色缸；或将染液滴覆于标本。
（3）蒸馏水清洗，空气干燥，二甲苯透明，树胶封固。
1.2.3 染色结果细胞核呈蓝或蓝紫色，胞质呈色与HE染色相仿。