sd大鼠操作规程
大鼠立体定向仪使用说明
大鼠立体定向仪使用说明一、简介大鼠立体定向仪是一种用于在实验中精确定位大鼠脑部区域的仪器。
它通过空间坐标和解剖结构来确定目标区域，为实验操作提供准确的参考。
本文将详细介绍大鼠立体定向仪的使用方法和注意事项。
二、使用方法1. 准备工作确保大鼠立体定向仪处于正常工作状态。
检查各个部件是否完好，并连接好相应的电源和电缆。
然后，选择适当的麻醉药物和镇痛药物，将大鼠进行麻醉和固定，使其处于稳定的状态。
2. 定位大鼠头部将大鼠放置在大鼠立体定向仪的创口台上，用耳机将大鼠的头部固定住。
确保大鼠的头颅稳定且不会移动。
调整创口台的高度和角度，使其与大鼠头部的位置和姿态相匹配。
通过调节头部固定装置，确保大鼠的头部能够自由移动。
3. 定位大鼠脑部区域使用大鼠立体定向仪的刻度尺，测量大鼠头部的尺寸和相对位置。
根据实验需求，确定目标区域的坐标和深度。
根据测量结果，调整大鼠立体定向仪的坐标轴，使其与目标区域的坐标轴对齐。
确保坐标轴的调整准确无误。
4. 实施实验操作根据实验协议，选择合适的手术器械，进行实验操作。
根据大鼠立体定向仪提供的坐标和深度信息，准确地定位目标区域。
在实施实验操作过程中，注意保持操作环境的清洁和无菌。
遵循实验操作规范，确保操作的准确性和安全性。
三、注意事项1. 在使用大鼠立体定向仪之前，应详细阅读使用说明书，并按照说明书的要求进行操作。
2. 在操作过程中，应注意保持操作环境的无菌和清洁，以避免感染和交叉污染。
3. 在固定大鼠头部时，应注意不要过紧或过松，以避免对大鼠造成不适或伤害。
4. 在调整大鼠立体定向仪的坐标轴时，应小心操作，确保准确无误。
5. 在实施实验操作时，应注意操作的轻柔和准确性，以避免对大鼠脑部造成损伤。
6. 在实验操作完成后，应及时清理和消毒大鼠立体定向仪，以确保下次使用时的卫生和安全。
四、总结大鼠立体定向仪是一种在实验中定位大鼠脑部区域的重要工具。
正确使用大鼠立体定向仪可以提高实验操作的准确性和可靠性。
动物实验操作基本方法
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随机区组分组
实验动物的捉 拿.MPG
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•灌胃给药——大小鼠
剂量：小鼠约0.1-0.5ml／10g体重。最大体积为1.0ml/只 大鼠约1-2 ml／100g体重，最大体积为1.0ml/只
1、将灌胃针连 接在注射器上， 吸入一定量的 药液。
左手捉持动物， 使头部向上。
右手持针，把 灌胃针头的前 端放进动物的 口腔，顺着上 腭部插入咽部， 顺咽后壁轻轻 往下推。
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（二）分组的方法
完全随机分组 完全随机分组时将试验对象完全按随机原则分组。它的设计、
分组、和统计处理都比较简单，但试验效率较低。 例：将30只SD 大鼠随机分配到甲、乙、丙3组。 使用excel对试验对象完全随机分组的操作步骤如下:
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1.在单元格A1、B1、C1中分别键入编号、随机号、分组号， 随后在A2、A3中分别键入1、2，然后拖动鼠标利用excel 的自动填充功能完成1～30的编号。
•兔的捉持
用右手抓住兔 颈部的被毛和 皮肤，轻轻把 兔提起。
用左手托住兔 的臀部
家兔的固定方 式有腹卧式和 仰卧式两种
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•犬的捉持
实验者先抚摩， 逐步接近，勿 使其惊恐或将 其激怒。
用粗棉绳兜住 狗的下颌，并 在上颌打结 （勿太紧）。
大鼠的麻醉
用量：0.25ml/100g
6、2%戊巴比妥钠50mg/kg，书上推荐的剂量是40～50mg/kg（ip）；或者苯巴比妥钠+乙醚麻醉，效果也可以.。
7、在建立肠道缺血再灌注损伤模型中使用戊巴比妥钠，是沿用了很多同事的方案。使用中麻醉很平稳。效果很不错。估计肾脏移植模型和肠道相差不大，不知对否。
二、异氟醚大鼠麻醉
安全且具有麻醉科特色。
我们是用异氟醚（应该是国产的吧）麻醉的，用那种市面上常见的可以提的比较大的带盖塑料水杯自制一个封闭的小麻醉空间，水杯是那种直桶透明，盖子类似特百惠按盖，上有一个约2cm饮水孔的那种，用一个合适的注射器前端堵住饮水孔。使用时打开盖子，将杯子对着大鼠，大鼠顺势会自己进去，然后竖起杯子盖上盖，连抓大鼠都省了，超级安全！然后接麻醉机（临床淘汰的机型，不过作试验足够了），注意要事先准备好连接管道（临床上各种管子都是可以互相接口的），打开挥发器就行了。我们一般先开最大，大鼠一会儿不动了就麻好了（杯子要求至少半透明）。
4、3%的戊巴比妥钠，1ml～1.5ml/kg，但要体重称准。
5、戊巴比妥钠，40mg/kg，但不安全，用水合氯醛腹腔注射最安全，300mg/kg。或是用乌拉坦。用复合麻醉，2小时左右很有效。
配方：
戊巴比妥钠：0.886g
水合氯醛：4.25g
硫酸镁：2.12g
无水酒精：14.25ml
丙二醇：33.8ml
3、水合氯醛和戊巴比妥钠均可以的，前者的麻醉持续时间短些，看你的手术需要了，前者的一般剂量为350～400mg/kg，后者的剂量一般可为30mg/kg，均是ip注射，安全性是很好的。戊巴比妥钠最好用进口分装的，上海试剂公司有售。??
注：我们一般同时接着氧气，所以安全过程中的维持麻醉一般也采用吸入麻醉，与诱导时基本类似。取出诱导好的大鼠，快速固定四肢在操作板上，给大鼠口鼻处罩上剪下的合适注射器（好像是20或30ml注射器）前端，注射器头接诱导时的麻醉管道，连接到麻醉机上，一般维持时开到2，同时供氧，没有给它们插过气管插管，也没有出现窒息的（至少我没见过）。可作除开胸外的手术，一般切皮处给予少量局麻。作过颈部血管手术和股动静脉穿刺置管效果都很好。
SD 大鼠脓毒血症_11
SD 大鼠脓毒血症大鼠脓毒血症建立方法 SD 大鼠, 体重 190～270 g ,雌雄均有, 禁食 24 h 后进行实验。
用 2.5 %戊巴比妥钠按 1 ml/ kg 体重, 腹腔注射麻醉大鼠, 随机分为实验组和对照组(假手术组) 。
常规消毒腹部, 在下腹部正中央切口, 长约 2 cm , 打开腹腔寻找盲肠, 小心分离其远端与大肠的系膜, 盲肠内如有粪便, 则把粪便小心挤向相连的大肠, 实验组在盲肠远端 1/ 2 处用无菌 4 号丝线紧紧结扎, 并用无菌 7 号针头在已结扎盲肠远段中央处贯通穿刺。
然后把盲肠推回腹腔, 关闭腹腔, 逐层缝合。
对照组仅做开腹分离盲肠远端与大肠的系膜及关腹手术。
术后按 50 ml/ kg 体重皮下注射生理盐水, 补充手术中丢失的体液, 连续观察 24h , 整个实验过程中在室温 22～25 ℃环境进行并让大鼠自由饮水。
在盲肠结扎前、结扎后 8 h、 16h、和 24h 在无菌条件下取大鼠尾血 1 滴进行细胞培养, 实验组还在无菌条件下取腹腔渗出液少许进行细菌培养。
用结扎整个盲肠加穿刺的方法可复制出动物的理想败血症模型, 因为动物模型血液细菌培养阳性, 培养出来的细菌与感染灶细菌完全或部分相同, 动物表现与临床败血症类似, 重复性好, 模1/ 21型复制后有一定的存活时间供研究之用。
有人把结扎整个盲肠改为结扎盲肠 1/ 2 , 把穿刺盲肠 2 次改为贯通穿刺盲肠, 操作更为简便, 效果也令人满意。
造成盲肠缺血坏死, 自身肠道的细菌进入腹腔造成感染。
血液培养显示, 在CL P 后 16 h , 血液已有大肠杆菌及绿脓杆菌生成, 与腹腔渗出液细菌培养结果相同; 培养出的菌种与报道略有不同, 这可能是由于大鼠来源及实验室的条件不同造成的。
实验组动物术后 24 h 活杀, 见盲肠结扎的远端已发生坏死, 穿刺的针孔明显, 腹腔感染, 有臭味的渗出液,但腹腔未见粪便, 这与人类阑尾穿刺并发腹膜炎等疾病过程相似。
SD大鼠脂肪采取
SD大鼠脂肪采取简介SD大鼠脂肪采取是一种常用的实验方法，用于研究大鼠脂肪组织的特性和功能。
在这篇文档中，我们将介绍SD大鼠脂肪采取的步骤和注意事项。
希望本文能为相关科研人员提供一些帮助。
步骤1.准备实验材料：–SD大鼠–麻醉剂（如异氟醚）–消毒液–手术器械（如手术刀、手术剪、镊子等）–无菌培养皿和离心管2.麻醉SD大鼠：–将SD大鼠置于麻醉箱中，通过给予适量的麻醉剂使其进入麻醉状态。
–确保大鼠完全进入麻醉状态后，将其取出放在手术台上。
3.消毒操作区域：–使用消毒液彻底清洗手术台及手术器械，以减少感染风险。
4.实施脂肪采取：–使用手术刀在大鼠身体的特定位置（如腰部）切开皮肤，并将切口扩大。
–使用手术剪和镊子小心地分离脂肪组织，注意不要损伤其他组织。
–通过运用轻柔的力量，将脂肪组织完整地取出，并放置在无菌培养皿中。
5.脂肪组织的处理：–将采取的脂肪组织放入离心管中，并加入适量的生理盐水进行清洗。
–对脂肪组织进行离心，以去除其中的杂质。
–可根据实验需求，将清洗后的脂肪组织进行冷冻保存或进一步处理。
6.注意事项：–在实施脂肪采取之前，应经过相关机构的批准，并遵循相关伦理规定。
–在实施手术时，应注意麻醉剂的使用量，确保大鼠在手术过程中不会醒来。
–手术过程中要小心操作，避免伤及大鼠的其他组织。
–操作过程中要保持工作区域的洁净，使用无菌器械进行操作，以减少感染风险。
结论SD大鼠脂肪采取是一项常见的实验技术，用于研究脂肪组织的性质和功能。
通过遵循正确的操作步骤和注意事项，可以获得高质量的脂肪样本，为后续的实验研究提供可靠的基础。
同时，在进行实验前应获得相关批准，并遵循伦理规定，以确保动物的福利和实验的科学性。
希望本文对于进行SD大鼠脂肪采取的科研人员有所帮助。
注：本文所提供的步骤和注意事项仅供参考，具体操作应根据实验要求和相关规定来进行。
大鼠自发活动实验报告
一、实验目的1. 了解大鼠的自发活动行为特征；2. 探讨不同实验条件下大鼠自发活动行为的变化；3. 为进一步研究大鼠的行为提供实验依据。
二、实验材料1. 实验动物：清洁级SD大鼠10只，体重（200±20）g；2. 实验设备：动物活动箱、电子秤、秒表、温度计、湿度计、录音笔、摄像设备；3. 实验药品：生理盐水、苯巴比妥钠（镇静剂）。
三、实验方法1. 实验动物分组：将10只大鼠随机分为两组，每组5只，分别命名为A组和B组；2. 实验条件：A组大鼠置于正常活动箱中，B组大鼠置于活动箱中，温度（22±2）℃，湿度（55±5）%；3. 实验步骤：a. 实验前，将大鼠放入活动箱中适应环境，观察其活动情况；b. 使用电子秤称量大鼠体重，记录数据；c. 使用秒表记录大鼠在一定时间内（如10分钟）的活动次数；d. 使用温度计和湿度计记录实验箱内的温度和湿度；e. 实验过程中，观察大鼠的行为表现，如奔跑、跳跃、攀爬等；f. 实验结束后，使用录音笔和摄像设备记录大鼠的活动情况。
四、实验结果1. A组大鼠活动情况：a. 体重：平均体重（200±20）g；b. 活动次数：平均活动次数为（50±10）次/10分钟；c. 行为表现：大鼠在活动箱中表现出奔跑、跳跃、攀爬等行为。
2. B组大鼠活动情况：a. 体重：平均体重（200±20）g；b. 活动次数：平均活动次数为（35±8）次/10分钟；c. 行为表现：大鼠在活动箱中表现出奔跑、跳跃、攀爬等行为，但活动次数较A组明显减少。
五、实验讨论1. 通过本实验，我们了解到大鼠在正常活动条件下，具有一定的自发活动行为特征，如奔跑、跳跃、攀爬等；2. 实验结果显示，不同实验条件下大鼠的自发活动行为存在差异。
B组大鼠在活动箱中活动次数较A组明显减少，可能与实验箱内环境有关；3. 本实验为后续研究大鼠行为提供了实验依据，有助于深入了解大鼠的自发活动行为特征。
绵羊、狗和 SD 大鼠的麻醉方法(完整版)
绵羊、狗和SD 大鼠的麻醉方法（完整版）首先一点就说鄙人完全反对腹腔内给予麻醉药物，因为经验证明那样做效果非常差，有的时候给药剂量非常大而且等待一两个小时了动物还很精神。
1、绵羊比较温顺，一般体重在30 公斤左右，我们是拿绳子绑在它脖子上牵回实验室，然后普通安定10 毫克，东莨菪碱0.3 毫克肌注。
羊对这些药物的反应性很好，一般10 多分钟后就比较安静，在实验室走动一会就趴下休息了。
我们正好可以利用这个时间准备试验所需的物品。
然后将羊绑在试验台上，进行颈部和下肢内侧剃毛，充分局麻下进行动静脉切开置管。
一般是在股动脉进行置管测压，在颈静脉（注意羊无颈内外静脉之分）置入漂导鞘。
然后静脉给予硫喷妥钠10-20mg/kg（书上推荐剂量是20mg/kg），注意千万不要给予肌松剂，因为插管一般不太容易，如果肌松以后恐怕诸位想对口呼吸都不行，因为羊的嘴比你的嘴巴大，而且羊嘴是突出的而不是象人类的基本在一个平面。
鄙人所在的实验室就有人用过肌松剂，最后搞成植物羊了。
待羊充分镇静入睡后即可（此时动脉压一般都稍有下降）。
用临床的最大号喉镜片插管，因为羊的嘴裂小而口腔很长。
可以用ID8.5 的导管。
插管成功后可以接呼吸机进行机械通气，麻醉维持可以使用你能够得到的一切麻醉药物，比如硫喷妥钠，安定，咪唑安定，芬太尼，等等，总的来看动物的麻醉诱导和维持的剂量比人类要大很多。
我们的实验中常规进行5 腔漂浮导管的置入。
还有两点体会，一是羊的腺体分泌很旺盛，即使使用很大剂量的抗胆碱药物仍然不能抑制。
二是羊对多巴胺的反应是增快心率为主，升压作用不明显。
打字累了，如果诸位同仁有兴趣就请跟贴鼓励，鄙人下次将其它动物麻醉方法接叙。
我们实验使用的一般就是最常见的杂种狗，也就是动物中心从市面收购来的，据说其中很多是捕狗能手从广大农村打来的野狗。
其带菌和免疫情况我们一无所知，恐怕诸位的情况也不会好到哪里去，所以请千万不要被咬到，否则就赶快打狂犬病疫苗吧。
实验大鼠相关操作技术
一、保定技术保定的定义，是指使用手或以器械对动物个体之活动作部分或完全之限制，以便进行检查、采样、投药、治疗或进行实验操作等之手段而言。
保定无疑是进行所有动物实验前的基本步骤，但在进行实验的过程中也需避免使动物产生不必要的伤害，以下为进行实验动物保定时之重要须知：(一) 不可将保定装置视为正常之饲养方式。
(二) 不可仅仅为处理或控制上图方便，而恣意使用保定装置。
(三) 在可完成实验目的为前提下，需尽量缩短保定之时间。
(四) 在进行保定之前，应训练动物去适应保定设备与进行保定的人员，保定人员也应预先熟练保定相关之技术。
(五) 保定期间若动物有受伤或不适之情形时，则应将动物暂时性或永久性移离保定装置，并进行必要之治疗。
二、大鼠的保定体型较小、未达120 g的大鼠，可以采用类似保定小鼠的方式。
体型较大的大鼠，则应双手保定，由一人执行保定，一人双手采样或投药。
也可以采用保定架保定。
抓取大鼠时穿戴橡胶手套，可以避免因直接接触大鼠所引起的过敏。
尽量避免从大鼠的前方来接触他们，可避免受大鼠咬伤。
1.抓取大鼠时可以握住大鼠尾根部，以此对大鼠进行简单的搬运或移动。
不可抓取大鼠尾巴末端，抓取末端可能会造成大鼠尾巴的脱落。
如将大鼠尾巴提起后大鼠剧烈摇晃反抗，不可突然将抓着尾巴的手放开，大鼠可能会因此而摔伤。
2.由大鼠后方慢慢接近，单手轻握住其胸部，再将其提起，另一手可再抓住其尾根部、两只后脚或下腹部。
抓起后如大鼠剧烈挣扎，可轻微摇晃，大鼠的挣扎会稍微和缓。
抓取时避免将手指至于大鼠嘴巴可及之处，可避免被大鼠咬伤。
3.大鼠保定架三、大鼠的采血采血对非专职实验动物从业人员而言，是一门难度颇高的技术。
采血的技术只能靠熟能生巧与细心的摸索正确的手感来精进。
采血会造成实验动物较严重的紧迫，因此建议给予适当的麻醉或镇静，可以有助于采血过程的顺畅。
成年大鼠的总血量是20至40 ml，单次采血的建议量为2至3 ml，放血可得之总血量是8至12 ml。
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SD大鼠饲养管理操作规程2007年11月目录一、SD大鼠概述 (2)二、SD大鼠日常饲养管理 (5)1、进入屏障及准备工作 (5)2、饲养环境 (6)3、饲喂 (6)4、给水 (7)5、换窝 (7)6、离乳 (8)7、留种交配 (9)8、动物发放 (10)9、引种 (11)10、处死 (13)11、SD大鼠常见疾病 (13)12、清洁与消毒 (16)13、退出屏障 (17)14、常见突发事件的应急处理 (17)一、SD大鼠概述大鼠(Rat)，啮齿目、鼠科、大鼠属，属野生褐色大鼠(Rattus norvegicus) 的变种。
原产于亚洲中部及原苏联部分的温暖地区。
十八世纪后期开始人工饲养，十九世纪中叶首次用于心理学的研究，二十世纪以后，大鼠应用于生命科学研究的各个领域，尤其在肿瘤学、药理学、内分泌学、营养学方面应用最为广泛。
1925年美国Sprague dawley农场用Wistar培育而成。
其特点为头部狭长，尾长接近身长，产仔多，生长发育较Wistar快，抗病能力尤以对呼吸系统疾病的抵抗力强；自发肿瘤率低，对性激素感受性高； 10 周龄雄鼠体重可达300-400g，雌鼠可达180-270g。
SD大鼠常用作营养学、内分泌学和毒理学研究。
行为和习性（1）SD大鼠性情温顺，易于捉取，一般不会主动咬人，但当粗暴操作或营养缺乏时可攻击人或互相撕咬，哺乳母鼠更易产生攻击人的倾向，配种后的成年雄鼠同笼饲养互相撕咬，严重的甚至咬死。
（2）SD大鼠是杂食动物，有随时采饮的习惯。
喜食煮熟的动物肉(如兔肉)，甚至是同类的肉。
对营养缺乏敏感，特别是维生素和氨基酸缺乏时可出现典型症状。
如核黄素缺乏时出现皮炎、脱毛、体质虚弱和生长缓慢，还可引起角膜血管化、白内障、贫血和髓质退化；维生素E缺乏可导致雌大鼠生育能力降低，严重缺乏时雄鼠可终生丧失生殖能力。
（3）SD大鼠的活动多集中在黄昏到清晨这一段时间，白天常在笼内闭目休息，交配多在夜间发生。
（4）SD大鼠对空气中的粉尘、氨气、硫化氢等极为敏感，易引发呼吸道疾病，一般开放饲养的大鼠主要死因为呼吸道疾病。
（5）SD大鼠对各种刺激很敏感，环境条件的微小变化也可引起大鼠的反应，强烈的噪音可导致大鼠恐慌、互相撕咬，带仔母鼠可出现吃仔现象。
（6）SD大鼠具有群居优势，同笼多个饲养比单个饲养的大鼠体重增长快、性情温顺、易于捉取，单个饲养的则胆小易惊、不易捕捉。
解剖学特点（1）大鼠较小鼠个体较大。
一般成年大鼠体长不小于18-20cm。
尾上覆有短毛和环状角质鳞片，数量多于200片。
上下颌各有两个切齿和六个臼齿，共16颗牙齿。
齿式为（1003/1003）×2。
（2）大鼠骨骼约105-108块，大鼠的生长发育期长,长骨长期有骨骺存在，不骨化。
切齿终生不断生长，大鼠需不断啃咬磨牙以维持其长度恒定，故垫料中应有部分小木块供其啃咬。
（3）大鼠唾液腺包括腮腺、颌下腺和舌下腺。
分别位于下颌骨后缘至锁骨的腹外侧、下颌骨后缘和胸腔入口的腹侧、颌下腺口侧。
颈区肩胛部间沉积的脂肪组织呈腺体状，称为冬眠腺，在产热中起着重要作用。
（4）大鼠胃由前后两部分组成，前胃为无腺区，后胃为有腺区，前后两部分由一个界限嵴分开，食管通过界限嵴的一个褶进入胃小弯，此褶是大鼠不能呕吐的原因。
（5）大鼠肠道分为十二指肠、空肠、回肠、盲肠、结肠、直肠。
其中小肠最长，约114cm（102-126），盲肠较长，约6-8cm。
（6）大鼠肝脏呈紫红色，占体重的比例大，约为体重的1/25，由四叶组成（右侧叶、中叶、左叶和尾叶）。
肝脏的再生能力强,经部分肝切除术后仍可再生。
成年大鼠切除肝2/3，在一周内肝脏生长最快，三周内肝脏重量可恢复到接近正常。
大鼠无胆囊，各肝叶的胆管会合成胆总管，开口于十二指肠。
胰脏位于胃和十二指肠的弯曲处，呈淡粉色，形状不规则，似脂肪。
（7）大鼠心脏重量约占体重的1/30-1/20，由左心房、左心室、右心房、右心室组成。
左心室发出主动脉弓，由此分出无名动脉、左颈总动脉、左锁骨下动脉。
无名动脉又分出右颈总动脉和右锁骨下动脉。
主动脉弓到心脏背侧沿脊柱下行，形成背主动脉，背主动脉再分支到髂部和四肢。
（8）大鼠肺脏为海绵状，淡粉色,位于胸腔中部,分为左、右两部分。
左肺为一个大叶，右肺分为4叶（前叶、中叶、副叶、后叶）。
（9）肾脏呈暗红色、蚕豆状，位于腹腔背侧脊柱两侧。
每侧肾都和一条白色细长的输尿管相连，输尿管下接膀胱。
（10）大鼠的神经系统与人类相似，亦包括中枢神经系统和周围神经系统两部分。
中枢神经包括脑和脊髓，周围神经包括脑神经、脊神经、植物神经。
脑分为大脑、间脑、中脑、小脑和延脑，大鼠的大脑很发达，中脑较小。
由脑发出的神经叫脑神经，共12对。
脊神经和植物神经和其它动物相似。
二、SD大鼠日常饲养管理1、进入屏障及准备工作进入屏障的消毒（1）进入外更衣室，关闭外侧门。
（2）脱下的衣服、眼镜、手表、戒指等放在更衣箱内，进入淋浴室。
（3）38—40℃温水淋浴，用药皂、香波、护发素洗净手足、身体及头发，然后用水漱，最后洗净全身。
（4）进入内更衣室后，先用外科洗手液将双手反复搓洗消毒30s 后才能接触内更衣室的无菌物品。
（4）先用灭菌后的毛巾擦干身体、头发后，再依次穿上隔离服(动物饲育区域专用)，戴上手套，戴眼镜的一般在饲育区内有专用眼镜，最后整理好衣服。
（6）打开内更衣室门，迅速进入风淋间进行风淋。
（7）进入SPF区域。
准备工作（1）计划好当天的工作内容，在洁库配好消毒液，取足当天工作所需的物品，一次移入动物房，遵循人员物品单向流动的原则。
（2）进入动物房确认饲育室有无异常。
包括室内温度、湿度、水瓶有无漏水、有无动物逃逸、室内有无其他异常等。
（3）检查每盒动物的饮水及摄食状况，若饮水及摄食正常则继续一天的工作。
（4）若饮水及摄食不正常的动物笼，先检查是否饮水瓶阻塞，再观察动物是否有疾病征兆。
若有，立即上报。
（5）发现动物死亡，要调查死亡原因，判断事故死亡还是异常死亡，并报告，不能确定原因的要将整盒动物送出屏障待查。
2、饲养环境屏障环境饲养的SD大鼠经过人们无数代的定向选择，生活习性有了一定的改变，对环境的适应性差，不耐冷热，要求生活在清洁无尘、空气新鲜的环境下。
SD大鼠喜阴暗、安静的环境，对环境温度、湿度很敏感，经不起温度的骤变和过高的温度。
夏季温度过高常影响种母鼠的受胎率和仔鼠生长发育。
冬季室温过低，不仅会影响种鼠的生长繁殖，且易发生多种疾病。
饲养环境控制应达到如下要求：温度在18～26℃，相对湿度40～70％，一般大鼠饲养盒内温度比环境高1～2℃，湿度高5～10％。
噪音85分贝以下，氨浓度20PPm以下．通风换气8～12次/小时。
SD大鼠怕强光，在比较强烈光照下，哺乳母鼠易发生神经紊乱，可能发生吃仔鼠的现象。
受到噪音的刺激，也会吃仔鼠。
3、饲喂SD大鼠为随时采食、多餐习性的动物。
大鼠采食量一般为5g （100g体重24小时）。
在鼠盒的料斗内应经常有足够量的新鲜干燥饲料，对于群养盒，每周应固定两天添加饲料，其它时间可根据情况随时注意添加。
★注意事项(1)操作：①灭菌饲料使用料铲给食，不能直接用手拿取。
②饲料用料斗给食，落在地上的不能使用。
(2)给食量：饲料不宜给得过多，过多易受微生物污染，最好2次给食之间不出现剩余。
根据SD大鼠不同阶段的生长发育特点，应有不同的给饲标准。
由于种鼠群和生产鼠群交配繁殖频繁，尤其生产种母鼠的负担重，能量消耗大，因此除供给足够的块料外，还要定时饲喂少量葵花籽。
4、给水大鼠饮用水为PH2.5～2.8的酸化水，用饮水瓶给水，每周换水2～3次，大鼠饮水量一般为8～11ml（100g体重24小时），要保证饮水的连续不断，拧紧瓶塞，防止瓶塞漏水造成动物患病、溺死。
一般日常饲养应先加水瓶再加饲料以便加饲料时检查有无水瓶漏水，完成当日工作离开饲养室前应再次检查水瓶和饲料。
还应常检查大鼠在吸水过程中，口内食物颗粒和唾液可倒流入水瓶。
为避免微生物污染水瓶，水瓶灭菌后仅限一次性使用。
严禁未经消毒的水瓶继续使用。
实验动物饮用水处理器应当定期清洗维护。
定期对滤芯和管路进行清洗或更换。
5、换窝换窝每周进行1—2次，换窝前要用事先配好消毒液，擦拭操作台，浸泡器械。
将清洁鼠盒成摞置于地面，取下待换鼠盒放置在操作台上，打开鼠盒盖放在清洁鼠盒上，用手提起大鼠尾部放入清洁鼠盒，盖上鼠盒盖，用蘸有消毒液的抹布擦拭摆放鼠盒的饲养架，将鼠盒放回原处，一个饲养盒内动物的更换后，应把手浸在消毒液中消毒后再继续换窝。
★注意事项（1）大鼠牙齿尖锐，换窝时要防止被咬伤。
（2）手提大鼠尾部时不要抓尾巴末端，以防大鼠挣扎造成尾部皮肤脱落。
（3）换窝时如遇母鼠正在哺乳应先将母鼠取出，再动仔鼠，以防被母鼠咬伤。
（4）换窝时如遇母鼠正在产仔应推迟换窝，以免惊扰母鼠造成吃仔。
换窝过程中应注意大鼠的繁殖情况如有新生仔鼠应及时记录生仔日期及只数，此外，还应注意大鼠的外形及精神状态，发现有肿瘤、脱毛、烂尾、腹泻、毛色较差、极度消瘦和精神状态明显不佳的大鼠应整盒处死淘汰。
6、离乳离乳一般在换窝时同时进行，仔鼠哺乳期一般18～21天，种用仔鼠，哺乳可延长到23天，但不超过25天。
过长的哺乳时间会影响母鼠的健康和发情。
也可观察仔鼠的生长发育情况进行离乳，一般仔鼠双眼睁开、反应敏捷、具有独立采食能力即达到离乳指征，可进行离乳。
将离乳仔鼠按性别区分放在群养盒中饲养、待发。
幼鼠性别鉴别主要从外生殖器与肛门的距离判定，近者为雌，远者为雄。
另外，雌鼠肛门和生殖器之间有一无毛小沟，而雄鼠则在肛门和生殖器之间长毛。
再者，仔鼠雌鼠有较不明显的乳头。
群养大鼠按离乳日期挂牌，并记录品系、性别、离乳时间以便日后发放。
饲养密度以刚离乳10只每盒，150g—300g 6只每盒，300g 4只每盒。
7、留种交配SD大鼠的繁殖，多采用随机交配，选择下代种鼠时，不需要考虑亲代的血缘关系。
选择标准主要根据亲代的繁殖、带乳能力，仔代的生长发育和健康状况。
选种条件是亲代应具有较高生殖能力，每胎产仔能力8只以上且离乳存活率在95％以上，并具有良好的泌乳能力和对周围环境有较高的适应能力。
要求生长发育快，体型大，一般应从第2～3胎生下的仔鼠中选留幼种。
SD大鼠体重达200克以上，即可选做种鼠。
被选的种鼠应体质强壮，运动活泼，对外界刺激反应敏锐，眼睛鲜红有神，被毛光泽，浓密贴身，尾粗而较长，血管明显，呈粉红色，头部宽广，颈部长度适中，背宽而平直，躯干前后匀称，腹部系紧，胸圆满，四肢短而有力，生殖器正常等条件。
对选留的幼种，填好卡片，分清性别饲养。
在育种过程中，应对发育不正常者及时淘汰。
选配时应挑选肥度适中的种鼠进行交配。
过瘦说明发育不良，过肥的雌鼠，常因卵巢周围沉积脂肪过多，滤泡的发育少，影响卵巢激素的产生和分泌，阻碍卵细胞的成熟和排出，繁殖率低。