(免费共享)SDS-PEGA聚丙烯酰胺凝胶电泳常见问题及分析
SDS-PAGE电泳常见问题
SDS-PAGE电泳常见问题SDS-PAGE电泳问题总结蛋白质条带为什么走到下面逐渐变宽发散？回答:多数情况是因为小分子在胶里的运动不规律，这种情况常发生在高浓度胶或凝固不一致的胶里，你可以加大阴极的缓冲液浓度，可能会有点改善胶凝的快慢不在于TEMED多少，在于APS的量，APS提供自由基，TEMED帮助自由基作用，是催化剂，对凝固速度影响不是太大，可以试试加大APS的量丙烯酰胺在凝胶中的百分比分离胶的分辨范围15 ％ 15～45 kDa12.5％ 15～60 kDa10 ％ 18～75 kDa7.5％ 30～120kDa5 ％ 60～212kDa来源于《蛋白质技术手册》汪家政每种浓度的变性胶的分离范围不是指能跑出哪个范围分子量的蛋白质，而是指在这个区间内，蛋白质迁移率基本和分子量成正比，也就是线性关系，为了数据的可靠性，大家尽量根据这个来选择自己配胶的浓度。
下层也就是阳极缓冲液的作用当然是导电，用普通TRIS缓冲液做阳极缓冲液，一样跑得好，阴极就不一样了，需要提供离子强度和SDS环境，而在电泳过程中，阴极缓冲液的一些离子损失，而且与样品接触，不适合再次使用至于有些时候跑太大浓度的胶，因为药品，BUFFER配制过程的一些问题，导致会出现蛋白带无法电泳到分离胶的最下方，胶跑得难看情况比较多，一般来说，15%的胶已经能够跑出大约15KDa左右的蛋白，对于普通SDS-PAGE已经几乎到了极限，还跑不出来的MARK带，就不必去追究商品的问题了SDS-PAGE胶的凝结速度受温度影响很大，随着温度的升高，凝结速度越来越快，温度降低则反之。
所以，夏天时胶凝结的比较快，而冬天脚的凝结速度则变慢，甚至不能凝结，解决此类问题较可行的方法是：冬天在原配方的基础上加倍过硫酸铵和TEMED的使用量，可很好的解决胶凝结速度过慢的问题。
做SDS-PAGE的时候，除了蛋白量上样一致，最好体积也一致，这样跑出来的胶各个泳道之间的band能做到一样宽，方便后面的比较，特别是WB。
双向聚丙烯酰胺凝胶电泳中的问题及其解决方法
双向聚丙烯酰胺凝胶电泳是一种在两个方向上进行电泳分离的技术，通常用于核酸和蛋白质的分析。
在进行这种电泳过程中，可能会遇到一些问题。
以下是一些常见问题及其可能的解决方法：
1.电泳带模糊或不清晰：
-可能原因：
-样品质量不纯。
-缓冲液配制有问题。
-电场均匀性差。
-解决方法：
-使用纯净的、高质量的核酸或蛋白质样品。
-重新配置新鲜的缓冲液。
-检查电场均匀性，确保电场平均分布。
2.电泳速度过快或过慢：
-可能原因：
-电流设置不当。
-缓冲液浓度不正确。
-解决方法：
-调整电流，确保在设备规定的范围内。
-检查并重新配置适当浓度的缓冲液。
3.电泳带变形或扭曲：
-可能原因：
-样品加载不均匀。
-凝胶浓度选择不当。
-解决方法：
-确保样品加载均匀，使用适当的体积和加载方法。
-重新制备适当浓度的凝胶。
4.电泳凝胶干燥或开裂：
-可能原因：
-凝胶聚合物浓度太高。
-电泳室湿度不足。
-解决方法：
-降低凝胶聚合物的浓度。
-提高电泳室的湿度，可以考虑使用湿度控制设备。
5.样品负载量过多或过少：
-可能原因：
-样品量测量错误。
-样品浓度过低。
-解决方法：
-确保准确测量样品量。
-调整样品的浓度，确保在电泳中可以产生明显的带。
在实验过程中，及时记录实验条件和参数，有助于更容易地识别和解决问题。
如果问题持续存在，建议向实验室同事、导师或相关领域的专家寻求帮助。
SDS-PAGE电泳常见问题解答
SDS-PAGE电泳常见问题解答1. 配胶缓冲液系统对电泳的影响？在SDS－PAGE不连续电泳中，制胶缓冲液使用的是Tris－HCL缓冲系统，浓缩胶是pH6.7，分离胶pH8.9；而电泳缓冲液使用的Tris－甘氨酸缓冲系统。
在浓缩胶中，其pH环境呈弱酸性，因此甘氨酸解离很少，其在电场的作用下，泳动效率低；而CL离子却很高，两者之间形成导电性较低的区带，蛋白分子就介于二者之间泳动。
由于导电性与电场强度成反比，这一区带便形成了较高的电压剃度，压着蛋白质分子聚集到一起，浓缩为一狭窄的区带。
当样品进入分离胶后，由于胶中pH的增加，呈碱性，甘氨酸大量解离，泳动速率增加，直接紧随氯离子之后，同时由于分离胶孔径的缩小，在电场的作用下，蛋白分子根据其固有的带电性和分子大小进行分离。
所以，pH对整个反应体系的影响是至关重要的，实验中在排除其他因素之后仍不能很好解决问题的情况，应首要考虑该因素。
2. 样品如何处理？根据样品分离目的不同，主要有三种处理方法：还原SDS处理、非还原SDS处理、带有烷基化作用的还原SDS处理。
1）还原SDS处理：在上样buffer中加入SDS和DTT（或Beta 巯基乙醇）后，蛋白质构象被解离，电荷被中和，形成SDS与蛋白相结合的分子，在电泳中，只根据分子量来分离。
一般电泳均按这种方式处理，样品稀释适当浓度，加入上样Buffer，离心，沸水煮5min，再离心加样。
2）带有烷基化作用的还原SDS处理：碘乙酸胺的烷基化作用可以很好的并经久牢固的保护SH基团，得到较窄的谱带；另碘乙酸胺可捕集过量的DTT，而防止银染时的纹理现象。
100ul样品缓冲液中10ul 20％的碘乙酸胺，并在室温保温30min。
3）非还原SDS处理：生理体液、血清、尿素等样品，一般只用1％SDS沸水中煮3min，未加还原剂，因而蛋白折叠未被破坏，不可作为测定分子量来使用。
3. SDS-PAGE电泳凝胶中各主要成分的作用？聚丙烯酰胺的作用：丙烯酰胺与为蛋白质电泳提供载体，其凝固的好坏直接关系到电泳成功与否，与促凝剂及环境密切相关；制胶缓冲液：浓缩胶选择pH6.7，分离胶选择pH8.9，选择tris －HCL系统，TEMED与AP：AP提供自由基，TEMED是催化剂，催化自由基引起的聚合反应进行；十二烷基硫酸钠（SDS）：阳离子去污剂，作用有四：去蛋白质电荷、解离蛋白质之间的氢键、取消蛋白分子内的疏水作用、去多肽折叠。
实验室 SDS-PAGE 电泳中常犯的错误
3． SDS 样品中产生聚集物 单向 SDS 聚丙烯酰胺凝胶电泳的样品通常须在 1-2 % SDS 和 1 %（w/v）DTT（≈65 mM）或 2 %（v/v）β-巯基 乙醇（≈350 mM）存在时煮沸几分钟，以实现多肽链的彻底变性和解折叠。 错误 样品常常在冷却后直接上样到 SDS 凝胶中。通常还原剂被部分氧化，其中一部分半胱氨酸不受保护，导致重折叠和 多肽间聚集物的形成。重折叠形成模糊的区带，有时是两条带。一些聚集物在高分子量区域形成了人为的区带；其 他聚集物则过大，无法迚入凝胶，在点样孔形成了沉淀聚集。还原剂的过量可能在整个凝胶上 40-60 kDa 的分子量 范围内形成两条或三条水平线。 正确的操作 煮沸后让样品冷却至 60°C 左右，然后加入碘乙酰胺。通常我们在 100 μl 样品中加入 10 μl 20%（w/v）的碘乙 酰胺水溶液，并在室温下孵育 30 分钟。 通过这一步，我们可以获得更为锐利的条带，并排除了一些假象，如两条带、其他的高分子量条带、点样孔中的沉 淀，以及凝胶上的线。 4． SDS 电泳中运行缓冲液的滴定 到目前为止，大部分单向和双向 SDS 聚丙烯酰胺凝胶电泳的应用是在基于 Lämmli 的不连续缓冲液系统中开展的[1]。 其他基于磷酸盐、咪唑或其他缓冲液的均一系统表现出的分辨率和重复性不高。在不连续的“Lämmli”系统中，积 层胶和分离胶缓冲液是由指定 pH 值的 Tris 和氯离子缓冲液组成的 – 其中含有或不含 SDS，运行缓冲液中则包含 SDS、Tris 和甘氨酸。氯离子作为前导离子和甘氨酸作为尾随离子之间的不连续性控制蛋白缓慢迚入聚丙烯酰胺凝 胶，并实现积层效应，产生非常锐利和清晰可辨的区带。 错误 不幸的是，有一些操作步骤建议将 Tris-甘氨酸缓冲液的 pH 调整至 pH 8.3-8.4。这导致上层缓冲液槽中的氯离子载 量过高，产生下列影响：分离将比预期时间要长得多，且一些区带不好分辨。因氯离子相对其他所有离子有着非常 高的电泳迁移率，所以只有氯离子向阳极方向迁移，直到上层缓冲液槽中没有任何的氯离子剩余。到那时蛋白离子 才会开始迁移。在大型的电泳槽中，这需要几个小时至过夜。此外，积层效果也不如理想的不连续缓冲液那样好。 正确的操作 只使用 Tris 碱、甘氨酸和 SDS 作为运行缓冲液。请勿滴定缓冲液，即使它的 pH 高于 9。使用高质量的试剂。
SDS-PAGE电泳过程中常见问题以及解决方法
SDS－PAGE电泳过程中常见问题以及解决方法几乎所有蛋白质电泳分析都在聚丙烯酰胺凝胶上进行，而所有条件总要确保蛋白质解离成单个多肽亚基并进可能减少其相互间的聚集，最常用的就是SDS－PAGE电泳技术，关于大家在此过程中经常遇到的问题进行一些讨论：Q：SDS－PAGE电泳的基本原理？A：SDS-聚丙烯酰胺凝胶电泳，是在聚丙烯酰胺凝胶系统中引进SDS（十二烷基硫酸钠），SDS 会与变性的多肽，并使蛋白带负电荷，由于多肽结合SDS的量几乎总是与多肽的分子量成正比而与其序列无关，因此SDS多肽复合物在丙稀酰胺凝胶电泳中的迁移率只与多肽的大小有关，在达到饱和的状态下，每克多肽可与1.4g去污剂结合。
当分子量在15KD到200KD之间时，蛋白质的迁移率和分子量的对数呈线性关系，符合下式：logMW=K-bX，式中：MW为分子量，X为迁移率，k、b均为常数，若将已知分子量的标准蛋白质的迁移率对分子量对数作图，可获得一条标准曲线，未知蛋白质在相同条件下进行电泳，根据它的电泳迁移率即可在标准曲线上求得分子量。
Q：配胶缓冲液系统对电泳的影响？A：在SDS－PAGE不连续电泳中，制胶缓冲液使用的是Tris－HCL缓冲系统，浓缩胶是pH6.7，分离胶pH8.9；而电泳缓冲液使用的Tris－甘氨酸缓冲系统。
在浓缩胶中，其pH环境呈弱酸性，因此甘氨酸解离很少，其在电场的作用下，泳动效率低；而CL离子却很高，两者之间形成导电性较低的区带，蛋白分子就介于二者之间泳动。
由于导电性与电场强度成反比，这一区带便形成了较高的电压剃度，压着蛋白质分子聚集到一起，浓缩为一狭窄的区带。
当样品进入分离胶后，由于胶中pH的增加，呈碱性，甘氨酸大量解离，泳动速率增加，直接紧随氯离子之后，同时由于分离胶孔径的缩小，在电场的作用下，蛋白分子根据其固有的带电性和分子大小进行分离。
所以，pH对整个反应体系的影响是至关重要的，实验中在排除其他因素之后仍不能很好解决问题的情况，应首要考虑该因素。
SDS-PAGE常见问题与解决方法
SDS-PAGE常见问题与解决方法一.凝胶问题1. 胶的凝结不好，例如有花纹特别是浓度高的胶在冬天温度较低的情况下，在分离胶的下部有波浪样的花纹，凝胶不均匀。
解决方法：加大TEMED 和过硫酸胺的量，使其凝结速度加快。
同时洗干净玻璃板，防止有残留的胶干结在玻璃板上。
2. 胶不凝，解决方法：温度较低时加大TEMED 和过硫酸胺的量，过硫酸胺必须新鲜配制。
如若还是不行重新配制一下缓冲溶液。
3. 胶易碎，例如浓度较高的胶在染色和脱色过程以及扫描过程中破裂。
解决方法：首先在上述过程中一定要动作轻缓，其次在室温较高的情况下可以适当减少 TEMED 和过硫酸胺的量。
4. 电泳完后胶上有很多长条纹的杂带，解决方法：建议电泳缓冲液不要回收利用。
配制胶的溶液一定要纯。
二. 凝胶时间不对通常胶在 30分钟到1 小时内凝。
如果凝的太慢，可能是 TEMED，AP 剂量不够。
如果凝的太快，可能是AP和TEMED 用量过多，此时胶太硬易裂，电泳时易烧胶。
三. 浓缩胶与分离胶断裂、板间有气泡对电泳的影响前者主要原因是拔梳子用力不均匀或过猛所致；后者是由于在解除制胶的夹子后，板未压紧而致空气进入引起的，一般对电泳结果不会有太大的影响。
四. 样品的处理根据样品分离目的不同，主要有三种处理方法：还原SDS 处理、非还原 SDS 处理、带有烷基化作用的还原 SDS处理。
1. 还原SDS 处理：在上样buffer中加入 SDS 和 DTT（或Beta 巯基乙醇）后，形成SDS 与蛋白相结合的分子。
2. 带有烷基化作用的还原 SDS 处理：碘乙酸胺的烷基化作用可以很好的保护SH 基团，得到较窄的谱带；另碘乙酸胺可捕集过量的DTT，而防止纹理现象的产生。
100uL样品缓冲液中加入 10uL20%的碘乙酸胺，并在25℃下保藏 30min。
3. 非还原 SDS 处理：生理体液、血清、尿素等样品，一般只用 1%SDS 沸水中煮 3min，未加还原剂，因而蛋白折叠未被破坏，不可作为测定分子量来使用。
(完整版)SDS-聚丙烯酰胺凝胶电泳实验报告
分子生物学实验报告实验名称：SDS-聚丙烯酰胺凝胶电泳班级：生工xxx姓名：xxx同组人：xxx学号：xxxx日期：xxxxSDS-聚丙烯酰胺凝胶电泳1 引言SDS-聚丙烯酰胺凝胶电泳（SDS-PAGE）是目前分离蛋白质亚基并测定其分子量的常用方法，为检测电泳后凝胶中的蛋白质，一般使用考马斯亮蓝（CBB）染色[1]。
本次实验的目的在于学习聚丙烯酰胺凝胶电泳的原理，并掌握聚丙烯酰胺凝胶垂直板电泳分离蛋白质的操作技术。
2 材料和方法2.1实验原理2.1.1 聚丙烯酰胺凝胶的性能及制备原理2.1.1.1 性能聚丙烯酰胺凝胶的机械性能好，有弹性，透明，相对地化学稳定，对pH和温度变化比较稳定，在很多溶剂中不溶，是非离子型的，没有吸附和电渗作用。
通过改变浓度和交联度，可以控制孔径在广泛的范围内变动，并且制备凝胶的重复性好。
由于纯度高和不溶性，因此还适于少量样品的制备，不致污染样品。
2.1.1.2 制备原理聚丙烯酰胺凝胶是用丙烯酰胺（Acr）和交联剂甲叉双丙烯酰胺（Bis）在催化剂的作用下聚合而成。
聚丙烯酰胺凝胶聚合的催化系统有化学聚合和光聚合两种。
本实验是用化学聚合。
化学聚合的催化剂通常多采用过硫酸铵（AP）或过硫酸钾，此外还需要一种脂肪族叔胺作加速剂，最有效的加速剂是N,N,N’,N’-四甲基乙二胺（TEMED）。
在叔胺的催化下，由过硫酸铵形成氧的自由基，后者又使单体形成自由基，从而引发聚合反应。
叔胺要处于自由碱基状态下才有效，所以在低pH时，常会延长聚合时间；分子氧阻止链的延长，妨碍聚合作用；一些金属也能抑制聚合；冷却可以使聚合速度变慢。
通常控制这些因素使聚合在1小时内完成，以便使凝胶的性质稳定。
聚丙烯酰胺凝胶电泳和SDS－聚丙烯酰胺凝胶电泳有两种系统，即只有分离胶的连续系统和有浓缩胶与分离胶的不连续系统，不连续系统中最典型、国内外均广泛使用的是著名的Ornstein-Davis高pH碱性不连续系统，其浓缩胶丙烯酰胺浓度为4％，pH = 6.8，分离胶的丙烯酰胺浓度为12.5％，pH = 8.8。
SDS聚丙烯酰胺凝胶电泳实验报告
SDS-聚丙烯酰胺凝胶电泳实验报告SDS-聚丙烯酰胺凝胶电泳实验报告实验目的：本实验旨在通过SDS-聚丙烯酰胺凝胶电泳技术，研究不同样品中蛋白质的分子量和相对含量，并通过电泳图谱的分析，探究蛋白质的结构和功能。
实验原理：SDS-聚丙烯酰胺凝胶电泳是一种常用的蛋白质分析和分离方法。
在该方法中，SDS（十二烷基硫酸钠）与蛋白质结合，使其带有负电荷，并且使蛋白质的形状变为线性。
通过加热样品，使蛋白质变性，并且加入还原剂β-巯基乙醇，使蛋白质的二硫键断裂。
在电泳过程中，样品在电场作用下，按照分子量大小在凝胶中移动。
通过比较样品和分子量标尺的迁移距离，可以确定样品中蛋白质的分子量。
实验步骤：1. 准备样品：将待测样品进行加热变性处理，并加入β-巯基乙醇进行还原处理。
2. 制备凝胶：根据实验需要选择合适的凝胶浓度，将凝胶溶液制备并倒入凝胶板中，插入电泳槽中。
3. 加载样品：将待测样品加入样品孔中，同时加入相应的分子量标尺。
4. 电泳：根据实验要求设置电泳条件，如电压、电流和电泳时间等。
5. 显色：电泳结束后，将凝胶取出，进行染色或银染处理。
6. 分析：通过观察和测量凝胶上的蛋白质迁移距离，结合分子量标尺，计算样品中蛋白质的相对分子量。
实验结果：根据实验操作，得到了一张完整的SDS-聚丙烯酰胺凝胶电泳图谱。
通过观察电泳图谱，可以看到不同样品中的蛋白质在凝胶中有不同的迁移距离。
通过与分子量标尺的对照，可以估算出样品中蛋白质的相对分子量。
同时，还可以观察到样品中蛋白质的相对含量。
实验讨论：根据电泳图谱的结果，可以对样品中的蛋白质进行分析和比较。
通过比较不同样品中蛋白质的迁移距离和相对分子量，可以得出样品中蛋白质的分子量分布情况。
同时，还可以观察到不同样品中蛋白质的相对含量。
通过对比分析，可以进一步研究蛋白质的结构和功能。
实验结论：通过SDS-聚丙烯酰胺凝胶电泳技术，我们可以对不同样品中蛋白质的分子量和相对含量进行研究。
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常见问题及分析
1. 配胶缓冲液系统对电泳的影响？
在SDS－PAGE不连续电泳中，制胶缓冲液使用的是Tris－HCL缓冲系统，浓缩胶是pH6.7，分离胶pH8.9；而电泳缓冲液使用的Tris－甘氨酸缓冲系统。
在浓缩胶中，其pH 环境呈弱酸性，因此甘氨酸解离很少，其在电场的作用下，泳动效率低；而CL离子却很高，两者之间形成导电性较低的区带，蛋白分子就介于二者之间泳动。
由于导电性与电场强度成反比，这一区带便形成了较高的电压梯度，压着蛋白质分子聚集到一起，浓缩为一狭窄的区带。
当样品进入分离胶后，由于胶中pH的增加，呈碱性，甘氨酸大量解离，泳动速率增加，直接紧随氯离子之后，同时由于分离胶孔径的缩小，在电场的作用下，蛋白分子根据其固有的带电性和分子大小进行分离。
所以，pH对整个反应体系的影响是至关重要的，实验中在排除其他因素之后仍不能很好解决问题的情况，应首要考虑该因素。
2. 样品如何处理？
根据样品分离目的不同，主要有三种处理方法：还原SDS处理、非还原SDS处理、带有烷基化作用的还原SDS处理。
1) 还原SDS处理：在上样buffer中加入SDS和DTT（或Beta巯基乙醇）后，蛋白质构
象被解离，电荷被中和，形成SDS与蛋白相结合的分子，在电泳中，只根据分子量来分离。
一般电泳均按这种方式处理，样品稀释适当浓度，加入上样Buffer，离心，沸水煮5min，再离心加样。
2) 带有烷基化作用的还原SDS处理：碘乙酸胺的烷基化作用可以很好的并经久牢固的保
护SH基团，得到较窄的谱带；另碘乙酸胺可捕集过量的DTT，而防止银染时的纹理现象。
100ul样品缓冲液中10ul 20%的碘乙酸胺，并在室温保温30min。
3) 非还原SDS处理：生理体液、血清、尿素等样品，一般只用1%SDS沸水中煮3min，
未加还原剂，因而蛋白折叠未被破坏，不可作为测定分子量来使用。
3. SDS-PAGE电泳凝胶中各主要成分的作用？
聚丙烯酰胺的作用：丙烯酰胺与为蛋白质电泳提供载体，其凝固的好坏直接关系到电泳成功与否，与促凝剂及环境密切相关；
制胶缓冲液：浓缩胶选择pH6.7，分离胶选择pH8.9，选择tris－HCL系统，TEMED 与AP：AP提供自由基，TEMED是催化剂，催化自由基引起的聚合反应进行；十二烷基磺酸钠（SDS）：阴离子去污剂，作用有四：去蛋白质电荷、解离蛋白质之间的氢键、取消蛋白分子内的疏水作用、去多肽折叠。
4. 提高SDS-PAGE电泳分辨率的途径？
聚丙烯酰胺的充分聚合，可提高凝胶的分辨率。
建议做法：待凝胶在室温凝固后，可在室温下放置一段时间使用。
忌即配即用或4度冰箱放置，前者易导致凝固不充分，后者可导致SDS结晶。
一般凝胶可在室温下保存4天，SDS可水解聚丙烯酰胺。
一般常用的有氨基黑、考马斯亮蓝、银染色三种染料，不同染料又各自不同的染色方法，具体可参照郭尧君编著的《蛋白质电泳技术手册》P82-103。
5.“ 微笑”（两边翘起中间凹下）形带原因？
主要是由于凝胶的中间部分凝固不均匀所致，多出现于较厚的凝胶中。
处理办法：待其充分凝固再作后续实验。
6. “皱眉”（两边向下中间鼓起）形带原因？
主要出现在蛋白质垂直电泳槽中，一般是两板之间的底部间隙气泡未排除干净。
处理办法：可在两板间加入适量缓冲液，以排除气泡。
7. 为什么带出现拖尾现象？
主要是样品融解效果不佳或分离胶浓度过大引起的。
处理办法：加样前离心；选择适当的样品缓冲液，加适量样品促溶剂；电泳缓冲液时间过长，重新配制；降低凝胶浓度。
8. 为什么带出现纹理现象？
主要是样品不溶性颗粒引起的。
处理办法：加样前离心；加适量样品促溶剂。
9. 什么是“鬼带”，如何处理？
“鬼带”就是在跑大分子构象复杂的蛋白质分子时，常会出现在泳道顶端（有时在浓缩胶中）的一些大分子未知条带或加样孔底部有沉淀，主要由于还原剂在加热的过程中被氧化而失去活性，致使原来被解离的蛋白质分子重新折叠结合和亚基重新缔合，聚合成大分子，其分子量要比目标条带大，有时不能进入分离胶。
但它却于目标条带有相同的免疫学活性，在WB反应中可见其能与目标条带对应的抗体作用。
处理办法：在加热煮沸后，再添加适量的DTT或Beta巯基乙醇，以补充不足的还原剂；或可加适量EDTA来阻止还原剂的氧化。
10. 为什么溴酚蓝不能起到指示作用？
我们在实验中常会遇到溴酚蓝已跑出板底，但蛋白质却还未跑下来的现象。
主要与缓冲液和分离胶的浓度有关。
处理办法：更换正确pH值的Buffer；降低分离胶的浓度。
11. 为什么电泳的条带很粗？
电泳中条带很粗是常见的事，主要是未浓缩好的原因。
处理办法：适当增加浓缩胶的长度；保证浓缩胶贮液的pH正确（6.7）；适当降低电压；
12. 为什么电泳电压很高而电流却很低呢？
这种现象一般初学者易出现。
比如电压50v以上，可电流却在5mA以下。
主要是由于电泳槽没有正确装配，电流未形成通路。
包括：a.内外槽装反；b.外槽液过少；c.电泳槽底部的绝缘体未去掉（比如倒胶用的橡胶皮）。
处理办法：电泳槽正确装配即可。
13. 浓缩胶与分离胶断裂、板间有气泡对电泳有影响吗？
这主要出现在初学者中，一般对电泳不会有太大的影响。
前者主要原因是拔梳子用力不均匀或过猛所致；后者是由于在解除制胶的夹子后，板未压紧而致空气进入引起的。
14. 凝胶时间不对，或慢或快，怎么回事？
通常胶在30MIN-1H内凝。
如果凝的太慢，可能是TEMED，APS剂量不够或者失效。
APS应该现配现用，TEMED不稳定，易被氧化成黄色。
如果凝的太快，可能是APS和TEMED用量过多，此时胶太硬易裂，电泳时易烧胶。
15. 电泳时间比正常要长？
可能由于凝胶缓冲系统和电级缓冲系统地PH选择错误，即缓冲系统地PH和被分离物质的等电点差别太小，或缓冲系统的离子强度太高。
16.分离胶加上后为什么要立即加水？
加入分离胶后，立即覆一层双蒸水，一是为了使分离胶界面保持水平，用水就可以把它压平，使蛋白质分子跑时在同一水平线上；二是阻止空气中的氧气对凝胶聚合的抑制作用。
17.连续分离胶体系配制（凝胶板厚度0.75mm，长度10cm）100ml体系：双蒸水37.5ml
尿素20--50g
10×TBE缓冲液8ml
30%丙烯酰胺10ml
AP（过硫酸铵）500--800ul [注：现配现用]
TEMED(四甲基乙二胺) 23.5ul
如何防止聚丙烯酰胺垂直电泳漏胶现象已成为实验室研究人员比较头疼的问题！
1.固定玻璃板时，先将厚薄玻璃板在桌面对齐后在垂直面上稍微向厚板倾斜20度，使底
面薄板略高于厚板。
2.将固定好的玻板固定于放有海绵垫的制胶架上，固定时用手稍用力往下压，此时封闭的
灌胶系统准备完毕。
3.除了以上安装技巧外，由于海绵橡胶垫用久后会老化或者损坏，从而导致漏胶的现象时
常发生，建议用户可以购买粘性高柔软性好的橡胶垫。