实验外科膀胱插管
实验动物各种体液、骨髓的采集方法
一、消化液的采集(一) 唾液1. 直接抽取法在急性实验中，可用吸管直接插入动物口腔或唾液腺导管抽吸唾液，此法非常简单，但从口腔抽吸唾液会有杂质混入。
2. 制造腮腺瘘法在慢性实验中,收集狗的唾液，要用外科手术方法将腮腺导管开口移向体外，即以腮腺导管为中心，切成一直径约2～3cm的圆形粘膜片，将此粘膜片，与周围组织分开，穿过皮肤切口引到颊外,将带有导管开口的粘膜片与周围的皮肤缝合,腮腺分泌的唾液就流出颊外。
这种方法可以收集到较纯净的唾液。
(二)胃液1. 直接收集胃液法急性实验时，先将动物麻醉，将插胃管经口插入胃内,在灌胃管的出口连一注射器，用此注射器可收集到胃液,此法适用于狗等大型动物。
如是大鼠,需手术剖腹，从幽门端向胃内插入一塑料管，再由口腔经食道将一塑料管插入前胃，用pH7.5、35℃左右的生理盐水，以12ml/h的流速灌胃，收集流出液，进行分析。
2. 制备胃瘘法在慢性实验中,收集胃液多用胃瘘法,如全胃瘘法、巴氏小胃瘘法、海氏小胃瘘法等。
制备小胃是将动物的胃分离出一小部分，缝合起来形成小胃，主胃与小胃互不相通，主胃进行正常消化，从小胃可收集到纯净的胃液。
应用该法，可以待动物恢复健康后，在动物清醒状态下反复采集胃液。
(三)胰液和胆汁在动物实验中，主要是通过对胰总管和胆总管的插管而获得胰液或胆汁。
狗的胰总管开口于十二指肠降部，在紧靠肠壁处切开胰管，结扎固定并与导管相连，即可见无色的胰液流入导管。
大鼠的胰管与胆管汇集于一个总管，在其入肠处插管固定，并在近肝门处结扎和另行插管，可分别收集到胰液和胆汁。
有时也可通过制备胰瘘和胆囊瘘来获得胰液和胆汁。
二、脑脊液的采集(一)狗、兔脑脊液的采集通常采取脊髓穿刺法：穿刺部位在两髂连线中点稍下方第七腰椎间隙。
动物轻度麻醉后，侧卧位固定，使头部及尾部向腰部尽量弯曲，剪去第七腰椎周围的被毛。
消毒后操作者在动物背部用左手姆、食指固定穿刺部位的皮肤，右手持腰穿刺针垂直刺入，当有落空感及动物的后肢跳动时，表明针已达椎管内( 蛛网膜下腔)，抽去针芯,即见脑脊液流出。
术中导尿技术操作规范
术中导尿技术操作规范一、操作目的1、用于患者术前膀胱减压，以及下腹、盆腔器官手术中持续排空膀胱，避免术中损伤膀胱。
2、为尿潴留患者引流尿液减轻痛苦。
3、患者尿道损伤早期或者手术后作为支架引流，经导尿管对膀胱进行药物灌注治疗。
4、患者昏迷、尿失禁或者会阴部有损伤时，留置尿管，以保持局部干燥、清洁，避免尿液的刺激。
5、为患者测定膀胱容量、压力及残余尿量，向膀胱注入造影剂和气体等，以协助诊断。
6、采集患者尿标本做细菌培养。
二、评估要点操作环境是否符合要求，手术床及手术部位（按标准无菌范围）均形成无菌区，会阴部在手术部位皮肤消毒范围内，铺无菌巾前会阴部皮肤已消毒。
三、物品准备1、无菌导尿管一根、一次性导尿包1个、20ml一次性注射器1个、无菌引流袋；2、无菌手套、灭菌注射用水、0.5%活力碘。
四、操作要点1、暴露会阴部。
2、根据无菌导尿管型号抽取生理盐水。
3、检查一次性导尿包有效期，有无漏气、破损，检查导尿管是否在有效期内。
4、按操作顺序整理好用物，检查导尿管前端气囊有无漏气，连接一次性引流袋，旋紧引流袋底部开关，用石蜡油棉球润滑导尿管前端。
5、同台手术医生协助传递物品，以免污染无菌区内物品。
6、活力碘棉球消毒。
①女性患者：右手用镊子取活力碘棉球擦洗顺序为阴阜-大阴唇-大小阴唇间。
左手拇指和食指分开小阴唇，右手用镊子取活力碘棉球擦洗顺序为小阴唇-尿道口-肛门。
擦洗后的棉球置于弯盘内。
脱手套放置弯盘内。
②男性患者：左手用纱布包裹阴茎，将包皮往后推，暴露尿道口、龟头、冠状沟，右手拿镊子夹活力碘棉球以尿道口为中心向外旋转擦洗3遍。
7、戴无菌手套，铺孔巾。
8、上导尿管。
①女性患者：取无菌干棉球塞入阴道口。
右手用镊子持导尿管，对准尿道口，轻轻插入4-6cm，见尿液流出后，再插入1-2cm。
②男性患者：右手用镊子持导尿管，对准尿道口，左手提起阴茎与腹部呈60度，轻轻插入18-20cm（成年人）见尿液流出后，再插入1-2cm。
人体导尿实验报告
一、实验目的1. 了解人体导尿的操作方法和步骤。
2. 掌握导尿管的选择和使用技巧。
3. 学会正确评估患者导尿的需求。
4. 提高护理人员的导尿操作技能。
二、实验背景导尿术是临床护理中常用的操作技术之一，适用于尿潴留、尿失禁、昏迷、术后等患者。
通过导尿术，可以有效地排空膀胱，缓解患者的痛苦，降低并发症的发生率。
本实验旨在通过人体导尿操作，提高护理人员的实践技能。
三、实验材料1. 一次性导尿包2. 导尿管3. 消毒液4. 棉签5. 橡皮筋6. 患者床7. 患者模拟人四、实验方法1. 患者准备：将患者安置在舒适体位，暴露会阴部，嘱患者放松。
2. 操作者准备：穿戴无菌手套，准备好导尿包。
3. 导尿操作：（1）用消毒液清洁患者会阴部，范围包括阴阜、大阴唇、小阴唇、尿道口等。
（2）打开导尿包，取出导尿管，用消毒液消毒导尿管前端。
（3）操作者用右手持导尿管，左手分开大阴唇，暴露尿道口。
（4）将导尿管轻轻插入尿道口，插入深度约20-30cm。
（5）当导尿管有尿液流出时，固定导尿管，拔出约2cm。
（6）将导尿管末端连接集尿袋，并固定。
（7）用消毒液清洁患者会阴部，重新包扎。
4. 实验结束：操作者脱下手套，洗手。
五、实验结果通过本次实验，操作者掌握了人体导尿的操作方法和步骤，熟练掌握了导尿管的选择和使用技巧，正确评估了患者导尿的需求，提高了导尿操作技能。
六、实验讨论1. 导尿操作过程中，应严格遵守无菌操作原则，防止感染。
2. 导尿时，插入深度应适宜，过深或过浅均可能导致操作失败。
3. 导尿过程中，注意观察患者的反应，如有不适，应立即停止操作。
4. 导尿后，应加强患者的护理，保持尿道口清洁，预防感染。
5. 操作者应熟练掌握导尿操作技巧，提高导尿成功率。
七、实验总结本次人体导尿实验，使操作者掌握了人体导尿的操作方法和步骤，提高了导尿操作技能。
在今后的临床工作中，我们将继续加强实践操作，提高护理质量，为患者提供优质的护理服务。
导尿技术实验报告
导尿技术实验报告篇一：实训七导尿术导尿术导尿术，是指在严格无菌操作下，用无菌导尿管经尿道插入膀胱引出尿液的方法。
一、适应证1．为尿潴留病人放出尿液，以减轻痛苦。
2．采集膀胱内尿液标本作细菌培养。
3．为抢救休克或危重病人，准确记录尿量、比重，了解少尿或无尿原因，测定残余尿量、膀胱容量及膀胱测压，注入造影剂，膀胱冲洗，探测尿道有无狭窄及盆腔器官术前准备等。
4．通过导尿管对膀胱进行药物灌注治疗；进行膀胱化疗。
二、术前准备1．仪表端庄，衣帽整齐。
2．操作前应了解患者的基本情况，向病人或家属解释导尿的目的和必要性，消除紧张心理取得病人的合作，征得患者及其家属的同意后在手术同意书上签字。
3．用物准备无菌导尿包、无菌橡皮手套、无菌纱布和胶布、2％红汞或0.1％苯扎溴铵（新洁尔灭）或0.1％氯已定（洗毕泰）溶液、治疗碗、无菌棉球、无菌持物钳和容器、消毒指套2只或手套1只、治疗巾、浴巾、便盆及盖布、屏风等。
男患者需准备纱布罐。
三、操作步骤1．患者仰卧，两腿屈膝外展，臀下垫油布或中单。
患者先用肥皂液清洗外阴；男患者翻开包皮清洗。
2．以蘸2％红汞或0.1％新洁尔灭或0.1％洗必泰溶液的棉球，女性由内向外、自上而下消毒外阴，每个棉球只用一次，尔后外阴部盖无菌洞巾。
男性则用消毒巾裹住阴茎，露出尿道口。
3．术者戴无菌手套站于患者右侧，以左手拇、食二指挟持阴茎，女性则分开小阴唇露出尿道口，再次用新洁尔灭棉球，自上而下消毒尿道口与小阴唇；男性自尿道口向外环形擦拭消毒数次，并将阴茎提起与腹壁成钝角。
嘱患者张口呼吸，右手将涂有无菌润滑油之导尿管缓慢插入尿道，导尿管外端用止血钳夹闭，将其开口置于消毒弯盘中。
男性约进入15～20cm，女性约入6～8cm，松开止血钳，尿液即可流出（图4-6，图4-7）。
图4-6女病人导尿术（A女性会阴的解剖位置、B女病人导尿法）图4-7 男病人导尿提起阴茎和腹壁成600角4．需作细菌培养者，留取中段尿于无菌试管中送检。
动物实验基本技术及实验动物管理法规
动物实验基本技术(一)耳缘切口采血：先将豚鼠耳消毒,用刀片沿血管方向割破耳缘,切口约长0.5cm,在切口边缘涂上20％的柠檬酸钠溶液，防治血凝，则血可自切口处流出。
此法采血每次可采0.5ml。
(二)背中足静脉采血：固定豚鼠，将其右或左后肢膝关节伸直，脚背消毒，找出足静脉，左手拇指和食指拉住豚鼠的趾端，右手将注射针刺入静脉，拔针后立即出血。
(三)心脏采血：用手二、豚鼠采血方法指触摸，选择心跳最明显的部位，把注射针刺入心脏，血液即流入针管。
心脏采血时所用的针头应细长些，以免发生采血后穿刺孔出血。
三、兔的采血方法(一)耳缘静脉采血：将兔固定,拔去耳缘静脉局部的被毛，消毒，用手指轻弹兔耳,使静脉扩张，用针头刺耳缘静脉末端,或用刀片沿血管方向割破一小切口,血液即流出。
本法为兔最常用的采血方法，可多次重复使用。
(二)耳中央动脉采血：在兔耳中央有一条较粗的、颜色较鲜红的中央动脉。
用左手固定兔耳，右手持注射器，在中央动脉的末端，沿着与动脉平行的向心方向刺入动脉，即可见血液进入针管。
由于兔耳中央动脉容易痉挛，故抽血前必须让兔耳充分充血，采血时动作要迅速。
采血所用针头不要太细，一般用6号针头，针刺部位从中央动脉末端开始，不要在近耳根部采血。
(三)颈静脉采血：方法同小鼠、大鼠的颈静脉采血。
(四)心脏采血：使家兔仰卧，穿刺部位在第三肋间胸骨左缘3mm处，针头刺入心脏后，持针手可感觉到兔心脏有节律的跳动。
此时如还抽不到血，可以前后进退调节针头的位置，注意切不可使针头在胸腔内左右摆动，以防弄伤兔的心、肺。
四、狗的采血方法(一)后肢外侧小隐静脉采血：后肢外侧小隐静脉位于后肢胫部下三分之一的外侧浅表皮下，由前侧方向后行走。
采血时，将动物固定，局部剪毛、消毒，采血者左手紧握剪毛区上部或扎紧止血带，使下部静脉充血，右手用连有6号或7号针头的注射器刺入静脉，左手放松，已适当速度抽血即可。
(二)前肢背侧皮下头静脉采血：前肢背侧皮下头静脉位于前脚爪的上方背侧的正前位。
操作考试
家兔手术的基本操作（麻醉，分离颈部动脉、神经，气管插管，分离股动脉/静脉）1．家兔抓拿、称重、麻醉与固定：用一手抓住兔子颈背部皮肤，另一手托家兔臀部，用婴儿秤称重。
以20%乌拉坦溶液按5ml/Kg的剂量进行麻醉，拔除耳缘静脉附近的兔毛，注射器吸取麻醉量+2-3ml，从兔耳缘静脉（从静脉远端开始入针）注入，麻醉量前1/2较快注射，后1/2缓慢注射，观察家兔的反应，待动物肌张力↓、角膜反射↓，仰卧固定于实验台上。
2．分离气管并插管1）剪毛：用剪毛剪将颈部手术野的被毛剪去，即可进行手术。
2）用组织剪于颈正中线剪开一小口，用组织剪行皮下钝性分离，然后剪开颈部皮肤5-7cm，止血钳钝性分离颈部软组织和肌肉，露出气管，并在气管下方穿一手术缝合线备用。
3）将穿入气管下方的手术缝合线提起，于甲状软骨下3-4个“C”形气管软骨处剪开气管（不要将气管剪断），再从开口处向甲状软骨方向纵形剪一小口，形成倒“T”形的开口，将气管插管向近心端插入，并扎紧手术缝合线，将余线固定于气管插管的分叉处，以防气管插管松脱。
3. 分离颈总动脉，迷走神经，减压神经和交感神经3). 寻找颈总动脉鞘，内包含颈总动脉，迷走神经，减压神经和交感神经。
用左手拇指和食指拉起气管一侧的皮肤和肌肉，其余三指将颈部的皮肤垫起，仔细分辨三条神经：迷走神经最粗，交感神经次之，减压神经最细。
用玻璃针纵形划开筋膜，分出颈总动脉、迷走、交感和减压神经。
分离时不要过度牵拉，每条神经和动脉分出2-3cm，其下穿一条线备用，并指出各自的名称4. 分离股动脉/静脉1）剪毛：于腹股沟中间处摸到一凹陷，内有动脉搏动，将此处手术视野的毛剪掉（不要提起皮肤）。
2）沿动脉走行方向于动脉搏动处剪一小口（垂直于腹股沟），组织剪上下钝性分离皮肤，再将开口扩大至3-4cm，可见股三角内有股动脉/静脉和神经，用玻璃针划开筋膜，仔细分离，股静脉暗红最粗，神经最细为白色，动脉居中（可摸到搏动）。
膀胱留置导尿管术
球囊留置导尿管置管法
► 术前应检查球囊是否完好。剃除阴毛及
插管方法与直管法相同，男性插入尿道 约20至22cm、女性插入尿道约4至6cm 见尿后，将导管继续前进2cm，以确保 球囊位于膀胱内，再以生理盐水或无菌 注射用水按规定量充盈球囊。然后再将 导管外拉，直至明显受阻为止，如此， 导管即可固定于膀胱内。
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尿液透明度
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尿液评估
酸碱性 ► 随饮食变化 ► 正常范围为 气味 ► 正常 来自尿内的挥 发性酸，久置后有氨 PH 5-7 比重1.015-1.025 臭味(尿素氨) ► 异常 酸性尿 常见于酸中毒患者 ► 异常
碱性尿 常见于严重呕吐患者 尿液比重固定于1.010：肾功 能严重障碍
1:5000高锰酸钾溶液 无菌纱布 PVP－碘棉球 酒精灯 无菌手套 长柄木夹 有盖无菌培养试管
33
9
尿失禁
► 指不受意识控制，尿液不自主地流出或排
出。根据原因不同，尿失禁可分为：
真性尿失禁：膀胱完全不能贮存尿液，处于空 虚状态，表现为持续滴尿。 充溢性尿失禁（假性尿失禁）：膀胱过度充盈 引起尿液不自主溢出。 压力性尿失禁：当腹压增加，如：咳嗽、喷嚏、 大哭、突然起立时，尿液不自主流出。
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尿量、次数
►正常 ►异常
1000-2000ml/d 3-5次/白天 0-1次/夜间
多尿： >2500ml/d（多见于糖尿病、尿崩症等） 少尿： <400ml/d（多见于心、肾功能衰竭和休 克患者） 无尿： <100ml/d 或 12h 内无尿液排出（多见于 严重休克和急性肾功能衰竭等）
环境 焦虑、紧张 暗示
► ► ► ► ►
习惯因素 液体的摄入 气候因素 夏季 尿液浓缩和尿量减少；冬季 尿量增加 手术因素 其他 妊娠妇女；男性前列腺增生
麻醉生理学实验指导
麻醉生理学实验指导医学机能实验教学中心实验一局麻、低温及K+对神经干动作电位的影响【实验目的】观察局麻药及低温对神经干兴奋性，传导速度及不应期及细胞外高钾对神经干动作电位幅度及传导速度的影响。
【实验原理】局部麻醉是临床常用的麻醉方式。
局麻药作用于神经纤维后，通过影响钠通道而阻止Na+内流，使神经去极化速率和程度降低，兴奋性降低，传导速度减慢；同时，又因局麻药可降低复极化速率而使不应期延长。
最终因去极化无法达到阈电位而完全阻滞动作电位的传播。
在临床麻醉过程中，也常需将患者体温降低一定水平，以降低机体耗氧量，增强患者对缺氧的耐受性，而低温本身也可降低神经纤维的兴奋性和传导速度。
高钾血症是临床常见危重急症。
细胞外高钾可引起细胞去极化而导致钠通道失活，抑制动作电位的产生和传播。
【实验标本】蟾蜍或蛙坐骨神经【实验器材与药品】蛙类手术器材一套，蛙板，神经标本盒，温度计，小烧杯，培养皿，滤纸片，任氏液，0.2％普鲁卡因，0.87％氯化钾，BL-410系统【实验方法与步骤】1、制备坐骨神经标本，接仪器开机并启动BL-410，进入“动作电位”实验模块，将神经干标本置入屏蔽盒。
2、测定阈值，最大刺激强度，传导速度和不应期。
(详见《机能实验实习指导》)3、将坐骨神经标本放置于5℃任氏液中浸泡5分钟，观察阈值，最大刺激强度，传导速度和不应期的变化。
将神经标本置常温任氏液中浸泡复温，待用。
4、更换新的坐骨神经标本，重新测定阈值，最大刺激强度，传导速度和不应期的长短，用浸有0.2％普鲁卡因的滤纸片浸润刺激电极（负极）下的坐骨神经段，即可观察到动作电位幅度逐渐变低，迅速测定阈值，最大刺激强度，传导速度和不应期。
如果传导速度变化不明显，可用另一浸有普鲁卡因的滤纸片浸润2，3电极之间的神经段，再重新测量。
5、将已复温的神经标本（或更换新的神经）置标本盒内，调节刺激强度至最大强度，在刺激电极与引导电极之间的神经干上放一小片浸有0.87％氯化钾溶液的滤纸片，刺激参数不变，观察动作电位的幅度及传导速度的变化。