实验一 实验动物的抓取与固定及性别鉴定共72页文档
常用动物实验操作指南
常用动物实验操作指南一、实验动物的抓取与固定。
（一）小鼠。
1. 抓取。
- 用右手拇指和食指抓住小鼠尾巴中部，将小鼠提起，放在鼠笼盖上或其他粗糙表面。
- 当小鼠试图抓住粗糙表面时，迅速用左手拇指和食指捏住小鼠双耳及颈部皮肤，无名指、小指和手掌心夹住小鼠背部皮肤及尾部，将小鼠固定成头部向上的直立位。
- 原因：抓住尾巴提起小鼠是为了能够将其从饲养环境中移出，而后续的固定方式可以限制小鼠的活动，避免被咬伤，同时方便进行各种操作，如注射等。
这种固定方式能够稳定地控制小鼠的身体，保证操作的准确性。
2. 固定。
- 如需进行尾静脉注射等操作，可将小鼠放入专门的小鼠固定器中，固定器可调节大小以适应不同体型的小鼠，固定器上有开口以便露出尾巴等部位进行操作。
- 对于一些简单操作如灌胃，也可以由一人用上述抓取方法固定小鼠，另一人进行操作。
（二）大鼠。
1. 抓取。
- 先用右手抓住大鼠尾巴中部，将大鼠提起，放在较粗糙的平面上。
- 然后用左手戴防护手套（大鼠体型较大且可能会用力挣扎和咬伤实验者），从大鼠背部抓住其肩部和颈部皮肤，将大鼠固定。
- 原因：大鼠力量较大，戴手套是为了保护实验者。
先抓尾巴提起是为了便于后续的抓取固定操作，从背部抓住肩部和颈部皮肤可以有效限制大鼠的活动，使其头部和身体得到控制，便于进行实验操作。
2. 固定。
- 对于需要长时间操作的情况，可将大鼠放入大鼠固定架中，固定架可以固定大鼠的四肢，使大鼠呈仰卧或俯卧位，根据实验需求调整。
- 在进行一些短期操作如皮下注射时，可由实验者用上述抓取方法固定大鼠，助手协助进行操作。
二、实验动物的给药操作。
（一）口服给药。
1. 小鼠灌胃。
- 准备合适的灌胃针（一般为1 - 2ml注射器连接特制的灌胃针头）。
- 将小鼠固定如前所述，使小鼠头部向上。
- 灌胃针从小鼠嘴角插入口腔，沿上腭后壁轻轻推进食管，插入深度约为3 - 4cm（根据小鼠大小调整）。
- 缓慢推动注射器活塞，将药物注入食管，然后缓慢拔出灌胃针。
实验动物学实验动物基本操作技术
日龄/d 体重/g 日龄/d 体重/g
初生 7
பைடு நூலகம்
20
五、犬 犬的年龄主要以牙齿的生长情况、磨损程度、外形
颜色等情况综合判定。仔犬在出生后十几天即开始生 出乳齿，2个月以后开始由门齿→犬齿→臼齿顺序逐渐 更换为恒齿，8～l0个月齿换齐。但犬齿需要1岁半以后 才能长坚实。饲养场饲养的品种犬，可以根据记录， 明确了解年龄，而收购的杂种犬就无法知道确切年龄 。实际中，可根据犬齿更换和磨损情况，估计犬的年 龄。
大鼠固定盒固定
二、豚鼠的抓取固定法
三、家兔的抓取固定法
第二节 性别鉴定
一、大、小鼠的性别鉴定
一般情况下，哺乳动物性别依据动物的肛门与外生殖器 之间的距离来区分。雄性要比雌性的距离更长。
第三节 年龄的大致判断
一、大、小鼠
1. 根据形态鉴定日龄（大、小鼠情况基本一样）
日龄/d 1 3 4 5 8
第六章 实验动物的基本操作技术
第一节 实验动物的抓取与固定 第二节 性别鉴定 第三节 年龄的大致判断 第四节 妊娠检查 第五节 分组与编号 第六节 常规采血方法 第七节 给药途径与方法 第八节 麻醉方法 第九节 处死方法
第一节 实验动物的抓取与固定
一、大、小鼠的抓取固定
小 鼠 固 定 盒 固 定
30
60
60～80 100～120 150～200 170～220 240～300
90
120
大鼠基本实验报告
一、实验目的1. 掌握大鼠的基本操作技术，包括捉拿、固定、称重、性别鉴定等。
2. 熟悉大鼠的解剖结构，了解各器官的位置和功能。
3. 学习实验动物的饲养管理，提高实验操作的熟练程度。
二、实验材料与器材1. 实验动物：成年大鼠若干2. 器材：鼠笼、天平、注射器、灌胃针、止血钳、手术剪、平皿、托盘、烧杯、解剖显微镜、生理盐水等三、实验方法1. 大鼠捉拿与固定（1）捉拿：右手提起鼠尾，用左手拇指和食指捏住大鼠颈部皮肤，使其头部自然下垂，右手用食指和无名指夹住鼠尾，轻轻将大鼠拉出鼠笼。
（2）固定：将大鼠固定在手术台上，用手术剪剪去大鼠腹部毛发，用止血钳夹住大鼠腹部皮肤，用手术剪剪开皮肤，暴露腹腔。
2. 大鼠性别鉴定（1）外观观察：观察大鼠的体型、毛发、生殖器等特征，判断性别。
（2）解剖观察：将大鼠解剖，观察生殖器官，判断性别。
3. 大鼠称重将大鼠放在天平上，去皮称重，记录体重。
4. 大鼠灌胃给药（1）准备：将药物溶解于生理盐水中，配制成所需浓度。
（2）操作：右手提起大鼠，使其头部后仰，左手拇指和食指捏住大鼠颈部皮肤，右手用灌胃针插入大鼠口腔，缓慢注入药物。
5. 大鼠腹腔注射给药（1）准备：将药物溶解于生理盐水中，配制成所需浓度。
（2）操作：将大鼠固定在手术台上，用手术剪剪去大鼠腹部毛发，用止血钳夹住大鼠腹部皮肤，用手术剪剪开皮肤，暴露腹腔。
用注射器将药物注入腹腔。
6. 大鼠解剖（1）观察：观察大鼠的器官位置、形态、颜色等。
（2）记录：记录各器官的重量、长度等数据。
四、实验结果与分析1. 大鼠性别鉴定：实验过程中，共鉴定出雄性大鼠若干只，雌性大鼠若干只。
2. 大鼠体重：实验开始时，大鼠体重为（平均值±标准差）g；实验结束时，大鼠体重为（平均值±标准差）g。
3. 大鼠灌胃给药：实验结束后，观察大鼠的精神状态、活动能力等，未发现明显不良反应。
4. 大鼠腹腔注射给药：实验结束后，观察大鼠的精神状态、活动能力等，未发现明显不良反应。
第一节实验动物的抓取固定方法
第一节实验动物的抓取固定方法一、小鼠抓取固定方法小鼠温顺，一般不会咬人，抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤（见图2-1之一），将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可（图2-1之二）。
有经验者可直接用左手小指钩起鼠尾，迅速以拇指和食指、中指捏住其耳后颈背部皮肤亦可。
这种在手中固定方式，能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。
如进行解剖、手术、心脏采血和尾静脉注射时，则需将小鼠作一定形式的固定，解剖手术和心脏采血等均可使动物先取背卧位（必要时先行麻醉），再用大头针将鼠前后肢依次固定在腊板上。
尾静脉注射时，可用小鼠尾静脉注射架固定（图2-2），先根据动物大小选择好合适的固定架，并打开鼠筒盖，手提鼠尾巴，让动物头对准鼠筒口并送入筒内，调节鼠筒长短合适后，露出尾巴，固定筒盖即可进行尾静脉注射或尾静脉采血等操作。
图2-1 小鼠的抓取固定方法图2-2 小鼠尾静脉注射方法二、大鼠的抓取固定方法大鼠的抓取方法基本同小鼠，只不过大鼠比小鼠牙尖性猛，不易用袭击方式抓取，否则会被咬伤手指。
抓取时为避免咬伤，可带上帆布手套。
如果进行腹腔、肌肉皮下等注射和灌胃时，同样可采用左手固定法，只是用拇指和食指捏住鼠耳，余下三指紧捏鼠背皮肤，置于左掌心中，这样右手即可进行各种实验操作。
也可伸开左手之虎口，敏捷地从后一把抓住。
若做手术或解剖等，则需事先麻醉或处死，然后用细棉线绳活结缚腿，背卧位绑在大鼠固定板上；尾静脉注射时的固定同小鼠（只需将固定架改为大鼠固定盒）。
三、蛙类的抓取固定方法蛙类抓取方法宜用左手将动物背部贴紧手掌固定，以中指、无名指、小指压住其左腹侧和后肢，拇指和食指分别压住左、右前肢、右手进行操作（见图2-3）。
图2-3 蛙、蟾蜍抓取固定方法在抓取蟾蜍时，注意勿挤压其两则耳部突起之毒腺，以免毒液射进眼中。
实验动物学实验报告
实验一大、小鼠的基本实验操作一、实验目的:通过实际操作，掌握大、小鼠的一般操作方法，包括大、小鼠的抓取和固定、性别鉴定、给药、采血。
二、实验动物：昆明小鼠4只（2雌2雄）、大鼠4只（2雌2雄）、灌胃器2个、注射器4个、酒精、棉球、生理盐水、小鼠固定器1个、大鼠固定器1个。
三、实验步骤1、抓取和固定1.1抓取：左手抓小鼠的尾根部1.2固定：左手抓住小鼠的尾根部，让小鼠在粗糙平面上爬行，后拉尾跟部，右手的拇指和食指抓住小鼠两耳及其间的颈部皮肤，小指和无名指将尾巴固定在手掌面。
1.3同样操作将大鼠抓取和固定2、性别鉴定：2.1抓取和固定小鼠2.2观察肛门与生殖器间的距离和二者之间的毛发。
雄性：距离长，毛发密（和其他部位一样）；雌性：距离短，毛发稀疏。
2.3同样鉴别方法，重复鉴别大鼠。
3. 给药3.1 灌胃法3.1.1按正确方法用左手抓取和固定小鼠，使腹部朝上，颈部拉直。
3.1.2固定后，右手持持接灌胃针的注射器吸取药液（或事先将药液吸好），将针头从口角插入口腔内，然后用灌胃针头压其头部，使口腔与食管成一直线，再将灌胃针头沿上腭壁轻轻进入，转动针头刺激动物吞咽，然后沿咽后壁慢慢插入食道。
3.1.3当感觉有落空感时表明灌胃针可能进入胃内，向外抽动注射器活塞，感觉有负压，此时可将药液灌入。
3.1.3用大鼠重复同样操作3.2 注射给药3.2.1皮下注射3.2.1.1用左手拇指和食指轻轻提起动物颈后肩胛间皮肤，3.2.1.2右手持注射器，使针头水平刺入皮下，针头能自由拨动无牵阻，推送药液时注射部位隆起。
拨针时，以手指捏住针刺部位3.2.1.3用大鼠重复同样操作3.2.2腹腔注射3.2.2.1以左手固定小鼠，使腹部向上，3.2.2.2右手持注射器从下腹两侧向头方刺入皮下，针头稍向前，再将注射器沿45 角斜向穿过腹肌进入腹腔，此时有落空感，回抽无回血或尿液，即可注入药液。
3.2.2.3用大鼠重复同样操作3.2.3尾静脉注射3.2.3.1先将动物固定在暴露尾部的固定器内，3.2.3.2用75％酒精棉球反复擦拭尾部使血管扩张，3.2.3.3以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，用中指从下面托起鼠，右手持注射器，使针头尽量采取与尾部平行的角度进针，从尾末端处刺入。
动物实验报告
实验动物学实验报告学院：学号：姓名时间：实验一：小鼠实验一、实验目的1、掌握小鼠抓取、固定的基本方法；2、掌握小鼠的雌雄鉴别方法；3、掌握小鼠的标记方法；4、掌握小鼠的基本采血技术；5、掌握小鼠的常用给药方法；6、掌握小鼠的解剖方法,熟悉内部脏器的自然位置；二、实验材料1、实验动物：每组两只雌鼠,两只雄鼠；2、实验器械及试剂：鼠笼；小鼠固定器和小鼠固定板；眼科剪；眼科镊；解剖刀；1ml注射器；毛细玻璃管；灌胃针；苦味酸染料；葡萄糖液；2%水合氯醛；三、实验内容及方法1、小鼠的抓取和固定抓取时先用右手抓取鼠尾提起,置于鼠笼或实验台向后拉,在其向前爬行时,用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤,将鼠体置于左手心中,把后肢拉直,以无名指按住鼠尾,小指按住后腿即可;这种在手中固定方式,能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作;2、小鼠的雌雄鉴别雄鼠的阴囊明显,雄鼠可见阴道开口和五对乳头;幼鼠或仔鼠则主要从外生殖器与肛门的距离判定,近者为雌,远者为雄;另外,雌鼠肛门和生殖器之间有一无毛小沟,而雄鼠则在肛门和生殖器之间长毛;3、小鼠的标记方法1耳孔法用耳号钳在耳上打洞或者用剪刀在耳边缘剪缺口,左耳为十位,右耳为个位;2剪趾法适用于出生一周以内新生仔鼠；3染色法用毛笔将苦味酸涂在动物的不同部位,注意逆着毛发生长方向刷;4、小鼠的基本采血1剪尾采血当所需血量很少时采用本法;固定动物并历出鼠尾,将鼠尾在45℃温水中浸泡数分钟,也可用酒精棉球涂擦,使局新血管扩张;将鼠尾擦干,再用刀片剪去1-2mm,让血液滴入盛器或直接用吸取,同时自尾根部向尾尖按摩;取血后,先用棉球压迫止血并立即用6％液体火棉胶涂于尾巴伤口处,使伤口外结一层火棉胶薄膜,保护伤口;也可采用切割尾静脉的方法采血,三根尾势脉可交替切割,并自尾尖向尾根方向切割,每次可取0.2～0.3ml血,切割后用棉球压迫止血;这种采血方法在大鼠进行较好,可以较长的间隔时间连续取血,进行血常规检查;2眼眶后静脉丛取血当需中等量的血液,而又需避免动物死亡时采用此法;用左手固定鼠,尽量捏紧头部皮肤,使头固定,并轻轻向下压迫颈部两侧,引起头部静脉血液回流困难,使眼球充分外突示眼眶后静脉丛充血,右手持毛细玻璃管,沿内眦眼眶后壁向喉头方向旋转刺入;刺入深度小鼠2～3mm;当感到有阻力时再稍后退,保持水平位,稍加吸引,由于血压的关系,血液即流人玻璃管中;得到所需的血量后,拨出毛细管;若手法恰当,小鼠约可采血0.2～0.3ml;3心脏取血动物仰卧固定在固定板上,剪去心前区部位的被毛,用碘酒酒精消毒皮肤;在左侧第3～4肋间,用左手食指摸到心搏处,右手取连有4～5号针头的注射器,选择心搏最强处穿刺,当针刺入心脏时,血液由于心脏跳动的力量自动进人注射器;此法要求实验者掌握以下要点：要迅速而直接插入心脏,否则,心脏将从针尖处滑脱；如第一次没刺准,将针头抽出重刺,不要在心脏周围乱探,以免损伤心、肺；要缓慢而稳定的抽吸,否则,太多的真空反而使心脏塌陷;若不需保留动物生命时,也可麻醉后切开动物胸部,将注射器直接刺人心脏抽吸血液;5、小鼠的常用给药方法1经口给药：小鼠灌胃左手抓住鼠背部及颈部皮肤将动物固定,右手持灌胃针,将灌胃针插入动物口中,沿咽后壁徐徐插入食道;动物应固定成垂直体位,针插入时应无阻力;若感到阻力或动物挣扎时,应立即停止进针或将针拔出,以兔损伤或穿破食道以及误入气管;一般当灌胃针插入小鼠3~4cm,常用的灌胃量小鼠为0.2~1ml；2皮下注射给药皮下注射给药部位以颈部三角区最佳;操作时,常规消毒注射部位皮肤,然后将皮肤提起,注射针头取一钝角角度刺入皮下,把针头轻轻向左右摆动,易摆动则表示已刺入皮下,再轻轻抽吸,如无回血,可缓慢地将药物注入皮下;拔针时左手拇、食指捏住进针部位片刻,以防止药物外漏;3肌肉注射给药小鼠体积小,肌肉少,很少采用肌肉注射;当给小鼠注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时,采用肌肉注射;操作时1人保定小鼠,另一人用左手抓住小鼠的1条后肢,右手拿注射器;将注射器与半腱肌呈90°角迅速插入1/4,注入药液.用药量不超过0.1ml/10g体重;4腹腔注射给药左左手提起并固定小鼠,使鼠腹部朝上,鼠头略低于尾部,右手持注射器将针头在下腹部靠近腹白线的两恻进行穿刺,针头刺入皮肤后进针3nm左右,接着使注射针头与皮肤呈45°角刺入腹肌,穿过腹肌进入腹膜腔,当针尖穿过腹肌进入腹膜腔后抵抗感消失;固定针头,保持针尖不动,回抽针栓,如无回血、肠液和尿液后即可注射药液; 5尾静脉注射给药鼠尾静脉有两根,左右两侧各一根;操作时先将动物固定在鼠筒内或扣在中,使尾巴露出,尾部用45～50℃的温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张,并可使表皮角质软化,以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧,使静脉充盈,用中指从下面托起尾巴,以无名指和小指夹住尾巴的末梢,右手持注射器,使针头与静脉平行小于30℃,从尾下四分之一处约距尾尖2-3厘米处进针,此处皮薄易于刺入,先缓注少量药液,如无阻力,表示针头已进入静脉,可继续注入;注射完毕后把尾部向注射侧弯曲以止血;如需反复注射,应尽可能从末端开始,以后向尾根部方向移动注射;动进入注射器;6、小鼠的解剖将小鼠放在解剖盘上,用大头针将四肢固定在解剖盘上;用酒精棉球将小鼠腹部的皮肤消毒;用手术剪沿腹中线将小鼠的腹部和胸部的皮肤剪开,然后用手术剪将腹腔和胸腔剪开,仔细观察小鼠腹腔和胸腔的各内脏器官;内部脏器观察1肺：分左右两叶,右肺分为四叶,左肺为一整叶;2心脏：呈圆锥状,位于近胸骨端,心尖位于第四肋间;3肝：附于隔上,呈暗褐色,分5叶;4胃：分贲门、幽门、胃底及胃体;5肠：分小肠和大肠;小肠包括回肠、空肠和十二指肠;6脾：脾斜卧在胃的左侧,呈暗红色,长条扁平状;7胰：在十二指肠附近,呈粉红色;8肾：右肾比左肾位置稍高,肾脏前方有肾上腺,每肾内侧各有一根输尿管,开口于膀胱背侧;9卵巢和子宫：卵巢形似绿豆状,粉红色,左右各一,位于肾脏下方;小鼠为双角子宫,为Y字形;10睾丸：小鼠睾丸有一对,幼年时睾丸位于腹腔内,性成熟后则下降至阴囊内;实验二：大鼠实验一、实验目的1、掌握大鼠抓取、固定的基本方法；2、掌握大鼠的雌雄鉴别方法；3、掌握大鼠的标记方法；4、掌握大鼠的基本采血技术尾静脉采血、心脏釆血、腹主动脉采血；5、掌握大鼠的常用给药方法灌胃、腹腔注射、尾静脉注射、皮下注射、皮内注射、麻醉；6、掌握大鼠的解剖方法,熟悉内部脏器的自然位置；二、实验材料1、实验动物：每组SD大鼠2只1雌1雄；2、实验器械及试剂：鼠笼、大鼠固定器、大鼠固定板、1ml注射器、5ml注射器、眼科剪、弯头镊、灌胃针、10%水合氯醛、生理盐水；三、实验内容及步骤1.抓取和固定右手从鼠笼将大鼠尾巴上段抓住并提起,放在鼠笼上部;轻轻向后拉鼠尾,大鼠向前挣脱时,用左手拇指和食指抓住两耳后和劲部大部分皮肤;其余手指及掌心夹住背部和尾部,将大鼠尾巴钩绕于小指上,将尾巴固定;注意不要用力过大使大鼠窒息死亡;2.性别鉴定成年雄鼠的睾丸沉降至阴囊中,故其阴囊明显,成年雌鼠可见阴道开口和乳头,幼鼠或仔鼠则主要从外生殖器与肛门的距离判定,雄性：距离长,毛发密和其他部位一样,雌性：距离短,毛发稀疏;3.给药1灌胃:将注射器装入药物溶液,装上灌胃针;抓取固定大鼠后,使大鼠头部朝上,从大鼠口角一侧进针,沿咽后壁缓缓插入食道;若感到巨大阻力或动物挣扎时,应立即停止进针或将针拔出,以免损伤或穿破食道以及误入气管;一般当灌胃针插入大鼠4~5cm,常用的灌胃量大鼠为0.5~1ml；若药物灌入肺中,大鼠死亡;2腹腔注射：左手固定大鼠后,右手持针,45度沿腹白线两侧进针,刺入腹肌,穿过腹肌进入腹膜腔,当针尖穿过腹肌进入腹膜腔后有落空感;针头刺入皮肤后进针3nm 左右,将注射针头朝上,减少与皮肤间的倾斜角度,继续进针;固定针头,保持针尖不动,回抽针栓,如无回血、肠液和尿液后即可注射药液;3尾静脉注射：鼠尾静脉有两根,左右两侧各一根;操作时先将动物固定在鼠筒内,使其尾巴露出,尾部用45～50℃的温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张,并可使表皮角质软化,以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧,使静脉充盈,用中指从下面托起尾巴,以无名指和小指夹住尾巴的末梢,右手持注射器,使针头与静脉平行小于30℃,从尾上三分之一处进针,此处皮薄易于刺入,回抽出血液后,表示针头已进入静脉,可缓慢将药物注入小鼠尾静脉中;注射完毕后用干棉球压迫尾部向注射以止血;如需反复注射,应尽可能从末端开始,以后向尾根部方向移动注射;切勿从后3/1处注射,此处大鼠易发生断尾现象;4皮下注射：将大鼠以俯卧位固定,将腹部皮肤去毛后,左手拇指和食指捏住腹部皮肤,右手持针沿纵轴方向刺入皮下,进针时感觉有阻力,继续刺入后突然阻力消失,判断针头可活动后注射入药液;注射成功后可见一个小丘状隆起,经过段时间后注射入的药物可被吸收;5皮内注射：小鼠以俯卧位固定,将腹部皮肤去毛后,左手拇指和食指捏住腹部皮肤,右手持针沿皮肤平行方向刺入捏住的皮肤,注射药液;若感觉注射时有阻力,注射部位局部形成光亮泛白的皮丘即为注射成功;为避免药液流出,停留片刻后将针头拔出,用干棉球按压针孔;4.麻醉：抓取固定大鼠后,通过腹腔注射的方式按10%水合氯醛2ml/kg的用量将适量的麻醉剂注射如大鼠体内,等待几分钟后观察大鼠反应;若大鼠行动迟缓或几乎不动为麻醉成功;若注射过量麻醉剂会造成大鼠死亡;5.釆血1尾静脉采血先将大鼠固定在鼠筒内,使其尾巴露出,尾部用45～50℃的温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张,并可使表皮角质软化,以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧,使静脉充盈,用中指从下面托起尾巴,以无名指和小指夹住尾巴的末梢,右手持注射器,使针头与静脉平行小于30℃,从尾上三分之一处进针,此处皮薄易于刺入,回抽出血液后继续采集血液,每次0.1ml;2心脏釆血：将麻醉后的小鼠以仰卧位放置,用指腹触摸观察确定小鼠心脏的位置为搏动为剧烈处;右手持注射器,左手在左侧固定心脏,针头紧贴剑突下以30度角向前刺入2.5cm左右,边进针边回抽针管,可见血液借心脏搏动的力量进入注射器内;此时固定针管及心脏的位置,继续采血;采血完成后拔出针头,用干棉球按压住针头的位置;每次采血量可达2~3ml;3腹主动脉采血：将大鼠麻醉固定后,用手术剪沿腹正中线剪开腹腔,将腹主动脉充分暴露后腹主动脉与腹主静脉伴行,紧贴脊柱,右手持注射器,针尖斜面朝下,入针角度约25~30度,朝向心端方向刺入,深度以5mm左右为宜,抽吸血液,若观察到针管中血液为鲜红色即为进针成功,继续采血;一般体重200~300g大鼠可采集血液8~10ml,采样过程迅速;6.大鼠解剖；将大鼠麻醉后放至在解大鼠固定板上,仰位放置,充分暴露颈部、胸部和腹部;用酒精棉球将小鼠腹部的皮肤消毒;用手术剪沿腹中线将小鼠的腹部和胸部的皮肤剪开,然后用手术剪将腹腔和胸腔剪开,仔细观察小鼠腹腔和胸腔的各内脏器官;内部脏器观察：1肺：分左右两叶,右肺分为四叶,左肺为一整叶;2心脏：呈圆锥状,位于近胸骨端,心尖位于第六肋间;乳白色胸腺附于主动脉弓前部;3肝：紧邻隔下,呈暗褐色,分7叶,无胆囊;4胃：分贲门、幽门、胃底及胃体;5肠：分小肠和大肠;小肠包括回肠、空肠和十二指肠;6脾：脾斜卧在胃的左侧,呈深红色,长条扁平状;7胰：在十二指肠附近,不规则状且呈粉红色,与脂肪相似但颜色不同;8肾：为黄豆大小,右肾比左肾位置稍高,肾脏前方有肾上腺米粒大小,每肾内侧各有一根输尿管,开口于膀胱背侧;9卵巢和子宫：在肾脏前方见肉色带有颗粒样突起的腺体为卵巢,两侧卵巢下方各连有一条输卵管,输卵管连接于下方子宫,两侧子宫结合形成“V”字形,经阴道开口于体外;10睾丸：小鼠睾丸有一对,幼年时睾丸位于腹腔内,性成熟后则下降至阴囊内;11颌下腺：打开颈部皮肤后在口腔底部可见两对椭圆形暗红色腺体为颌下腺;实验三：豚鼠、家兔的基本实验操作一、实验目的通过实际操作,掌握豚鼠和家兔的一般操作方法,包括豚鼠的抓取和固定、性别鉴定、灌胃、腹腔注射、心脏釆血、豚鼠解剖；家兔的抓取和固定、性别鉴定、耳缘静脉采血、耳缘静脉注射、耳缘静脉空气栓塞法注射、家兔解剖,了解豚鼠和家兔的各脏器解剖学位置;二、实验材料1、实验动物：豚鼠1只雌性、家兔1只雄性2、实验器械及试剂：鼠笼、鼠板、家兔固定器、兔板、头皮针、5ml注射器、眼科剪、弯头镊、导尿管、10%水合氯醛、生理盐水、手术剪、三、实验步骤1、豚鼠的抓取和固定豚鼠的抓取和固定：左手拇指和食指抓住豚鼠两耳后和颈部大部分皮肤;其余手指及掌心夹住背部和尾部,豚鼠四肢不会阻碍实验操作即为抓取固定成功,注意不要用力过大使豚鼠窒息死亡;2、豚鼠性别鉴定将豚鼠抓取固定后使其腹面朝上,用手按压豚鼠的会阴部,观察是否有阴茎出现即可判断雌雄;雄性豚鼠可观察到阴茎,雌性豚鼠可观察到会阴部;3、豚鼠麻醉左手抓取固定豚鼠后使其腹面朝上,右手持针,于豚鼠腹部呈30度沿腹白线两侧进针,刺入腹肌,穿过腹肌进入腹膜腔,当针尖穿过腹肌进入腹膜腔后有落空感;针头刺入皮肤后进针3nm左右,将注射针头朝上,减少与皮肤间的倾斜角度,继续进针;固定针头,保持针尖不动,回抽针栓,如无回血、肠液和尿液后即可注射麻醉剂按10%水合氯醛4ml/kg的用量,豚鼠体重260g,故需注射1.1ml10%水合氯醛;将适量的麻醉剂注射入豚鼠体内,等待几分钟后观察豚鼠反应;若豚鼠全身瘫软几乎不动为麻醉成功;若注射过量麻醉剂易造成豚鼠死亡;4、豚鼠心脏釆血将麻醉后的豚鼠以仰卧位放置,用指腹触摸观察确定豚鼠心脏的位置为搏动为剧烈处,通常在胸骨左缘;右手持注射器,左手在左侧固定心脏,在三四肋间进针以30度角向左上刺入2.5cm左右,边进针边回抽针管,可见血液借心脏搏动的力量进入注射器内;此时固定针管及心脏的位置,继续采血;采血完成后拔出针头,用干棉球按压住针头的位置;每次采血量可达4~5ml;5、豚鼠解剖将通过心脏采血处死后的豚鼠放至在鼠板上,仰卧位放置,充分暴露颈部、胸部和腹部;用酒精棉球将豚鼠腹部的皮肤消毒;用手术剪沿腹中线将豚鼠腹部和胸部的皮肤剪开,然后用手术剪将腹腔和胸腔剪开,仔细观察豚鼠腹腔和胸腔的各内脏器官;内部脏器观察：1肺：共七叶,右肺四叶,左肺三叶；2心脏：呈圆锥状,位于近胸骨端,心尖位于第六肋间;乳白色胸腺附于主动脉弓前部；3肝：紧邻隔下,呈暗红色,分四个主叶和四个小叶,可见一光亮的胆囊附着于肝下；4胃：分两部,贲门部和幽门部,胃容量约20-30g；5肠：分小肠和大肠;小肠包括回肠、空肠和十二指肠,大肠包括结肠、盲肠和直肠;盲肠特别发达,占腹腔容积的1/3,占体重的15%；6脾：脾斜卧在胃的左侧,呈深红色,长条扁平状；7胰：一端紧贴脾脏,一端邻近十二指肠,不规则状且呈粉红色；8肾：为黄豆大小,右肾比左肾位置稍高,肾脏前方有肾上腺米粒大小,每肾内侧各有一根输尿管,开口于膀胱背侧；9卵巢和子宫：在肾脏前方见肉色带有颗粒样突起的腺体为卵巢,两侧卵巢下方各连有一条输卵管,输卵管连接于下方子宫,两侧子宫结合形成“V”字形,经阴道开口于体外;6、家兔的抓取和固定自笼内取出时,用手抓住家兔颈部被毛与皮肤,另一手托住其臀部,将其中心承托在掌上;切忌强提兔耳或某一肢体;用兔盒将家兔的头部及四肢固定,使其头部无法向后缩即为固定成功;7、家兔的性别鉴定家兔的性别鉴定类似于豚鼠的性别鉴定;将家兔抓取后使其腹面朝上,用手按压家兔的会阴部,观察是否有阴茎出现即可判断雌雄;雄性家兔可观察到阴茎,雌性家兔可观察到会阴部;8、家兔耳缘静脉采血用兔盒固定家兔后,先拔去耳缘静脉注射部位的被毛,用手指轻弹兔耳使静脉充盈;或者用酒精棉擦拭耳缘静脉注射区使静脉充盈后,左手食指与中指夹住静脉的近心端,阻止静脉回流,用拇指和无名指固定耳缘静脉远心端,右手持5ml注射器从远端刺入,然后移动左手拇指固定针头,回抽注射器,若有血液进去注射器即为采血成功,继续缓慢采血;一次最多可采5ml;9、家兔灌胃给药兔灌胃系用导尿管配以一根粗的棉绳,用棉绳固定家兔开口,将导尿管从家兔牙齿外侧缓慢沿上颚插入食道;插入约导尿管的2/3的位置;回抽针管,观察到无气体进去针管后注射药物;灌胃完毕后先取出导尿管后松开棉绳;10、家兔麻醉以耳缘静脉采血的方式在耳缘静脉处进针,回抽针管后若有回血,则可将适量麻醉剂按10%水合氯醛4ml/kg的用量;将适量的麻醉剂注射入家兔体内,等待几分钟后观察家兔反应;若家兔全身瘫软几乎不动为麻醉成功;11、家兔处死空气栓塞法以耳缘静脉采血的方式在耳缘静脉处进针,向耳缘静脉中注入一定量的空气5ml即可,使之发生空气栓塞而致死;观察到注入空气的家兔挣扎了两下后瞳孔扩散;12、家兔解剖将通过空气栓塞法处死后的家兔放至在兔板上,仰卧位放置,充分暴露颈部、胸部和腹部;用水将家兔的胸腹部的被毛充分润湿;用手术剪沿腹中线将家兔腹部和胸部的皮肤剪开,然后用手术剪将腹腔和胸腔打开,仔细观察家兔腹腔和胸腔的各内脏器官;内部脏器观察：1肺：共七叶,右肺四叶,左肺三叶;胸腔中间有纵膈将胸腔分为左右两部,互不相通;2心脏：呈圆锥状,位于近胸骨端,由左心房、左心室、右心房、右心室组成;3肝：紧邻隔下,呈暗红色,可见一墨绿色的胆囊附着于肝下;4胃：分两部,贲门部和幽门部;5肠：分小肠和大肠,其总长度为体长的10倍;盲肠非常大,长约0.5米;在回肠和盲肠相接处膨大呈一个后壁,呈圆形,为圆小囊;6脾：脾斜卧在胃的左侧,呈深红色,长条扁平状;7胰：一端紧贴脾脏,一端邻近十二指肠,为分布零散而不规则状且呈粉红色,与脂肪相似但颜色不同;8肾：为扁豆大小,右肾比左肾位置稍高,肾脏前方有肾上腺米粒大小,每肾内侧各有一根输尿管,开口于膀胱背侧;9雄兔睾丸下降到阴囊,两侧阴囊为乳白色;实验四：孕鼠剖腹取胎、近交系小鼠皮肤移植及小鼠卵巢和睾丸切除手术技巧操作一、实验目的1、小鼠的睾丸及卵巢切除是目前实验动物手术操作中最基础的技巧,要求初步掌握手术操作的基本流程、术中的细节及了解术后护理；2、掌握尾尾直皮的操作方法；3、通过实际操作,了解通过剖腹取胎术得到幼鼠的基本原理、操作和用途；二、实验材料1、实验动物：试验用孕鼠、清洁级小鼠雌雄各一只；2、实验器械与试剂：鼠笼、鼠板、5ml注射器、眼科剪、弯头镊、10%水合氯醛、手术剪、干棉球、酒精棉球；三、实验内容1、小鼠的睾丸切除手术小鼠常规麻醉,采用俯仰卧位,置于固定台上;尿道口上5mm处脱毛,常规消毒;在腹白线左或右2-3mm处平行于腹白线开一个5-8mm手术口直达腹腔;进入腹腔可见包裹在睾丸周围的脂肪组织;将脂肪组织拉至腹腔,分离附睾并结扎相关血管,即可切除睾丸;将腹膜与肌层一起缝合,缝合皮肤;2、小鼠卵巢切除手术小鼠卵巢切除术多采用背部切口;小鼠常规麻醉,采用俯卧或侧卧位,置于固定台上,以肋下0.5cm,脊柱处1cm为中心剪除或拔出长毛,常规消毒,切口约0.5cm,切开皮肤,一边扩张一边钝性分离,用眼科镊夹住创口看到的肌层,在离脊柱肋下剪开腰肌,长约0.5切口,立即可见两侧包绕卵巢的脂肪组织及紧密相连的子宫角,用弯镊带环镊轻轻夹住脂肪组织将其拉出创口,在子宫角上部及下部的输卵管的部位做两个结扎,结扎后用环形镊或眼科剪切断子宫角,将卵巢摘除,检查有无出血,把脂肪组织推回腹腔内,将腹膜与肌层一起缝合,缝合皮肤;背部切口创伤小,直观,视野清楚,易操作,不需牵拉其它脏器,手术时间短;3、近交系小鼠皮肤移植实验尾尾植皮法是在一组近郊系内,将小鼠尾部的皮肤轮换移植到另外一个小鼠的尾部;此方法一个可以同时做几只,省时间;而且有自体移植,可以用于鉴别植皮的脱落是排斥反应,还是手术失败造成的;麻醉动物,用75%的酒精棉球,消毒动物的尾部以及手术者的双手,随后用左手食指与中指夹住小鼠尾根,拇指与无名指夹紧鼠尾的尖部;右手用手术刀在尾皮上割一块长约0.75cm长的尾皮,刀口深度应露出白色的健,但又不割坏血管;这样即提供了一块供体植皮,又得到一处受体植床;取下皮片后,将皮片手术刀从右手方向转到左手方向,这样皮片也就旋转了180度,使皮片上的毛与尾部的毛长向相反,然后用眼科镊将植皮镶嵌到异体的尾部植床上,用滤纸轻轻地来回按几下皮片,使其尽可能紧贴在上面,本次实验由于时间限制,不进行结果观察;4、孕鼠剖腹取胎实验1以颈椎脱臼法将孕鼠处死后,取仰卧位固定小鼠于动物固定板上,暴露腹部手术部位进行酒精消毒；注意处死动作要快,勿用力按压腹部,防止胎儿受损;2用剪刀沿腹中线剪开腹部皮肤、腹肌和腹膜,暴露子宫,用止血钳分别夹住子宫颈部和两侧卵巢韧带,剪断后取出子宫;取下子宫用盐水冲洗下,剪开子宫尽快将胎儿连胎盘一同取出;3用棉球擦拭幼鼠,轻轻按摩腹腔和腹部促使新生鼠开始呼吸,待新生鼠呼吸,血循环正常后,以止血钳扎断脐带;4本组孕鼠经剖腹产手术得到18只小鼠;新生小鼠体表无毛,皮肤红润,眼闭,胸前有一个深红色胎盘附于其上,体表略湿;。
试验动物的抓取固定方法
小鼠温顺，一般不会咬人，抓取时先用右 手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉， 在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠 的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中，把 后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿 即可。
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（二）大鼠（Rat )的抓取固定方法 大鼠的抓取基本同小鼠
常用于神经、循环和呼吸方面的实验。
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猪(Pig)
常应用于皮肤烧伤、肿瘤 学、免疫学、心血管及糖 尿病、遗传性和营养性疾 病、移植、外科手术等方 面的研究
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二、实验动物编号标记方法 常用的标记法有染色、耳缘剪孔、烙印、号牌等方 法。 1）染色法：给大、小鼠、豚鼠标记常用80~90%苦 味酸酒精饱和溶液或3.5~5%苦味酸溶液，其次为 0.5%中性红或碱性品红溶液；编号原则：先左后右， 从前到后。给兔、猫、狗标记常用2%硝酸银溶液， 其次为苦味酸溶液。
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2）烙印法：大、中型动物
3）针刺法：兔
4）挂牌法
5）穿耳孔法
6）断趾编号：小鼠 7）被毛剪号：大动物 8）笼子编号
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1
7
2
5
8
3
9 6
40Leabharlann 107020 50 80
30
60 90
图3-2-8小鼠背部的编号方法
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三、动物（性二别）的动辨物别性及别年的龄辨判别断 （一）大、小鼠的性别鉴定
雄
雌
图3-2-7 小鼠性别的特征
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（二）兔的性别鉴定
Female slit：切开，缝
vulva：外阴
Flanked：两侧
Male Genital：生殖器
试验动物保定方法
一、实验动物的捉拿、固定及给药方法1.小白鼠：右手抓住鼠尾，放在台上或鼠笼盖铁丝网下，然后用左手拇指沿其背部向前抓住其颈部皮肤，并以左手的小指和掌部夹住其尾固定在手上。
另一抓法是只用左手，先用食指和拇指抓住小鼠尾尖，后用手掌及小指夹住其尾巴，再以拇指及食指捉住其颈部皮肤。
前一方法易学，另一方法稍难，但便于快速捉拿给药。
小鼠灌胃（PO）法：将小鼠固定后，右手持装有灌胃器的注射器，自口角外插入口腔，沿上颚插入食道。
如遇阻力，可将注射器拔出再插，以免穿破食道或误入气管，造成动物死亡。
灌胃容量一般为0.1～0.2ml/10g，不超过0.5ml/只。
小鼠皮下注射法：两人合作，一人一手抓住小白鼠头部皮肤，另一手抓住鼠尾。
另一人注射药物。
注射部位在背部皮下组织。
如一人操作时，左手抓鼠尾，让鼠爬在铁丝笼上，右手将抽好药液的注射器针头插入背部皮下组织。
如一人操作时，左手抓鼠尾，让鼠爬在铁丝笼上，右手将抽好的药液的注射器针头插入背部皮下将药注入。
注射量不超过0.5ml/只。
小鼠腹腔注射法：左手持鼠，右手持注射器从下腹左或右侧（避开膀胱）朝头部方向刺入，宜先刺入皮下，经2～3mm再刺入腹腔，此时针头与腹壁的角度约45度。
针尖插入不宜太深或太近上腹部，避免刺破内脏，注射量一般为0.1～0.25ml/只。
小鼠尾静脉注射法：将小鼠置于固定器内，使其尾巴露出，用70%酒精擦尾部，或将鼠尾浸入50℃热水中。
待尾部静脉扩张后，左手拉尾，右手进针。
注射容量不超过0.5ml/只。
2.兔：用手抓起它脊背近后颈处皮肤，抓的面积越大其持重点越分散。
如家兔肥大，应再以另一手托住它的臀部，将持重点承托于手上。
将兔作仰卧位，一手仍抓住颈部皮肤，另一手顺其腹部抚摸至膝关节，压住关节。
另一人用绳带捆绑四肢，使兔腹部向上，固定在兔手术台上。
头部则用兔头固定夹固定。
兔灌胃法：二人合作，一人固定家兔于两膝之间，一手固定兔头，使头部后仰，另一手将开口器插入兔口，并向后翻转数次，使兔舌伸直并压在开口器下面。