动物实验方法总结：组织研磨管的使用方法 临床样本或动物取材注意事项 动物模型
第八章动物实验基本操作方法
常用实验动物全身麻醉药用法及剂量
药品 戊巴比妥钠
动物
给药
途径
犬、猫、兔 iv
ip
豚鼠
ip
大鼠、小鼠 Ip
剂量 浓度
（mg/kg） (%)
30
3
40~50 3
40~50 2
45
2
用药量
(mL/kg)
1.0 1.4~1.7 2.0~2.5 2.3
麻醉时间
2~4h
犬、猫、兔 ip、iv 750~1000 25
2.耳缘剪孔 法
3.烙印法
4.挂牌法
第八章动物实醉
第八章动物实验基本操作方法
一、全身麻醉方法
（一）麻醉前的准备
在实施全身麻醉时，应注意以下几个问题： ①猫、犬、猪或非人灵长类大动物禁食10～12h，不能少于 8h。家兔或啮齿类动物无呕吐反射，术前无须禁食。被手术 的动物在麻醉前可给予一定量饮水。 ②麻醉前不能使用泻剂。因为泻剂可导致血液的碱储降低， 从而增加血液和组织的酸度，在麻醉和失血情况下，易发生 酸中毒，并能降低损伤组织的抗感染能力。 ③麻醉后的动物必须保持气道的通畅和组织(眼球、舌、肠等 器官)的营养。 ④犬做长时间实验前1h应灌肠排除积粪。 ⑤应检查麻醉剂质量、数量是否满足要求，麻醉固定器具是 否有破损(漏气或堵塞)，有关麻醉中毒急救品和器材是否准备 齐妥，以应急需。
氨基甲酸乙酯 （乌拉坦）
豚鼠 大鼠、小鼠
Im im
1350 1350
20 20
硫喷妥钠
氯仿 乙醚
犬、猫、兔 iv、ip 25~50
2
大鼠
iv、ip 50~100 1
各种动物
吸入
第八章动物实验基本操作方法
动物实验技术实验报告
动物实验技术实验报告引言动物实验技术是现代生物科学研究中不可或缺的一项重要工具。
通过对动物进行实验，科学家能够深入研究生物体的结构、功能和行为，并为人类提供更好的医疗保健、药物开发和环境保护等方面提供有效的数据和信息。
本实验报告旨在介绍动物实验技术的步骤和操作流程。
实验设备和材料•实验动物：小鼠•实验设备：动物饲养箱、药物注射器、手套、洁净工作台、实验记录表等•实验材料：药物样品、注射液、麻醉剂、食物和水等步骤一：动物饲养与适应1.准备动物饲养箱，确保其干净和适宜的温度、湿度。
2.将实验动物（小鼠）放入饲养箱中，并提供充足的食物和水。
3.让动物适应新环境，通常需要数天至数周的时间。
步骤二：麻醉和镇痛1.在开始任何实验之前，必须先麻醉动物，以减少痛苦和不适。
2.根据实验的需要选择合适的麻醉剂，并按照剂量要求将其注射到动物体内。
3.注射后，观察动物是否完全麻醉，确保其不会感受到疼痛。
步骤三：实验操作1.在洁净的工作台上进行实验前的准备工作，如准备所需的药物样品、注射液等。
2.根据实验设计和目的，选择合适的操作方法和技术。
3.小心地进行实验操作，确保准确和稳定。
4.记录实验过程中的数据和观察结果。
步骤四：实验结束和动物后续处理1.实验完成后，停止对动物的任何操作，并将其从饲养箱中取出。
2.给予动物足够的恢复时间，以确保其健康和幸福。
3.根据实验的需要，可能需要对动物进行进一步的后续处理，如取样、解剖等。
结论动物实验技术在现代生物科学研究中发挥着重要的作用。
通过正确和谨慎地进行动物实验，科学家们能够获取有关生物体的宝贵数据和信息，为人类的健康和环境保护做出贡献。
然而，在进行动物实验时，我们应该始终关注动物的福利和伦理问题，并尽可能采取措施减少动物的痛苦和不适。
家兔基础实验操作及注意事项总结
基本技能操作经验总结（一）家兔的给药、基本手术及相关仪器的初步使用1.家兔的捉拿【实验方法】先轻轻打开笼门，勿使其受惊，随后手伸入笼内，从头前阻拦其跑动，一只手迅速抓住兔的颈背部的皮毛，慢慢提起家兔，然后用另一只手轻轻托住臀部，尽量使兔处在舒适、放松的状态。
【注意事项】避免抓住耳朵提拿家兔，这样不但会损伤家兔的耳朵，而且易引起家兔的紧张并激起挣扎和反抗。
抓取动物时手法不当，动作过激导致家兔惊吓，产生强烈挣扎而长时间处于激动状态，大脑皮层细胞兴奋阈值增加，肾上腺素的释放，大脑中枢电位频率增高，大脑皮层运动区过度兴奋，导致麻醉效果不佳。
2.家兔的称重与放置【实验方法】兔笼放置在电子秤上，去皮。
将兔子脖子卡住兔笼头端的凹槽，盖上兔笼盖，使兔子呈趴伏状，记录数据。
压住兔笼盖和后座，将兔笼转移到操作台准备实验。
【注意事项】兔笼重量提前去皮；尽量避免头尾不对应；时刻注意压住兔笼盖，避免转移途中兔子挣脱。
3.耳缘静脉麻醉【实验方法】穿刺前准备工作：穿刺前应拔除待穿刺血管部位的兔毛，轻柔或以手指轻弹待穿刺的血管使其充血扩张，或用酒精棉球涂擦待穿刺的血管使血管扩张。
穿刺手法：左手食指和中指夹住静脉的近端，拇指绷紧静脉的远端，无名指及小指垫在下面，右手持头皮针尽量从静脉的远端刺入。
若回抽注射器有暗红色血液流出或注射时若无阻力、无隆起现象，说明针头在血管内。
移动拇指于针头上以固定针头，放开食指和中指，将药液缓慢注入，然后拔出针头，用手压迫针眼片刻。
注：本实验所用麻醉药——乌拉坦用药剂量为1000 mg/Kg。
【注意事项】1. 进针部位宜选择在耳缘静脉远心端的血管段，若穿刺失败，可向近心端前移一段再进行穿刺；2.可利用酒精棉球擦拭使耳缘静脉血管扩张，便于操作；3.静脉注射必须缓慢（大概每分钟推送5ml ），同时观察家兔肌肉紧张、角膜反射和对皮肤夹捏的反应，当这些活动明显减弱或消失时，应立即停止注射。
在注射麻醉药物时，可先用麻醉药物总量的三分之二，密切观察动物生命体征的变化，若已达到预计麻醉效果剩余药液可暂不注射，以避免麻醉过深抑制呼吸中枢导致动物死亡；4.实验动物的固定【实验方法】将动物麻醉后，仰卧位固定于手术台上，颈部伸直，口腔与气管成一直线，保持气管畅通。
动物实验常见操作技术
动物实验常见操作技术动物实验是科学研究中常用的一种手段，通过对动物进行各种操作和处理，获得与人类相关的科学数据和知识。
以下是动物实验中常见的操作技术。
一、麻醉和镇痛技术动物实验中会应用麻醉药物使动物失去感觉和意识，以减少动物在实验过程中的痛苦和压力。
常用的麻醉技术包括静脉麻醉、吸入麻醉和局部麻醉。
镇痛技术用于减轻术后疼痛，常采用各种药物如阿片类和非甾体抗炎药等。
二、手术技术手术技术是动物实验中常见的一项操作技术，用于在动物体内插入仪器、移除组织样本、修复组织或器官的损伤等。
常见的手术技术包括卵巢切除术、肝脏切片术、心脏手术等。
三、体内采样技术体内采样技术是从动物体内获取生物样本的一种方法，用于分析动物的生理和生化指标。
常见的体内采样技术包括血液采样、尿液采样、肠道内容物采样等。
四、药物给药技术药物给药技术是将药物通过各种途径输入动物体内，以研究药物的药代动力学和药效学等。
常见的给药途径包括静脉注射、腹腔注射、皮下注射等。
五、环境控制技术环境控制技术用于控制实验动物的环境条件，以确保实验结果的准确性和可靠性。
常见的环境控制技术包括温度控制、湿度控制、光照控制等。
六、行为测定技术行为测定技术用于评估动物的行为特征和认知功能，常用于研究动物的学习记忆、情绪行为等。
常见的行为测定技术包括开放田间测试、旋转杆测定、挖洞测试等。
七、分子生物学技术分子生物学技术用于研究动物的基因表达、DNA/RNA的分离和测定等。
常用的分子生物学技术包括PCR技术、凝胶电泳技术、蛋白质电泳技术等。
八、影像学技术影像学技术用于研究动物的器官结构、功能和病理变化等。
常见的影像学技术包括X线摄影技术、CT扫描、MRI等。
九、细胞培养技术细胞培养技术用于研究动物的细胞生长、增殖和代谢等。
常用的细胞培养技术包括离心培养、悬浮培养、共培养等。
以上列举了动物实验中常见的操作技术，不同实验目的和研究领域需要选用不同的操作技术，以获得准确和可靠的实验结果。
动物实验的基本操作方法
（一）皮下注射 （二）皮内注射 （三）肌肉注射 （四）腹腔注射 （五）静脉注射 （六）淋巴囊注射 （七）经口给药 （八）其它途径给药
如呼吸道给药、皮肤给药、脊髓腔内给药、小脑延 髓池给药、脑内给药、直肠内给药、关节腔内给药等。
六、实验动物的Байду номын сангаас醉
（一）常用的麻醉剂 1、挥发性麻醉剂；2、非挥发性麻醉剂； 3、中药麻醉剂。
（五）兔的抓取固定方法
1、抓取：一般以右手抓住兔颈部的毛皮提起，然后左手托其 臀部或腹部，让其体重重量的大部分集中在左手上。
2、 固定：一般将家兔的固定分为盒式、台式和马蹄形三种。 盒式固定，适用于兔耳采血、耳血管注射等情况；若做血压
测量、呼吸等实验和手术时，则需将兔固定在兔台上;马蹄形 固定多用于腰背部，用马蹄形固定器可使兔取用背卧位和腹卧 位，所以是研究中常采用的固定方法。
（二）动物的麻醉方法 1、全身麻醉 （1）吸入法；（2）腹腔和静脉给药麻醉法 2、局部麻醉 3、麻醉注意事项 （1）静脉注射必须缓慢 （2）麻醉时需注意保温
七、实验动物采血方法
（一）小鼠、大鼠采血法 1、割（剪）尾采血 2、鼠尾刺血法 3、眼眶静脉丛采血 4、断头取血 5、心脏采血 6、颈动静脉采血 7、腹主动脉采血 8、股动（静）脉采血
（一）小鼠抓取固定方法 小鼠温顺，一般不会咬人，抓取时先用右手抓取鼠尾提
起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇 指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中， 把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可。
尾静脉注射时，可用小鼠尾静脉注射架固定，先根据动物 大小选择好合适的固定架，并打开鼠筒盖，手提鼠尾巴，让动 物头对准鼠筒口并送入筒内，调节鼠筒长短合适后，露出尾巴，
动物实验的基本操作方法
动物实验的基本操作方法动物实验是一种科学研究方法，用于研究动物的生理、病理、行为和药理等方面的问题。
在进行动物实验时，必须严格遵守相应的伦理和法律规定，并采取一系列操作措施保证动物的福利和安全。
下面将介绍一些动物实验的基本操作方法。
1.动物选材：选择合适的动物品种和个体，以确保实验结果的准确性和可重复性。
根据实验目的和动物特征，选择合适的动物模型，如小鼠、大鼠、家兔、猪等。
2.动物饲养：为动物提供适宜的饮食、住所和环境条件，确保动物的生理和行为需要得到满足。
饲养动物的场所需要保持清洁、干燥和温度适宜。
饲养员需要定期检查和维护饲养设施，确保良好的饲养条件。
3.动物标记：在实验开始前，通常需要为动物进行标记，以便对个体进行识别和追踪。
常见的标记方法包括使用耳标、颈环、脚环等。
标记方法应该选择无害和可靠的方式，以避免对动物造成不必要的伤害或不适。
4.麻醉和麻醉恢复：在一些实验操作中，需要给动物进行麻醉，以减轻或消除动物可能遭受的疼痛和不适。
麻醉方法应根据动物品种和体重选择合适的药物和剂量，并在麻醉过程中密切观察动物的麻醉深度和生命体征。
在实验结束后，需要给动物提供适当的护理和监测，以保证动物能够恢复到正常的生理状态。
5.动物取样：在一些实验中，需要从动物身体中取样，如血液、组织、尿液等，以进行后续的分析和检测。
在进行取样操作时，需要注意采用无菌操作技术，并控制好取样的时间和方法，以减少对动物的伤害和痛苦。
6.实验控制组：为了保证实验的可靠性和可重复性，通常需要设置实验对照组。
对照组和实验组之间应尽量保持一致的环境和操作条件。
同时，需要收集和记录相关的数据和信息，以便后续的数据分析和结论的推断。
7.实验设计和随机分组：在进行动物实验时，应采用合适的实验设计和统计分析方法，以尽量降低误差和偏差。
实验分组应进行随机分配，以保证所研究的因素对实验组和对照组的影响是均匀的。
8.数据分析和结果解释：在完成实验后，需要对实验数据进行统计分析和结果解释。
动物实验的基本技术操作方法
动物实验的基本技术操作方法动物实验是一种科学研究的重要手段，也是科学发展和医学进步的必要步骤之一、在进行动物实验时，研究人员需要掌握一系列基本的技术操作方法。
下面将介绍几种常见的动物实验技术操作方法。
1.动物麻醉操作：动物麻醉是进行动物实验的前提条件，可以减少动物的痛苦和压力，保证实验结果的可靠性。
常用的麻醉方法包括静脉麻醉、吸入麻醉和局部麻醉。
研究人员需要掌握药物的剂量、给药途径和监测动物麻醉深度的方法。
2.动物手术技术：在进行一些复杂的实验时，需要进行动物手术操作。
手术技术操作包括皮肤消毒、手术切口、血管或器官的外露和缝合等。
研究人员需要掌握无菌操作的技巧和手术操作的规范，以确保手术的成功和动物的生存率。
3.器械使用和数据记录：在动物实验中，研究人员需要掌握各种生物学实验仪器的使用方法，如离心机、显微镜、血液分析仪等。
同时，需要准确记录实验过程中的数据，包括动物身体指标、实验参数和操作步骤等。
4.体内注射技术：动物实验中常用的一项技术是体内注射，包括静脉注射、皮下注射和腹腔注射等。
研究人员需要掌握注射针头的选择、皮肤局部麻醉的方法和注射位置的确定等。
5.血液采集技术：在一些实验中需要进行动物的血液采集，以获取血液样本进行化验或分析。
血液采集技术包括尾脉、静脉和心脏穿刺等。
研究人员需要掌握相应的采血器具的使用方法，以及合理的采血量和采血速度。
6.器官取材和组织处理技术：在一些器官相关的实验中，需要对动物进行器官取材和组织处理。
器官取材技术包括猝死动物器官取材和活体器官取材。
组织处理技术包括固定处理、包埋和切片等。
研究人员需要掌握无菌操作技术和组织处理的标准流程，以获得有效的实验结果。
7.动物分组和饲养技术：在进行动物实验前，需要对动物进行分组和饲养。
分组技术包括随机分组和对照组的设计等。
饲养技术包括提供适宜的饲料和水源、维持良好的生活环境等。
研究人员需要了解动物的生理特点和各种实验动物的饲养要求，以保证动物的健康状态和实验的可靠性。
实验室动物模型制备注意事项
自我给药训练程序1、静脉插管手术大鼠经2%戊巴比妥钠（腹腔给药）麻醉，将静脉插管置于右侧颈静脉，插管尖端位于右心房开口处。
静脉插管固定后经皮下穿过耳后置于颅骨上方，与静脉自我给药套管相连，用牙科水泥固定于颅骨上，水泥凝固后手术完毕。
术后当天静脉给于0.2%的肝素钠0.25ml/只抗凝。
将大鼠单笼饲养，术后大鼠体重恢复至手术前即可进行实验。
每天静脉注射青霉素20万单位/只以防止静脉给药套管堵塞或发生感染。
2、自我给药训练大鼠进行10天的自我给药训练，每天3小时，每小时之间暂停5分钟。
训练在大鼠的夜间周期进行。
训练采用FR1强化程序，每次给药之间有40秒的不应期，每次给药伴随有5秒的声音及灯光线索。
每个训练期以笼灯开启为信号，动物触碰有效鼻触后笼灯关闭，不应期结束后笼灯再次开启。
为防止动物给药过量发生死亡，每小时给药次数被限制在一定次数。
3、消退训练根据不同的点燃方式选择相应的消退程序。
在由给药相关线索点燃的消退训练过程中，笼灯关闭，动物触碰有效或无效鼻触均不引起给药或条件相关线索（灯光－声音）或者药物。
动物进行消退训练直至触碰有效鼻触的次数降低到基线值的20％以下（基线值为自我给药训练最后3天的均值），且维持至少2天。
在由药物本身点燃的消退训练过程中，笼灯开启，动物触碰有效或无效鼻触均不引起给药，但是伴有与自我给药训练期间相同的条件相关线索（灯光－声音）。
动物进行消退训练直至触碰有效鼻触的次数降低到基线值的20％以下（基线值为自我给药训练最后3天的均值），且维持至少2天。
4、复燃测试点燃方式可分为训练期间给药伴随相关线索点燃与药物本身点燃。
当动物的觅药行为消退至达到上述标准后，对动物进行给药相关线索复燃测试时，除了触碰有效鼻触不引起给药外，测试时的条件与训练期间相同，测试时间为30分钟，并由电脑同步记录测试期间动物触碰有效或无效鼻触的次数。
对动物进行药物本身的复燃测试时，根据药物的起效时间，选择恰当的给药途径提前给与点燃剂量的药物。
动物实验操作注意事项
动物实验操作注意事项一、引言动物实验在科学研究中扮演着重要的角色，但同时也引发了伦理和道德上的争议。
为了确保实验的准确性和有效性，同时保护动物福利，实验操作时需要遵循一系列的注意事项。
本文将探讨动物实验操作的注意事项，并分点列出具体内容。
二、伦理审查和合规性1. 在进行任何动物实验之前，务必进行伦理审查并获得合适的许可。
这是确保实验的合规性和道德性的重要步骤。
2. 尊重动物权益并确保动物实验符合伦理原则，不得造成动物不必要的痛苦和困扰。
三、动物选择1. 选择最适合的动物模型是确保实验结果可靠性的关键。
研究人员应该根据研究目的和实验需求，合理选择适当的动物种类、年龄和性别。
2. 动物选择时，应优先考虑使用较低级别的生物。
四、实验环境与操作1. 动物实验的环境应提供充足的生活空间和必要的设施，以确保动物的福祉和实验结果的可靠性。
这包括合适的温度、湿度和光照条件，以及清洁和安全的饲养和实验环境。
2. 实验操作前，必须对实验设备和器具进行消毒和清洁，以避免交叉感染。
3. 实验操作中，操作人员需穿着干净的实验服，并保持身体的卫生和清洁。
五、实验过程与监控1. 实验过程中，操作人员应严格按照实验操作程序进行，并记录实验步骤和结果以及动物的生理状况，以确保实验的可再现性和数据的准确性。
2. 实验过程中，必须随时监控动物的生理反应和行为，并根据需要调整实验操作。
六、疼痛与苦恼管理1. 在动物实验中，有效的疼痛和苦恼管理至关重要。
操作人员应根据检验结果和动物的行为进行判断，及时采取措施减轻动物的痛苦和苦恼。
2. 需要合理使用麻醉剂、止痛药物和镇静剂等，但要确保其使用符合规定，并遵循正确的剂量和途径。
七、实验完成与后续处理1. 实验完成后，应对动物进行适当的处理，包括安乐死、麻醉解剖、无害化处理等，都需要按照相应的伦理和法律规定进行。
2. 实验数据和样本的处理应遵循科学方法和保密原则，注意数据的安全性和保护动物隐私。
实验动物取材实验报告
一、实验目的1. 掌握实验动物取材的方法和技巧。
2. 熟悉实验动物解剖的基本操作。
3. 了解实验动物取材的注意事项。
二、实验原理实验动物取材是生物学、医学等科研领域的重要实验手段。
通过对实验动物进行解剖，获取所需组织、器官或细胞等，用于研究生物体的生理、生化、病理等特性。
实验动物取材要求操作规范、熟练，以保证实验结果的准确性和可靠性。
三、实验材料1. 实验动物：小白鼠、豚鼠等。
2. 实验器材：解剖盘、剪刀、镊子、解剖针、解剖剪、解剖刀、玻璃器皿、酒精、生理盐水、注射器等。
3. 实验试剂：福尔马林、石蜡、石蜡切片机、显微镜等。
四、实验步骤1. 准备工作（1）将实验动物置于解剖盘中，用酒精消毒。
（2）用注射器注入适量的生理盐水，使实验动物全身松弛。
（3）用剪刀剪开实验动物的皮肤，暴露肌肉、血管和内脏。
2. 解剖操作（1）用解剖剪剪开实验动物的腹部，暴露内脏。
（2）用解剖刀分离肝脏、肾脏、心脏等器官。
（3）用解剖针分离血管，获取血液。
（4）用剪刀剪开实验动物的头部，暴露大脑、脊髓等器官。
3. 组织处理（1）将获取的组织放入福尔马林溶液中固定。
（2）将固定后的组织进行脱水、透明、浸蜡、包埋等处理。
（3）将包埋好的组织进行切片。
4. 显微镜观察（1）将切片置于显微镜下观察。
（2）观察组织结构、细胞形态等。
五、实验结果与分析1. 实验结果通过本次实验，成功获取了实验动物的内脏、血液、大脑、脊髓等组织，并进行了切片处理。
2. 结果分析（1）实验操作规范，保证了实验结果的准确性。
（2）实验动物取材过程中，注意了实验动物的生理状态，避免了实验动物的痛苦。
（3）实验过程中，注意了实验器材的消毒和保养，保证了实验的顺利进行。
六、实验讨论1. 实验动物取材是实验研究的重要环节，操作规范、熟练至关重要。
2. 实验过程中，应关注实验动物的生理状态，尽量减少实验动物的痛苦。
3. 实验动物取材后，应及时进行组织处理，以保证实验结果的准确性。
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组织研磨管的使用方法
1.作用：只适用于蛋白提取、RNA提取、基因组DNA提取时的组
织裂解，不做他用；
2.组织研磨管：容量为1.5ml, 里面已经提前放置了研磨珠（有时也
不放置），研磨液（Trizol或RIPA裂解液，有时也不放置）一般在取回后才加入，如果已经加入了研磨液，请离心后才拧开管盖，以免研磨液溢出，对皮肤造成伤害，所以操作时，要小心注意！
3.组织：把收取的组织分切，用生理盐水或PBS缓冲液把分切的组
织上的血液漂洗干净，然后用医用纱布或滤纸把组织表面的水分吸干，然后放入研磨管（组织体积大小为1颗绿豆至2颗黄豆，根据实际情况决定）中，然后把放入的组织尽量剪碎；
4.存放：上述过程应尽量在最短的时间内操作完毕，立即用液氮冻
结，然后置于液氮或-80℃保存；
5.操作事项：操作时间尽可能短，做好一个，立马放置一个；
实验方法总结（3）：动物模型部分
1、研究肿瘤细胞增殖 (2)
2、研究肿瘤细胞转移 (3)
2.1. 体外(浸润模型) (3)
2.2. 体内(转移模型) (3)
3、研究肿瘤细胞耐药 (5)
3.1. 耐药细胞株的建立 (5)
3.2. 裸鼠移植瘤耐药模型的建立 (6)
从肿瘤起源分，肿瘤动物模型的分类如下：
从研究目的来分，可以从增殖、转移、耐药三个角度来分析：
1、研究肿瘤细胞增殖
细胞准备：GeneA敲减慢病毒感染细胞扩增至需要的细胞量。
分为：空白对照组、阴性对照组、实验组。
取Balb/c裸鼠，雄性，6周龄，每组10只，适应一周后进行肿瘤细胞注射。
XXX细胞消化离心后制成单细胞悬液，计数后取适量的细胞用PBS悬浮，在Balb/c裸鼠侧腹部皮下接种。
每只接种2×106个细胞，注射体积为100 μL。
此后，每隔5天测量注射部位肿瘤的体积。
30天后裸鼠小鼠腹腔注射80 mg/kg 戊巴比妥钠，小鼠麻醉后置蓝色背景布上拍照（侧卧位，接种部位朝上），小鼠颈椎脱臼处死，取出肿瘤称重，将肿瘤置蓝色背景布上拍照，肿瘤一分为二，一份4%多聚甲醛固定，待后续病理分析，一份-80℃冻存。
2、研究肿瘤细胞转移
肿瘤转移的模型包括两大类：体外(浸润模型)和体内(转移模型)。
体外(浸润模型)：了解肿瘤细胞对周围相连组织的侵润性。
体内模型主要研究肿瘤细胞的转移性即肿瘤细胞在远端组织形成病灶的能力。
2.1. 体外(浸润模型)
例：浸润型脑胶质瘤动物模型的建立
方法：取若干只Balb/c免疫缺陷裸鼠，将分离和鉴定并转染携带绿色荧光蛋白的脑胶质瘤干细胞立体定向法行小鼠颅内接种，每组10只。
小鼠麻醉后头部正中切口，剥离骨膜后钻孔(坐标是冠状缝后0.5 cm，矢状缝右侧2.5 cm) 。
取2 μL胶质瘤干细胞以1×104 cells /只小鼠的剂量，经微量注射器缓慢注射入鼠脑纹状体内(深度是2.5 ～3 mm) 。
在确定的时间点处死一部分动物进行荧光( 立体荧光显微镜下) 病理证实和比较，同时检查脑胶质瘤干细胞的体内生长特征以及干细胞标志物等。
2.2. 体内(转移模型)。