肝缺血动物模型具体步骤及说明
慢性肝病常用动物模型及建模方案
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大动物下肢缺血造模方法(一)
大动物下肢缺血造模方法(一)大动物下肢缺血造模介绍•大动物下肢缺血造模是一种常见的实验方法，用于研究下肢缺血引起的疾病和治疗方法。
本文将详细介绍几种常见的大动物下肢缺血造模方法。
方法一：动脉阻塞法1.麻醉动物，将其置于手术台上。
2.通过手术切口暴露出动脉，并将其用细丝线进行阻塞。
3.监测下肢血流情况，确保成功造成缺血状况。
方法二：介入治疗法1.通过血管造影技术，确定缺血部位和程度。
2.在缺血区域内插入血管内支架或球囊进行扩张。
3.监测下肢血流恢复情况，评估治疗效果。
方法三：全肢缺血法1.麻醉动物，将其置于手术台上。
2.通过手术切口，将所有供血动脉全部阻塞。
3.监测下肢血流情况，观察血流恢复过程。
方法四：动脉结扎法1.麻醉动物，将其置于手术台上。
2.通过手术切口，暴露出需要结扎的动脉。
3.使用细线或血管夹将动脉结扎，造成缺血状况。
4.监测下肢血流情况，观察病理变化。
方法五：人工血管植入法1.麻醉动物，将其置于手术台上。
2.通过手术切口，将人工血管植入到下肢供血动脉。
3.根据需要，可以选择部分或全部血管进行植入。
4.监测下肢血流恢复情况，评估植入效果。
结论•大动物下肢缺血造模是研究下肢缺血相关疾病和治疗方法的重要工具。
根据实验需求和具体情况，可以选择适合的造模方法进行研究。
但需要注意的是，在进行大动物实验时，应严格遵守伦理规定，保护动物福利。
以上就是几种常见的大动物下肢缺血造模方法，希望能对相关研究人员提供参考。
方法一：动脉阻塞法1.麻醉动物，将其置于手术台上。
2.通过手术切口暴露出动脉，并将其用细丝线进行阻塞。
可选择结扎动脉或使用血管夹固定。
3.确保阻塞后动脉无血流通过，导致下肢缺血。
方法二：介入治疗法1.通过血管造影技术，确定缺血部位和程度。
2.在缺血区域内插入血管内支架或球囊进行扩张，重新建立血流通路。
3.监测下肢血流恢复情况，评估治疗效果。
方法三：全肢缺血法1.麻醉动物，将其置于手术台上。
2.通过手术切口，将所有供血动脉全部阻塞，如结扎主要动脉。
心肌缺血动物模型制备方法
心肌缺血动物模型制备方法心肌缺血动物模型是研究心血管疾病，如心肌梗死、心绞痛等的常用方法。
本文将介绍制备心肌缺血动物模型的具体步骤。
材料与仪器1. 大鼠或小鼠2. 氧气和二氧化碳混合气体3. 麻醉仪4. 灭菌扫描仪5. 心电图仪6. 鼠标心脏解剖仪7. 组织染色和电镜检查仪8. 淬灭钳和缝合针9. 氧气麻醉设备10. 细胞色素标记试剂盒方法1. 麻醉动物：选择体重在200-300g的大鼠或小鼠，放入麻醉仪中，将氧气和二氧化碳混合气体注入到呼吸气道，使动物处于深度麻醉状态。
2. 在鼠胸部上方剃毛并用消毒酒精擦拭，再使用灭菌扫描仪对鼠胸部进行消毒处理。
3. 开始进行手术：使用淬灭钳，穿刺胸骨左侧的第三根肋骨，插入心包中，直到感觉到心脏跳动。
4. 使用鼠标心脏解剖仪，在心脏上滑动，找到左前降支冠状动脉并用缝合针把它们包扎。
包扎的宽度应约为1毫米。
5. 撤回钳子，使心脏恢复跳动，观察心电图，以确认心肌缺血已有效制备。
6. 等待适当的时间进行操作，最好在10-30分钟内制备完毕心肌缺血。
7. 消毒手术部位，关闭氧气和二氧化碳混合气体，将动物放回代表室，进行观察。
8. 24小时后，给予动物一次肟酸钾（16mg/kg）注射治疗。
分析心肌缺血动物模型制备完成后，需要进行心脏和组织染色检查，以及电镜检查。
在实验中，可以使用细胞色素标记试剂盒来检测细胞色素C的排放情况，以评估心肌细胞受损程度。
另外，观察动物濒临死亡时的行为变化，可以对模型的制备成立发挥较为重要的作用。
使用心肌缺血动物模型，以生成动物模型来模拟心肌缺血的病理过程，进行心血管系统方面的研究，对制定相应治疗措施有重要意义。
肝损伤动物模型构建技术原理
肝损伤动物模型构建技术原理肝损伤主要指肝实质细胞的功能损伤或坏死。
临床肝损伤主要由饮酒、食物中毒、药物毒性、病毒性肝炎、脂肪肝、肝硬化及胆汁淤积症等引起。
严重的急性肝损伤可发展为肝衰竭，危及生命；慢性肝损伤则可能向肝硬化、肝癌的终末期发展。
而肝损伤小鼠模型模型可以用于肝损伤-修复、肝再生机理性研究，也可用于保肝、治疗肝损伤药物的筛选、评价，因此肝损伤小鼠模型的研究意义重大。
1、常见研究方法：通过化学物质（如 CCl4、D-氨基半乳糖、黄曲霉毒素等）诱导或者肝血管、胆管结扎手术等理化方法可以引起动物肝脏损伤。
但化学物质诱导是比较剧烈和不可逆的，不能模拟临床更多见的非化学肝毒性因素的肝损伤的病理状态和机制。
通过遗传性的生物学方法造成肝损伤模型可以克服这个问题，并可获得大量特性均一的动物模型。
2、模型研究：研究发现，小鼠肝脏特异性过表达尿激酶型纤溶酶原激活蛋白（urokinase-type plasminogen activator，uPA）可引起肝细胞坏死，即 uPA 转基因小鼠可以作为肝损伤模型。
但是 uPA 转基因鼠的缺点是死亡率高，难于繁殖。
基于此，北京维通达利用基因工程方法开发了可调控的更接近生理性条件的肝损伤模型 Tet-uPA 转基因小鼠。
这种小鼠转入了两个基因片段，Alb-rtTA 和 TRE-uPA，构成在肝细胞内特异表达的 T et-On 系统调控的 uPA 转基因结构。
T et-uPA 小鼠在不诱导的情况下是完全健康状态，可以正常繁殖；当用四环素类药物 Dox 诱导时，uPA 在肝细胞内表达，引起肝损伤。
既可以用高剂量Dox 诱导产生急性肝损伤甚至肝衰竭的表型，也可以用较低剂量持续诱导成为慢性肝损伤模型。
因而Tet-uPA 小鼠是肝损伤机理研究和保肝药物药效评价的理想模型[1]。
同样是经基因操作敲除Fah 基因的小鼠也是一种肝损伤模型。
小鼠肝脏部分缺血再灌注损伤模型的建立
中华消化外科杂志 ２０１３年 ９月第 １２卷第 ９期 ＣｈｉｎＮｏ．９
·７０３·
·论著·
小鼠肝脏部分缺血再灌注损伤模型的建立
麻勇 汪大伟 刘连新 王建奇 王继洲 潘华洋 潘尚哈 姜洪池
【摘要】 目的 建立小鼠肝脏部分缺血再灌注损伤模型并分析损伤评估指标的变化趋势。方法 采 用 ９６只 ７～８周龄的纯系 Ｃ５７ＢＬ／６雄性小鼠作为研究对象，建立 ７０％肝脏缺血再灌注损伤模型。按照缺 血时间将小鼠分为假手术组和缺血 ３０、６０、９０ｍｉｎ组，每组 ２４只。各组小鼠分别于再灌注后 ６、１２、２４和 ４８ｈ处死。通过检测血清 ＡＬＴ、ＡＳＴ、ＴＮＦα、ＩＬ６和巨噬细胞炎性蛋白２（ＭＩＰ２）水平以及病理组织学评 分、细胞凋亡指数等方法评估各组小鼠肝组织的损伤情况。两独立样本比较采用 ｔ检验。结果 术后 ８８只小鼠存活，８只死亡，造模成功率为 ９１．７％（８８／９６）。假手术组、缺血 ３０、６０、９０ｍｉｎ组 ＡＬＴ水平分别 为（３５±２４）Ｕ／Ｌ、（１７０３±４４２）Ｕ／Ｌ、（５１３３±６８１）Ｕ／Ｌ和（８２３３±８０８）Ｕ／Ｌ，缺血 ３０、６０、９０ｍｉｎ组 ＡＬＴ水平 显著高于假手术组（ｔ＝６．５４，１２．９７，１７．５６，Ｐ＜０．０５）；ＡＳＴ水 平 分 别 为 （８７±２８）Ｕ／Ｌ、（２６６７±４５１）Ｕ／Ｌ、 （６３３３±７７８）Ｕ／Ｌ和（９９６７±１１６８）Ｕ／Ｌ，缺血 ３０、６０、９０ｍｉｎ组 ＡＳＴ水平显著高于假手术组（ｔ＝９．８９，１３．８９， １４．６５，Ｐ＜０．０５）；ＴＮＦα水平分别 为 （１４±５）μｇ／Ｌ、（８３±１４）μｇ／Ｌ、（１３３±１７）μｇ／Ｌ和 （２０２±２１）μｇ／Ｌ， 缺血 ３０、６０、９０ｍｉｎ组 ＴＮＦα水平显著高于假手术组（ｔ＝７．７８，１１．８２，１５．３４，Ｐ＜０．０５）；ＩＬ６水平分别为 （３２±９）μｇ／Ｌ、（４９３±１６８）μｇ／Ｌ、（８４４±１６６）μｇ／Ｌ和（１３４５±１９８）μｇ／Ｌ，缺血 ３０、６０、９０ｍｉｎ组 ＩＬ６水平 显著高于假手术组（ｔ＝４．７４，８．４６，１１．４８，Ｐ＜０．０５）；ＭＩＰ２水 平 分 别 为 （３７±１１）μｇ／Ｌ、（１０２±３５）μｇ／Ｌ、 （１７７±３２）μｇ／Ｌ和（２７９±５０）μｇ／Ｌ，缺血 ３０、６０、９０ｍｉｎ组 ＭＩＰ２水平显著高于假手术组（ｔ＝３．０５，７．２８， ８．１９，Ｐ＜０．０５）；细胞凋亡指数分别为 １．７％±２．１％、２２．７％±８．６％、５４．３％±１１．２％和 ７６．３％±１４．８％，缺 血 ３０、６０、９０ｍｉｎ组细胞凋亡指数显著高于假手术组（ｔ＝４．１０，８．０４，８．６３，Ｐ＜０．０５）。在缺血时间相同的 情况下，随着再灌注时间的延长，各监测指标呈“抛物线”样变化趋势。结论 小鼠肝脏部分缺血再灌注损 伤模型能较好地反映小鼠肝组织的损伤情况。随着缺血时间的延长，小鼠肝脏的缺血再灌注损伤程度逐 渐加重；随着再灌注时间的延长，ＡＬＴ、ＡＳＴ、ＴＮＦα、ＩＬ６、ＭＩＰ２以及病理组织学评分和细胞凋亡指数均呈 现“抛物线”样变化趋势。 【关键词】 肝脏； 缺血再灌注损伤； 小鼠； 模型
大鼠肝脏缺血再灌注损伤模型
大鼠肝脏缺血再灌注损伤模型缺血再灌注损伤，即缺血器官、组织重新获得血液供应，不仅不能使组织、器官功能恢复，反而加重了功能代谢障碍及结构破坏。
对麻醉动物的肝中叶和肝左叶的门静脉和肝动脉进行阻断和再通，由于肝脏中叶和左叶血流的阻断和再通，引起肝脏中叶和左叶明显的再灌注损伤。
肝脏缺血过程中由于肝细胞内ATP迅速耗尽，导致乳酸酮体等的堆积，及线粒体氧化磷酸化功能低下，引发代谢性酸中毒，缺血过程中细胞缺氧使ATP含量下降，导致肝细胞内外Ca2 +重新分布，即Ca2 +内流，引起线粒体的损伤。
再灌注过程中由于氧自由基的爆发性增多，中性粒细胞的聚集，kupffer细胞的激活，细胞凋亡及其他多种细胞因子的作用，使得肝细胞膜损伤，内皮细胞损伤及肝脏微循环障碍等导致肝脏功能代谢障碍及结构破坏。
1.实验动物SPF级Wistar大鼠，健康，雄性，体重为250g-300g。
2.实验分组实验分六组：正常对照组、模型组、阳性药组、受试药组三个剂量组，每组15只动物。
3.实验周期0h、3h、6h、12h、24h、72h4.建模方法1.选取体重250g-300g大鼠，行术前12 h禁食，自由饮水。
2. 15%水合氯醛350mg/kg腹腔注射麻醉，麻醉成功后将大鼠平躺在手术台上胶带固定四肢，将大鼠腹部至剑突术区剃毛，用10％碘酒和75％乙醇术区消毒。
3.取腹正中切口1cm，打开腹腔，小心分离出肝脏左、中叶之肝蒂（左、中叶肝脏供血的门静脉和肝动脉）。
4. 用无创血管夹夹闭中叶和左叶的门静脉和肝动脉,使约70%的肝脏缺血,以防止发生严重肠系膜静脉淤血。
0.5min后,与非阻断的右叶相比，肉眼可见阻断叶明显变白，说明阻断成功，用止血钳夹闭皮肤切口临时关闭腹腔，同时将大鼠放在37℃恒温加热垫上保温。
5. 完成持续缺血60min后，重新打开腹腔，迅速取出血管夹，恢复缺血肝血流，0.5min左右可见缺血区肝脏由白色逐渐恢复为鲜红色表明再灌注成功，逐层缝合腹腔肌肉和皮肤关闭腹腔，完成手术。
小鼠肝缺血再灌注损伤
小鼠肝缺血再灌注损伤是一种常见的实验模型，用于研究肝脏在缺血和再灌注条件下的损伤和修复机制。
下面是制备小鼠肝缺血再灌注损伤模型的一般步骤：
1. 术前准备:将小鼠禁食12小时，但保持饮水。
确保手术操作室的温度适宜，并准备好所需的手术器械和药物。
2. 麻醉与固定:使用适当的麻醉剂对小鼠进行麻醉，并将其固定在手术台上。
3. 手术操作:
- 进行腹部切口，暴露肝脏。
- 通过夹闭肝门(包括肝动脉、门静脉和肝管)来实现肝脏的缺血。
- 在预定的时间内(例如30分钟)对肝脏进行缺血处理。
- 随后，移除夹子以实现再灌注。
再灌注期间，可以持续监测小鼠的生命体征。
4. 术后护理:再灌注后，观察小鼠的恢复情况，并确保其稳定。
检查肝脏的外观和功能，以评估损伤程度。
5. 组织取样:在预定的时间点(如再灌注后的1小时、24小时等)取样肝脏组织，用于进一步的组织学分析或生化指标检测。
6. 数据分析:分析收集到的数据，评估缺血再灌注对肝脏的影响，包括组织学改变、炎症反应、氧化应激等。
注意，在进行此项实验时，必须遵循动物伦理原则，尽量减少对小鼠的痛苦和压力，并确保实验过程的科学性和可靠性。
大鼠肝缺血再灌注损伤模型评价方法综述
大鼠肝缺血再灌注损伤模型评价方法综述摘要：基于肝缺血再灌注损伤相关研究，综述了成功制作大鼠肝缺血再灌注损伤模型后大鼠肝脏微循环、病理形态学等方面的变化。
探讨大鼠肝缺血再灌注损伤模型制作成功与否的评价方法，简要归纳分析了血清学评价、病理形态学观察等模型评价方法，提出了评价大鼠肝缺血再灌注损伤模型的适宜方法，为肝缺血再灌注损伤相关研究提供参考。
关键词：肝脏；缺血再灌注损伤；模型；评价肝脏缺血再灌注损伤（hepatic ischemia reperfusion injury,HIRI）是指肝脏缺血一段时间，重新灌注血液后，肝组织功能和结构损伤反而加重的一种临床综合征，是引起肝切除、肝移植、休克后相关并发症的主要原因之一。
由于肝缺血再灌注损伤发生机制复杂，至今尚未完全阐明[1]。
目前研究集中在大鼠实验，因此制作一种稳定可靠的HIRI动物模型以研究其发生发展、预防及治疗具有重要意义[2]。
实验模型的成功制作是实验研究的基础和关键，对动物模型制作的评价显得尤为重要。
本文就大鼠HIRI模型制作的评价方法做一综述。
1.血清学评价1.大鼠血清中丙氨酸转氨酶（ALT）、天冬氨酸转氨酶（AST）肝细胞中的酶在肝细胞损伤时可释放入血，测定其血清活性或含量可反映肝细胞损伤程度。
其中，ALT、AST为国外内学者采用最多的血清学指标[3-20]，分别存在于肝细胞质和线粒体中，肝细胞膜受损时ALT、AST释放入血，血清水平升高，以反映肝组织损伤。
班跃松等[5]在进行HIRI造模时于大鼠肝缺血30min再灌注6h后，右颈总动脉抽血测定ALT活性。
结果显示与假手术组相比，H/I组大鼠血清ALT活性显著升高，提示造模成功。
尚有学者[6]经腹主动脉取血，测定血清ALT、AST活性并评价模型制作成功。
同样以ALT、AST作为判断指标，也有学者经静脉取血[9、10]提示造模成功。
ALT、AST的活性间接反映肝脏病理状态，说明HIRI造模是否成功。
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肝缺血动物模型具体步骤及说明
原型物种人
来源缺血再灌注
模式动物品系SD大鼠，SPF级，健康，雄性，体重：200g~220g
实验分组对照组，模型组，阳性药物组，受试药物组，15只每组
实验周期24hrs, 72hrs
建模方法1.选取体重250g-300g大鼠，行术前12 h禁食，自由饮水。
2.15%水合氯醛350mg/kg腹腔注射麻醉，麻醉成功后将大鼠平躺在手术台上胶带固定四肢，将大鼠腹部至剑突术区剃毛，用10％碘酒和75％乙醇术区消毒。
3.取腹正中切口1cm，打开腹腔，小心分离出肝脏左、中叶之肝蒂（左、中叶肝脏供血的门静脉和肝动脉）。
4. 用无创血管夹夹闭中叶和左叶的门静脉和肝动脉，使约70%的肝脏缺血，以防止发生严重肠系膜静脉淤血。
0.5min后，与非阻断的右叶相比，肉眼可见阻断叶明显变白，说明阻断成功，用止血钳夹闭皮肤切口临时关闭腹腔，同时将大鼠放在37℃恒温加热垫上保温。
5. 完成持续缺血60min后，重新打开腹腔，迅速取出血管夹，恢复缺血肝血流，0.5min左右可见缺血区肝脏由白色逐渐恢复为鲜红色表明再灌注成功，逐层缝合腹腔肌肉和皮肤关闭腹腔，完成手术。
待大鼠清醒后放回饲养室饲养，密切关注大鼠的状态及生存状况并做好记录。
6. 术后分别于再灌注0h、3h、6h、12h、24h及72h处死大鼠，下腔静脉取血1ml，室温静置2h后于4℃3000r离心10分钟提取血清，放入-80冰箱冻
存。
采用全自动生化分析仪检测血清中ALT（谷丙转氨酶）、AST（天门冬氨酸氨基转移酶）的水平。
同时统一取肝左叶组织1．5cm×1cm×0．2cm留作病理标本或分生标本。
注意事项
1.分离肝门时用棉签分离，可避免对肝脏的损伤
2.术前禁食有利于手术进行
3.阻断血流要一次成功，否则会造成缺血预处理，减轻损伤程度
4.再灌后用棉签轻轻按压肝脏，有利于血流恢复
5.取材时镊子不要损伤肝脏
应用疾病模型
肝脏缺血损伤评分：0分：无肝细胞损伤
1分：轻度损伤，特点为细胞质空泡化，病灶核固缩
2分：中度损伤，血窦膨胀，细胞溶质空泡化，细胞边界模糊
3分：中度到重度损伤，凝固性坏死，大量血窦膨胀，红细胞渗出到肝锁，嗜伊红细胞增多，中性白细胞着边（附着于血管壁）
4分：严重坏死，失去肝脏结构，肝索崩解，出血，嗜中性粒细胞渗入
取肝左叶组织1.5cm×1cm×0.2cm于4%多聚甲醛溶液中固定24h 后脱水，包埋，进行石蜡切片后行HE染色，tunel染色。
作坏死评分。
肝小叶结构严重破坏，网状纤维支架塌陷，肝细胞坏死，空泡变样，肝细胞索、肝窦充血肿胀，边界不清，周围有炎性细胞浸润。