动物实验的基本技术上
动物实验基本操作技术
动物实验基本操作技术动物实验作为一种科学研究手段，常用于医学、生物学等领域的实验研究。
为了确保实验的可靠性和安全性，研究人员需要正确掌握基本的动物实验操作技术。
下面将介绍一些常用的动物实验基本操作技术。
首先，动物实验前，需要对动物进行适当的饲养管理，确保其健康状态。
这包括提供适宜的饲料和饮水，保持合适的环境温度和湿度，以及定期清洁和消毒动物饲养环境。
此外，研究人员还需对动物进行身体检查，以排除可能影响实验结果的健康问题。
其次，对于需要进行手术的实验，研究人员需要具备相关的手术技术。
例如，动物麻醉技术是必不可少的，可以采用静脉注射麻药、局部麻醉或气管插管麻醉等方法。
在动物手术过程中，需要准确切割皮肤或组织，处理血管、神经和器官，以及进行缝合和止血等操作。
因此，研究人员需要熟练掌握相关手术技术，确保手术过程的顺利进行。
此外，动物实验中还常使用动物注射技术。
注射技术包括口服给药、皮下注射、肌肉注射和静脉注射等。
研究人员需要准确计量给药剂量，选择合适的注射部位和注射器具，并注意注射速度和注射途径的选择。
在实验中，研究人员还需要掌握注射后的观察和记录技巧，及时发现和处理可能的不良反应。
另外，动物实验还涉及到采集和处理生物样本的技术。
例如，研究人员需要采集血液、组织或其他体液样本，以进行生化分析、细胞培养或组织学检查等。
采样时需要注意卫生与无菌操作，避免交叉污染。
采样后，研究人员需要合理保存和处理样本，以保证实验结果的可靠性。
此外，动物实验中的数据记录与分析也是十分重要的。
研究人员需要仔细记录实验过程的各种参数，包括实验开始时间、操作步骤、药物剂量、实验结果等。
此外，研究人员还需要进行数据分析，以得出科学合理的结论。
在数据分析过程中，研究人员可以使用统计学方法，如平均值、标准差、方差分析等。
最后，动物实验的伦理与法规也是非常重要的。
研究人员需要遵守相关的伦理规范和动物保护法律法规，保证动物实验的道德性和合法性。
第二章 动物实验的基本操作与技术
第二章动物实验的基本操作与技术动物实验方法是多种多样的，在医学的各个领域内都有其不同的应用，其中一些基本方法都是共同性的，如动物的选择、抓取、固定、麻醉、脱毛、给药、采血、采尿、急救、处死、尸检等，不管是从事何种课题的医学研究都要用这套基本方法，因此，动物实验基本方法，已成为医学科技工作者必须掌握的一项基本功。
第一节实验动物的抓取固定方法一、小鼠抓取固定方法小鼠温顺，一般不会咬人，抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤（见图2-1之一），将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可（图2-1之二）。
有经验者可直接用左手小指钩起鼠尾，迅速以拇指和食指、中指捏住其耳后颈背部皮肤亦可。
这种在手中固定方式，能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。
如进行解剖、手术、心脏采血和尾静脉注射时，则需将小鼠作一定形式的固定，解剖手术和心脏采血等均可使动物先取背卧位（必要时先行麻醉），再用大头针将鼠前后肢依次固定在腊板上。
尾静脉注射时，可用小鼠尾静脉注射架固定（图2-2），先根据动物大小选择好合适的固定架，并打开鼠筒盖，手提鼠尾巴，让动物头对准鼠筒口并送入筒内，调节鼠筒长短合适后，露出尾巴，固定筒盖即可进行尾静脉注射或尾静脉采血等操作。
图2-1 小鼠的抓取固定方法图2-2 小鼠尾静脉注射方法二、大鼠的抓取固定方法大鼠的抓取方法基本同小鼠，只不过大鼠比小鼠牙尖性猛，不易用袭击方式抓取，否则会被咬伤手指。
抓取时为避免咬伤，可带上帆布手套。
如果进行腹腔、肌肉皮下等注射和灌胃时，同样可采用左手固定法，只是用拇指和食指捏住鼠耳，余下三指紧捏鼠背皮肤，置于左掌心中，这样右手即可进行各种实验操作。
也可伸开左手之虎口，敏捷地从后一把抓住。
若做手术或解剖等，则需事先麻醉或处死，然后用细棉线绳活结缚腿，背卧位绑在大鼠固定板上；尾静脉注射时的固定同小鼠（只需将固定架改为大鼠固定盒）。
动物实验的基本操作技术实验报告
动物实验的基本操作技术实验报告实验报告一、实验目的1.学习毒理学实验中有关动物实验的基本操作技术2.掌握健康小鼠的外观检查方法、性别鉴定、捉拿和固定方法、小鼠灌胃给药与小鼠腹腔注射给药等技术3.掌握小鼠颈椎脱臼法处死方法、小鼠脏器系数的概念及其测定方法、病理学意义4.熟悉小鼠的标记、小鼠解剖步骤及正常脏器观察5.了解实验动物的被毛去除方法、实验动物粪、尿的收集、小鼠血液样本采集方法二、实验材料和器材1.动物：小鼠2.器材：鼠笼、天平、注射器、灌胃针、止血钳、手术剪、平皿、托盘、烧杯若干。
三、实验方法1.对小鼠进行观察观察的指标主要包括：小鼠的体型、发育情况；毛发是否清洁浓密有光泽，是否顺贴不蓬乱；行动是否迅速，反应是否灵敏；眼睛是否明亮有神，瞳孔是否清晰等圆；天然孔道是否干净、有无分泌物。
2.小鼠的捉拿右手提起鼠尾，放在鼠笼盖或其他粗糙面上，向后方轻拉，小白鼠则将前肢固定于粗糙面上。
此时迅速用左手拇指和食指捏任小白鼠颈背部皮肤，并以小指与手掌尺侧夹持其尾根部，固定于手中。
3.小鼠性别鉴定主要观察肛门与生殖器之间的距离。
雄性大鼠的距离较大，雌性的距离较小，且成年雄鼠尾部可见睾丸，成年雌鼠可见乳头。
4.小鼠称重打开电子天平，待读数显示稳定后，将平皿置于天平上，去皮；将小鼠置于平皿中，待读数显示稳定后，读数得25.95g。
5.小鼠灌胃1）准备灌胃针头，将注射器针头拔下，更换为灌胃针头；根据小鼠的体重，按0.1ml/10g 灌胃量计算：V=25.950*0.1/10=0.26ml用注射器取0.26ml液体（自来水）；2）按“三-2-1）”的方法抓住小鼠，使其头、颈和身体呈一直线；3）灌胃针头从小鼠的嘴角进入，压住舌头，抵住上颚，轻轻向内推进，进入食管后会有一个刺空感，进入食道后即可推注药液，然后原方向将灌胃针抽出。
6. 腹腔注射1）吸取液体（自来水），将针头向上，吸取一段气体后，再缓慢排除气体，以达到取出气泡的效果。
动物实验基本技术
动物实验基本技术1.实验动物的分组：①分组原则：实验动物分组应严格按照随机分组的原则进行，使每只动物都有同等机会被分配到各个实验组中去，尽量避免人为因素对实验造成的影响。
②建立对照组：空白对照：指在对照组不加任1可处理的"空白"条件下进行观察、研究；实验对照：指在一定实验条件下所进行的观察、对比；标准对照：是以正常值或标准值作为对照，在所谓标准条件下进行观察的对照;自身对照：在观察的不同时期接受不同疗法，然后比较它们的差异，这种方法也称自身交叉对照；相互对照：各实验相互对照。
2.目前实验动物学常用的标记编号方法有染色法、耳孔法、烙印法、挂牌法等。
此外还有针刺法、断趾编号法、剪尾编号法、被毛剪号法、笼子编号:去等。
3∙常用的实验动物被毛去除方法有拔毛法、剪毛法、剃毛法、脱毛法4种。
4.实验动物的给药和采血：小鼠：给药方法：灌胃给药、注射给药【皮下注射给药、皮内注射给药、肌内注射给药、静脉注射给药、腹腔注射给药；采血：剪尾采血、摘除眼球采血、心脏采血、断头采血。
大鼠：给药方法：灌胃给药、注射给药【皮下注射给药、皮内注射给药、肌内注射给药、静脉注射给药、腹腔注射给药；采血：剪尾采血、割尾静脉取血、眼眶静脉丛（窦）取血、摘除眼球采血、心脏采血、断头采血。
5.实验动物麻醉方法：对实验动物进行麻醉的目的是，消除实验过程中引起的痛苦和不适，确保实验动物的安全和动物实验的顺利进行。
①全身麻醉药:常用的包括非挥发性和挥发性两大类，非挥发性麻醉药如戊巴比妥钠、异戊巴比妥钠、硫喷妥钠、乌拉坦、氯胺酮等，以及挥发性麻醉药入乙酶氯仿等。
全身麻醉方法:有吸入麻醉法和注射麻醉法两种途径，吸入麻醉法用挥发性麻醉药，注射麻醉法用非挥发性麻醉药。
其中，麻醉药经呼吸道吸入而产生麻醉者称吸入麻醉法，动物实验大都采用开放吸入法。
而注射麻醉法，在动物实验中比较常用，麻醉药物中使用频率最高的是戊巴比妥钠；家兔、猫、犬、猴等实验动物常用腹腔注射或静脉注射戊巴比妥钠进行全麻，啮齿类实验动物则仅用腹腔注射戊巴比妥钠麻醉。
动物实验的基本操作技术实验报告
实验报告一、实验目的1.学习毒理学实验中有关动物实验的基本操作技术2.掌握健康小鼠的外观检查方法、性别鉴定、捉拿和固定方法、小鼠灌胃给药与小鼠腹腔注射给药等技术3.掌握小鼠颈椎脱臼法处死方法、小鼠脏器系数的概念及其测定方法、病理学意义4.熟悉小鼠的标记、小鼠解剖步骤及正常脏器观察5.了解实验动物的被毛去除方法、实验动物粪、尿的收集、小鼠血液样本采集方法二、实验材料和器材1.动物：小鼠2.器材：鼠笼、天平、注射器、灌胃针、止血钳、手术剪、平皿、托盘、烧杯若干。
三、实验方法1.对小鼠进行观察观察的指标主要包括：小鼠的体型、发育情况；毛发是否清洁浓密有光泽，是否顺贴不蓬乱；行动是否迅速，反应是否灵敏；眼睛是否明亮有神，瞳孔是否清晰等圆；天然孔道是否干净、有无分泌物。
2.小鼠的捉拿右手提起鼠尾，放在鼠笼盖或其他粗糙面上，向后方轻拉，小白鼠则将前肢固定于粗糙面上。
此时迅速用左手拇指和食指捏任小白鼠颈背部皮肤，并以小指与手掌尺侧夹持其尾根部，固定于手中。
3.小鼠性别鉴定主要观察肛门与生殖器之间的距离。
雄性大鼠的距离较大，雌性的距离较小，且成年雄鼠尾部可见睾丸，成年雌鼠可见乳头。
4.小鼠称重打开电子天平，待读数显示稳定后，将平皿置于天平上，去皮；将小鼠置于平皿中，待读数显示稳定后，读数得25.95g。
5.小鼠灌胃1）准备灌胃针头，将注射器针头拔下，更换为灌胃针头；根据小鼠的体重，按0.1ml/10g 灌胃量计算：V=25.950*0.1/10=0.26ml用注射器取0.26ml液体（自来水）；2）按“三-2-1）”的方法抓住小鼠，使其头、颈和身体呈一直线；3）灌胃针头从小鼠的嘴角进入，压住舌头，抵住上颚，轻轻向内推进，进入食管后会有一个刺空感，进入食道后即可推注药液，然后原方向将灌胃针抽出。
6. 腹腔注射1）吸取液体（自来水），将针头向上，吸取一段气体后，再缓慢排除气体，以达到取出气泡的效果。
2）按“三-2-1）”的方法捉拿小鼠，并使小鼠腹腔向上；3）事先吸取好液体的注射器针尖平面朝上，平行扎入皮内后，注射器与腹腔呈45度角刺入腹腔，感觉针尖部分可以移动，将注射针向后抽出一点，注射样品。
动物实验的基本技术和方法
动物实验的基本技术和方法动物实验是科学研究中常用的一种手段，通过对动物进行实验，可以了解生物体的生理、病理、药理等信息，对人类疾病的预防和治疗起到重要作用。
下面将介绍动物实验的基本技术和方法。
1.动物选择：选择适合进行实验的动物是进行动物实验的首要任务。
常用的实验动物有小鼠、大鼠、兔子、猪、狗等。
根据研究目的的不同，可以选择不同品种、不同年龄、不同性别的动物进行实验。
2.动物养护：对于实验动物的养护是确保实验结果可靠的重要环节。
动物应在适宜的温度、湿度和光照条件下饲养，并提供适宜的饲料和水源。
为了防止交叉感染，需要实施严格的无菌操作和动物消毒。
3.动物注射：动物注射是常用的动物实验技术之一、通过针筒和注射器将药物或其他物质注射到动物体内，以研究其作用机制。
常见的注射方式有皮下注射、肌肉注射和静脉注射。
4.动物手术：动物手术是进行生理、病理研究的重要手段。
常见的动物手术包括造模手术、器官移植手术和腹腔镜手术等。
在进行动物手术时，需要注意术前麻醉、手术操作的细节和术后的护理。
5.动物观察：动物观察是动物实验中重要的实验方法之一、通过观察动物行为、体征和疾病发展等，了解其生理和病理状态。
动物观察可以采用直接观察和间接观察的方法，比如记录动物的活动情况、进食量、体重变化等。
6.动物取样和检测：在动物实验中，需要采集动物的组织、血液、尿液等样本进行检测。
常用的动物取样方式有穿刺、切片、摘取组织等。
取样后，可以进行生化分析、免疫表型分析等检测方法进行进一步研究。
7.数据统计和分析：对于动物实验的结果，需要进行数据统计和分析，以得出科学的结论。
常用的统计分析方法有t检验、方差分析、回归分析等。
通过数据的处理和分析，可以确定实验结果的可靠性和显著性。
8.动物伦理：在进行动物实验时，需要遵循动物伦理原则，确保动物的福利和权益。
包括动物的合理饲养和管理、注重动物的生理和心理健康、减少动物的痛苦和不适等。
同时，需要通过伦理审查机构的审批，确保实验符合伦理要求。
动物实验的基本技术
三、动物实验的基本技术(一)实验动物的捉持方法1．青蛙和蟾蜍通常用左手握持，以食指和中指夹住左前肢，大拇指压住右前肢，右手将下肢拉直并固定于无名指和小指之间。
毁脑和脊髓时，左手食指和中指夹持青蛀或蟾蜍的头部，右手将探针经枕骨大孔向前刺入颅腔，左右摆动探针捣毁脑组织。
如需破坏脊髓，毁脑后退回探针刺入椎管即可。
2．小鼠右手提起鼠尾，放在鼠笼(或其它粗糙面)上，向后轻拉其尾，小鼠即固定于鼠笼上，迅速用左手拇指和食指捏住小鼠头颈部皮肤，并以左手小指、无名指压其尾部于手掌尺侧。
另一方法是只用左手，先用食指和拇指抓住小鼠尾巴后用手掌尺侧和小指夹住尾根部，然后用左手拇指和食指捏住头颈部皮肤。
3．大鼠捉持方法与小鼠相似。
因大鼠容易被激怒咬人，捉持时左手应戴防护手套。
右手抓住鼠尾，再用左手拇指和食指握住头部，其余手指与手掌握住脊部和腹部。
注意不要捏其颈部，以防用力过大、过久，造成窒息死亡。
4．豚鼠以左手直接从背侧握持前部躯干，右手托住臀部或抓住两后肢。
体重小者，可用单手捉持。
5．家兔一只手抓住兔颈背部皮肤，将兔轻轻提起，另一只手托住臀部，使兔呈蹲坐姿势。
切不可用手握持双耳提起兔子。
(二)实验动物的性别辨认、标记和去毛方法1．性别辨认鼠类：雄性小鼠和大鼠性器官与肛门距离较远，其间有被毛，阴囊明显可见。
雌性小鼠和大鼠性器官与肛门距离较近，其间无被毛，腹部乳头明显可见。
豚鼠性别辨认方法与小鼠和大鼠相同；家兔：雄兔泄殖孔附近，可见阴囊，用拇指和食指挤压泄殖孔部位，可露出阴茎。
雌兔腹部5对乳头明显可见。
2．标记小鼠、大鼠和兔多采用染色法，一般用1％的苦味酸溶液(黄色)或5％中性红溶液(红色)涂于动物体表不同部位的皮毛处，代表不同号码。
编号原则是先左后右，自前到后。
例如1号涂左前肢；2号涂左侧腹部；本号涂后肢；4号涂右前肢；5号涂右侧腹部；6号涂右后肢；7号涂头部；8号涂背部；9号涂尾部；10号不涂色。
如10只以上动物作标记时，可用两种不同颜色溶液，一种颜色作为个位数，另一种颜色作为十位数，涂在不同部位。
动物实验基本操作
动物实验基本操作一、实验动物的抓取与固定。
（一）小鼠。
1. 抓取。
- 用右手拇指和食指捏住小鼠尾巴中部将其提起，放在鼠笼盖或其他粗糙表面上。
当小鼠向前挣扎时，用左手的拇指和食指迅速捏住小鼠两耳后颈背部皮肤，无名指和小指夹住小鼠尾巴根部，将小鼠固定成头部略向上的姿势。
- 原因：捏住尾巴提起小鼠可以避免小鼠咬伤操作人员，将其放在粗糙表面上是利用小鼠的本能反应（向前挣扎），便于后续准确抓取其颈背部皮肤。
而固定成头部略向上的姿势有利于进行诸如灌胃、注射等操作，并且能防止小鼠咬伤操作人员脸部等部位。
2. 固定。
- 如需进一步固定，可将小鼠放在特制的小鼠固定器内，将其身体和四肢固定好。
也可以将小鼠固定在泡沫板上，用大头针固定其四肢（这种方法常用于解剖实验）。
- 原因：使用固定器可以确保小鼠在实验过程中保持稳定，减少因挣扎而影响实验操作的准确性，同时也能保障操作人员的安全。
对于解剖实验，在泡沫板上用大头针固定四肢可以充分暴露小鼠的身体结构，便于进行精细的解剖操作。
（二）大鼠。
1. 抓取。
- 先用右手抓住大鼠尾巴中部，将大鼠提起，放在粗糙平面上。
然后用左手戴防护手套（大鼠体型较大且可能会激烈挣扎，容易咬伤操作人员），从大鼠背部绕到其胸前，拇指和食指捏住大鼠两耳后颈背部皮肤，其余手指握住大鼠身体，将其提起固定。
- 原因：与小鼠抓取类似，先抓住尾巴提起是为了初步控制大鼠，放在粗糙平面上利用其向前挣扎的本能便于后续抓取。
戴防护手套是因为大鼠的咬合力较强，为了防止操作人员受伤。
2. 固定。
- 可将大鼠放入大鼠固定器中固定。
对于需要进行手术等操作的大鼠，也可将其麻醉后固定在手术台上，用绑带固定其四肢。
- 原因：固定器和手术台固定都能保证大鼠在实验过程中保持稳定，使实验操作能够顺利进行，尤其是在进行需要精细操作的手术时，稳定的固定是确保手术成功的关键因素之一。
二、实验动物的给药操作。
（一）口服给药。
1. 灌胃法（以小鼠为例）- 准备好灌胃针（一般为特制的金属针具）和相应的药物溶液。
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替代物。如：细胞组织培养、计算机模拟、物理、化学方 法、细胞芯片 3)优化（Refinement）：人道主义管理，提倡实验动物福利 保护，严禁粗暴对待或虐待实验动物，减少动物在实验过 程中的痛苦与不安。
生理反射
猫、兔 900~1000mg/kg （V&P） 大、小鼠 1300mg/kg （M） 以上仅供参考 猫、兔 80mg/kg
动物实验的基本操作技术
2.3 实验动物的麻醉方法
1、局部麻醉 2、全身麻醉
（1）吸入麻醉法 多选用乙醚作麻药。 优点：易于调节麻醉的深度和较快 的终止麻醉 缺点：中、小型动物较适用，对大 型动物的吸入麻醉操作复杂，通常 不用。
兔
1.一只手抓住兔的颈部皮毛，将兔提起， 2. 用另一只手托其臀，或用手抓住背部皮肤提起来
动物实验的基本操作技术
兔
动物实验的基本操作技术
犬
动物实验的基本操作技术
猴
动物实验的基本操作技术
❖ 蟾蜍、蛙类
其他实验动物
A
B
图3-2-1 青蛙(或蟾蜍)捉拿法
图3-2-2 青蛙(或蟾蜍)固定法
动物实验的基本操作技术
动物实验的基本操作技术
❖ 1+5＝６
5
4
23
50 40
20 30
动物实验的基本操作技术
2）打孔或剪缺口法
动物实验的基本操作技术
2.3 实验动物的麻醉方法
（一）常用的麻醉药 1.常用局部麻醉剂：
1）普鲁卡因：毒性小，见效快，用时配成0.5％～2％； 利多卡因：见效快，组织穿透性好，常用1％～2％溶液作为大
动物实验的基本操作技术
课程内容
一、动物的饲养 二、动物的管理 三、动物实验操作规范 ( key point ) 四、科研经验分享
动物实验的基本操作技术
三、动物实验技术操作规范
（本期重点）
1、动物的选择（了解） 2、动物实验技术
1、实验动物的选择
1.1 与国际接轨——“3R” 1)减少(Reduction)：提高动物质量，减少试验用的动物数量
动物实验的基本操作技术
2.1 实验动物的抓取和固定
基本原则：保证人员绝对安全，防止动物损伤，禁止 粗暴对待实验动物。
常用的抓取固定方式： 1.徒手抓取 2.麻醉后抓取 3.使用特殊的固定装置进行固定
动物实验的基本操作技术
1. 右手提起尾巴
2. 粗糙平面，使 其伸展
3. 左手从后面靠 近小鼠，拇指、 食指按住颈后 部皮肤，抓起
动物神经干阻滞麻醉，也可用0.25％～0.5％溶液 作局部浸润麻醉。
2.常用全身麻醉剂： 1） 盐酸氯胺酮 2） 乙醚/异氟醚（Isoflorane） 3） 苯巴比妥钠 4） 戊巴比妥钠（常用浓度1%～５％） 5） 乌拉坦（常用浓度10% ～2５％） 6） 水合氯醛 7） 舒泰(Zoletil)
动物实验的基本操作技术
动物实验的基本操作技术
1、实验动物的选择
1.2 实验动物选择原则 1）从微生物学和寄生虫学标准去选择实验动物。
目的：使实验研究处于没有或很少外源干扰的情况下进行，使实验结果 正确可信。按微生物学和寄生虫学标准选择：普通级、清洁级、SPF动 物、无菌动物 2)从遗传学的观点来选择实验动物： 近交系动物、突变系动物 3)从效果上来选择实验动物： 效果比较就是要与人比较，是否接近与人的条件。一般说来实验动物愈 高等，进化程度愈高，其功能、代谢、结构愈复杂，反应就愈接近人类。 如诱发性动物的高血脂症或动脉粥样硬化，猴的病变与人相似。
动物实验的基本操作技术
判断麻醉程度的指标
① 呼吸：加快或不规则，麻醉过浅；规则且平稳，达到麻 醉深度。动物呼吸变慢，且以腹式呼吸为主，说明麻醉 过深，有生命危险。
② 反射活动：角膜反射灵敏，则麻醉过浅；反射迟钝，麻 醉程度适宜；反射消失，伴瞳孔散大，则麻醉过深。
③ 肌张力：亢进，麻醉过浅；全身肌肉松弛，麻醉合适。 ④ 皮肤夹捏反应：麻醉过程中可随时用止血钳或有齿镊夹
动物实验的基本操作技术
一、 饲 养
1.2 实验动物特殊需求
1）小鼠大鼠配合饲料：饲料要求有一定的硬度。正常饲育外， 通常定期补充蛋黄、黄豆等高蛋白物质和葵花子等物质。
2）兔配合饲料：对粗纤维要求含量高，可适当添加一些青绿饲 料或干绿饲料。
3）豚鼠配合饲料：自身不能合成VitC，需补充，通常通过添加 青菜来实现，也可在饮水中添加，可同时添加复合VitB。
捏动物皮肤，若反应灵敏，则麻醉过浅；若反应消失， 则麻醉程度合适。
麻醉过深，呼吸抑制，仍有心跳： 抢救：人工呼吸（手人工呼吸、连接呼吸机）
动物实验的基本操作技术
麻醉注意事项
➢ 麻醉前应禁食 ➢ 麻醉前应准确称体重 ➢ 注意麻醉剂量 ➢ 麻醉过程中注意观察动物的反应情况 ➢ 注意保温 ➢ 静脉注射时必须缓慢 ➢ 在寒冷冬季，麻醉剂在注射前应加热至动物体温水平（麻醉剂有抑制
消化道系 统
胃肠解痉药 催吐药
利尿药或抗利尿药研究
豚鼠 犬、猫、或大鼠 豚鼠 雄性小鼠、兔或猫 大鼠、豚鼠、家兔 犬、猫、鸽 犬、大鼠或兔
动物实验的基本操作技术
2、动 物 实 验 技 术
2.1 实验动物的抓取和固定 2.2 实验动物的编号 2.3 实验动物的麻醉方法 2.4 实验动物的给药方法 2.5 实验动物的液体样品采集方法 2.6 实验动物的处死、剖检与取样 2.7 尸体、废弃物的处理
动物实验的基本操作技术
2.3 实验动物的麻醉方法
（2）腹腔和静脉给药麻醉法 腹腔给药麻醉：多用于大小鼠和豚鼠。 静脉给药麻醉：多用于较大的动物如兔、狗等。
注意事项：在注射麻醉药物时，先用麻醉药总量的三分之二， 密切观察动物生命体征的变化，如已达到所需麻醉的程度， 余下的麻醉药则不用，避免麻醉过深抑制延脑呼吸中枢导致 动物死亡。
2.2 实验动物编号、标记
意义：区分不同的动物个体 1）染色法：大、小鼠。 2）打孔法：兔、豚鼠。 3）剪缺口法：小型猪。 4）挂牌法：犬、猴、猫等大中动物。 5）烙印法：犬、兔（数字号码钳）
动物实验的基本操作技术
1）染色法
常用的涂染化学药品有： 红色：0.5％中性红或品红溶液 黄色：3％～5％苦味酸溶液
妥钠 统无显著抑制作用。
要求
狗、猫、兔 30mg/kg （V&P） 大、小鼠 45mg/kg （V&P）
导致较持久的浅麻醉，对呼吸无明显影响。家兔急
乌拉坦 对兔的麻醉作用较强，对猫和狗则奏效较 性实验
慢，在大鼠和兔能诱发肿瘤。
常用
V：静脉注射 P：腹腔注射 M：肌肉注射
水合氯 安全度大，导致较持久的浅麻醉，对植物 要求保留
可证；（生产合格） 2）饲料应清洁干净、新鲜、无杂质、无异味、无霉变、无发酵、无虫蛀
及鼠咬。不得加入抗生素、驱虫剂、防腐素、色素、促生长剂以及激素 等添加剂； （品质合格） 3）实验动物饲料中营养成分指标应满足不同动物需求 （满足不同需求） 4）饲料应定期监测，主要包括营养成分的测定和微生物的检测。 5）购买饲料时，需要分清楚饲料的种类：维持饲料与生产、繁殖饲料。
常用麻醉药
麻醉
特点
药
适用
用法与用量
乙醚
优点：麻醉深度易于掌握，比较安全，麻 醉后苏醒快。
缺点：需要专人管理，在麻醉初期常出现 强烈兴奋现象，对呼吸道有较强的刺激作 用。
时间短 的手术 过程或 实验
吸入麻醉
麻醉时间不是很长，一次给药有效时间可 适合一
戊巴比 延续1~2h，给药后对动物循环和呼吸系 般实验
2、实验动物从业人员个人 防护要求
1）在实验室工作时，必须穿着合适的工作服或防护服。 2）在进行可能接触到血液、体液以及其他具有潜在感染性的材料或感染性动
物的操作时，应戴上合适的手套。手套用完后，应先消毒再摘除，随后必须 洗手。 3）在处理完感染性实验材料和动物后，以及在离开实验室工作区域前，都必 须洗手。 4）为了防止眼睛或面部受到喷溅物的污染、碰撞或人工紫外线辐射的伤害， 必须戴合适的安全眼镜、面罩（面具）或其他防护设备。 5）严禁穿着实验室防护服离开实验室工作区域。 6）不得在实验室内穿露脚趾的鞋。 7）禁止在实验室工作区域进食、饮水、吸烟、化妆和处理隐形眼镜。 8）禁止在实验室工作区域储存食品和饮料。 9）在实验室内用过的防护服不得和日常服装放在同一柜子内。
体温调节中枢和扩张血管的作用）
动物实验的基本操作技术
麻醉注意事项
使用全身麻醉剂的注意事项（详细补充）
1. 麻醉剂的用量，除参照一般标准外，还应考虑个体对药物的耐受性不 同,而且体重与所需剂量的关系也并不是绝对成正比的。一般说，衰弱 和过胖的动物，其单位体重所需剂量较小，在使用麻醉剂过程中，随 时检查动物的反应情况,尤其是采用静脉注射,绝不可将按体重计算出 的用量匆忙进行注射。
4）犬配合饲料：VitA需求量大，要求粗脂肪含量高，通常可以 补充一些煮熟的动物内脏或脂肪来实现。
5）实验猴配合饲料：自身不能合成VitC，应补充VitC，多给一 些水果、蔬菜及玉米等。
动物实验的基本操作技术
一、 饲 养
2、饲喂
1)定时定量喂养。 2)专人喂养，以便更好地掌握每个动物群体的食量变化，控制好饲料的
在不影响实验质量的前提下，应选择最易获得、最经 济、最易饲养管理的动物
动物实验的基本操作技术
1、实验动物的选择
1.3 具体考虑到： 种属、品系、个体（性别、年龄、生理状态、健康状况）
如半数致死量测定---昆明种小鼠 雌雄各半 20~25g
动物实验的基本操作技术
1、实验动物的选择
判断哺乳动物健康状况的外部特征： 1.一般状态：发育良好，眼睛有神，爱活动，反应灵活，食欲良好。 2.头部：眼结膜补充血，瞳孔清晰。眼鼻部均无分泌物流出。呼吸均匀，