医学实验动物学动物实验基本技术与模拟肿瘤接种
肿瘤动物模型构建实验技术
肿瘤动物模型的建立可以：（1）评价抗肿瘤免疫治疗的疗效；（2）作为抗肿瘤药物筛选模型；（3）为肿瘤转移研究提供更好的研究平台；（4）为研发抗肿瘤转移性药物提供良好的实验工具。
实验方法：诱发性肿瘤动物模型实验方法原理：诱发性肿瘤动物模型是指研究者用化学致癌剂、放射线、致癌病毒诱发动物的肿瘤等。
实验材料：肿瘤细胞小鼠试剂、试剂盒、无血清培养基质、3%中性甲醇石腊仪器、耗材、低温离心机、血球计数器、游标卡尺实验步骤一、肝癌1．二乙基亚硝胺（DEN）诱发大白鼠肝癌（1）取体重250 g左右的封闭群大白鼠，雌雄不拘；（2）按性别分笼饲养。
除给普通食物外，饲以致癌物，即用0.25%DEN水溶液灌胃，剂量为10 mg/kg，每周一次，其余5天用0.025%DEN水溶液放入水瓶中，任其自由饮用；（3）共约4个月可诱发成肝癌；（4）也可以单用0.005%掺入饮水中口吸服8个月诱发肝癌。
2．4-2甲基氨基氮苯（DBA）诱发大鼠肝癌（1）用含0.06%DBA的饲料喂养大鼠，饲料中维生素B2不应超过1.5～2 mg/kg；（2）4～6月就有大量的肝癌诱发成功。
3．2-乙酰氨基酸（2AAF）诱发小鼠、狗、猫、鸡、兔肝癌（1）给成年大鼠含0.03% 2AAF标准饲料；（2）每日每平均2～3 mg 2AAF（也可将2AAF混于油中灌喂），3～4月后有80～90%动物产生肝肿瘤。
4．二乙基亚硝胺诱发大鼠肝癌：（1）用剂量为每日0.3～14 mg/kg体重，混于饲料或饮水中给予；（2）6～9个月后255/300大鼠发生了肝癌。
5．亚胺基偶氮甲苯（OAAT）诱发小鼠肝癌（1）用1%OAAF苯溶液（约0.1 ml含1 mg）涂在动物的两肩胛间皮肤上，隔日一次，每次2～3滴，一般涂100次。
（2）实验后7～8周即而出现第一个肝肿瘤，7个月以上可诱发小鼠肝肿瘤约55%。
（3）或用2.5 mg OAAT溶于葵瓜子油中，给C3H小鼠皮下注射4次，每日间隔10天，也可诱发成肝癌。
小鼠肿瘤模型的原理和方法及流程
小鼠肿瘤模型的原理和方法及流程下载温馨提示:该文档是我店铺精心编制而成，希望大家下载以后，能够帮助大家解决实际的问题。
文档下载后可定制随意修改，请根据实际需要进行相应的调整和使用，谢谢!并且，本店铺为大家提供各种各样类型的实用资料，如教育随笔、日记赏析、句子摘抄、古诗大全、经典美文、话题作文、工作总结、词语解析、文案摘录、其他资料等等，如想了解不同资料格式和写法，敬请关注!Download tips: This document is carefully compiled by theeditor.I hope that after you download them,they can help yousolve practical problems. The document can be customized andmodified after downloading,please adjust and use it according toactual needs, thank you!In addition, our shop provides you with various types ofpractical materials,such as educational essays, diaryappreciation,sentence excerpts,ancient poems,classic articles,topic composition,work summary,word parsing,copy excerpts,other materials and so on,want to know different data formats andwriting methods,please pay attention!小鼠肿瘤模型：原理、方法与实验流程小鼠肿瘤模型是生物医学研究中不可或缺的工具，它们在理解肿瘤的发生机制、药物筛选及治疗效果评估等方面发挥着关键作用。
【专题】肿瘤模型专区9-12
【专题】肿瘤模型专区（9-12页）多发肿瘤模型medsky1982：我的实验要求经脾脏注射大鼠肝癌细胞,建立肝内多发肿瘤模型,查看国内的大鼠肝癌细胞株有：CBRH-7919,RH-35,Walker256,但是他们在经脾脏注射建模中的特性不清楚，最好是能有高的转移成瘤能力，又不易产生腹水。
Swordzjsh不知道你们的试验目的是什么，但是我们一般不会考虑去建立直接多发的肿瘤模型，除非是转移模型，因为多发的肿瘤不好进行评价，单个的肿瘤灶可以量大小，可以剥出来称重，而且在造模的时候也比较好控制，所以很少去留意多发肿瘤模型的资料。
开腹手术medsky19821.另外想请教一下你们在做大鼠开腹手术（时间2小时左右）时，一般要不要经颈外静脉生理盐水补液？2.你们开腹肝内原位种植肿瘤手术后的护理应该注意什么，比方饮食，抗感染之类？Swordzjsh1.不知道，我从来没有构建原位模型开腹这么久的。
开腹后几分钟就关腹了2.没有什么特别需要注意的，就是小心缝线打结要结实，否则第二天你会发现几只线破肠流的尸体。
裸鼠造模周龄Futingtingftt我得实验是准备造乙型肝炎动物模型，用HepG2.2.15细胞皮下或者腹腔接种裸鼠成瘤，大家都说裸鼠最好是5－6周龄的，可是我想问问各位高手，有没有4周龄接种成功的呢？4周造模成功率怎么样？我想买4周龄的裸鼠，如果细胞很好的话就可以直接接种，不好的话就是裸鼠再长2周也可以用Swordzjsh一般建议用5~7周龄的，4周龄太小，至少4周半吧。
其实有时候8周龄也凑活能用。
复苏瘤块接种：Tumin我做兔vx2肿瘤模型.现在只有冻存的vx2瘤块,问是否可以直接复苏后注射到兔肌肉内制成荷瘤兔?Swordzjsh可以的，但是建议也要在体内穿三代，而且接种的时候要几块组织接到一个位点，因为刚复苏的瘤块活力比较差。
nude_mice:按照我们平时的经验，总是说肿瘤细胞要先在动物体内传几代，才能正式实验。
医学动物实验基本技术
实
验
实验动物操作技术（小鼠、大鼠、豚鼠、兔等）
课
屏障环境实验室现场操作培训
程
小鼠细胞及其胚胎成纤维细胞的分离培养
课程安排
理论及专题： ➢时间：每周一、三上午8:00-9:40 ➢地点：北校区第7课室（周一），新教学
楼101课室（周三） 实验课程： ➢时间： 每周一、五下午14:30-17:30 ➢地点：北校区39号楼实验动物中心院内
实验动物遗传控制，实验动物的营养与饲养基Βιβλιοθήκη 常见实验动物础 理
重要的人兽共患传染病
论
人类疾病动物模型的分类、评估与制作
免疫缺陷动物、嵌合体动物、转基因动物
动物细胞培养与应用
治疗性克隆与组织工程学
专
题
小鼠实验胚胎技术与ES细胞分离培养
讲
实验生物安全、实验动物监测管理及相关法律法规
座
动物实验操作录像及现场观摩
实验动物学与实验医学系列
医学动物实验基本技术
课程内容
常用实验动物基础理论和动物实验知识。
➢ 实验动物概况、等级分类 ➢ 遗传和微生物等质量控制 ➢ 日常饲养和管理 ➢ 重要的人兽共患传染病及其预防； ➢ 特殊种类实验动物：免疫缺陷动物、嵌合体动物和转基因动物等； ➢ 人类疾病的动物模型分类、应用和制作方法； ➢ 实验动物管理法规和实验动物生物安全知识等。
实验课程
➢ 主要讲解并现场指导学生常用的动物实验操作技术，如动物抓 取、保定、给药、注射、灌胃、解剖、脏器分离等技术；
➢ 实地讲解和示范屏障环境动物实验室操作规范； ➢ 转基因小鼠制作方法、实验小鼠的胚胎干细胞分离培养、成纤
维细胞的分离和培养操作等。
主要章节及专题
内容
动物接种实验报告
一、实验目的1. 掌握动物接种实验的基本操作流程。
2. 熟悉不同病毒在动物模型中的传播和致病特点。
3. 了解病毒学检验的基本方法。
二、实验时间2023年3月10日三、实验地点实验室四、实验材料1. 实验动物：小白鼠、豚鼠、家兔2. 病毒悬液：脑炎病毒、兔泰泽氏病毒3. 注射器、针头、固定器、酒精棉签、碘酒、生理盐水、灭菌生理盐水4. 实验记录表五、实验方法1. 动物接种：根据病毒侵袭部位的不同，选择适宜的接种途径，如皮下接种、肌内注射、静脉接种等。
2. 观察动物的临床症状：观察动物的精神状态、食欲、活动、体温等指标，记录发病时间。
3. 解剖观察：对发病或死亡的动物进行解剖，观察病理变化。
4. 组织病理学检查：对受染脏器组织进行悬液制备，观察病理变化。
六、实验步骤1. 小白鼠实验- 接种途径：脑内注射- 接种方法：无菌操作，用0.25毫升注射器抽取脑炎病毒悬液0.1毫升，去除注射器内的气泡。
- 接种部位：小白鼠右侧颞部- 接种剂量：0.02～0.03毫升- 观察指标：食欲、活动、体温、毛耸、振颤、麻痹等2. 豚鼠实验- 接种途径：皮下接种- 接种方法：用左手拇指和食指将接种部位皮肤提起，将针头斜刺入皮下，注射后局部形成隆起。
- 接种部位：豚鼠后大腿内侧、背部等脂肪少的部位- 接种剂量：0.1～0.2毫升- 观察指标：食欲、活动、体温、毛耸、振颤等3. 家兔实验- 接种途径：静脉接种- 接种方法：固定动物，消毒皮肤，在耳静脉注射接种液。
- 接种部位：家兔耳静脉- 接种剂量：0.1～0.2毫升- 观察指标：食欲、活动、体温、毛耸、振颤等4. 兔泰泽氏病实验- 接种途径：口服接种- 接种方法：将病料研磨，用灭菌生理盐水制成悬液，每只动物口服0.5～1毫升。
- 接种动物：地鼠、小白鼠、家兔- 观察指标：腹泻、嗜睡、厌食、肛门和尾巴沾污粪便等七、实验结果1. 小白鼠实验：动物在接种后3～4天开始发病，表现为食欲减退、活动迟钝、毛耸、振颤，逐渐发展为麻痹、瘫痪，最终死亡。
裸鼠荷瘤实验
接种量要查文献来确定接种量，在找不到任何相关资料的情况下，最高就用到1*107/0.2ml/site,再高也没有意义了。
如果你的细胞很小，1*107/0.1ml也可以操作，不至于很粘稠，那么最好是1*107/0.1ml/site。
查文献看他们的构建条件是什么样的，比如培养条件，接种量，接种位置什么的，是不是一定要用雌性鼠等等。
有的瘤株也有可能很容易成瘤，而且生长速度很快。
建议用几只动物试试不同的接种浓度，万一能够长出来，而且还长得很快，那你就要根据情况选择一个合适的浓度了。
基本上一般认为比较合适的接种浓度有这么几个特征：1. 接种后10到15天左右可以开始试验。
2. 开始试验时可以用于试验的动物数不少于60~70%，而且SD 不大于平均值的1/3左右。
3. 开始试验三、四周后肿瘤重量大于1g，并且没有溃烂。
当然，这些条件都是锦上添花的东西，如果以1*107/site 都勉勉强强长出肿瘤，那么就不必过多的去考虑它了。
接种部位接种部位:腋窝中部外侧皮下为好。
皮下肿瘤模型中，想要成瘤率高就接种在腋下。
接种时由裸鼠体侧腰部稍靠上的部位进针，要保证与接种点的距离小于针头的长度，向头部方穿行，绝对不能刺破皮肤或者刺破肌肉层，当针头到达接种位点时注射，退出针头，这样操作的目的并不完全是避免漏液，其实熟练后，不需要皮下穿行也不会漏液，主要是避免污染，进针点还有少量污染的可能性的，针头在皮下穿行一段后，接种点离进针点较远，最大限度减少污染的可能。
如果是用于正式实验，那么一只老鼠就只能接种一个位点，不可以接种多个位点用于保证可用的模型数。
因为在有些情况下，一个老鼠身上有多于一个肿瘤的情况下，会有相互影响的可能，无论这几个肿瘤相距有多远。
要是想多打几个部位做做预试验，倒也不是不可以，但是我觉得，基本上没有什么必要。
皮肤不用绷得太紧，平展就可以了，另外接种的时候进针点很靠下，针头在皮下走一段再注射，速度不要太快。
注射前针头稍微动一动，能动就说明在皮下，否则可能在皮内或者肌肉内。
肿瘤动物模型的建立及应用
肿瘤动物模型的建立及应用肿瘤动物模型是一种在动物体内模拟人类肿瘤发展过程的实验模型，被广泛用于肿瘤的病理生理学、分子生物学、药理学等研究。
通过建立肿瘤动物模型，可以加深对肿瘤的发生、发展、转移和抑制机制的了解，同时也可以评估新药物及治疗策略的有效性。
下面将探讨肿瘤动物模型的建立及应用。
首先，肿瘤动物模型的建立是一个复杂而具有挑战性的过程。
一般来说，肿瘤动物模型的建立可以分为自发性肿瘤模型和人工诱导肿瘤模型两种类型。
自发性肿瘤模型主要是利用动物自身遗传倾向或环境诱导等因素，在动物体内自发产生肿瘤。
比如在家养动物中，很多小鼠和家兔由于遗传因素或者饮食、环境等长期暴露，会自发产生肿瘤。
这种模型更接近人类肿瘤的发展过程，但是其建立的可控性和可重现性较差，需要耗费大量的时间和经费。
人工诱导肿瘤模型则是通过外界的干预手段，比如化学药物、辐射等方式，直接在动物体内诱导肿瘤的产生。
这类模型具有较好的可控性和可重现性，可以更好地满足科研实验的需要。
常用的人工诱导肿瘤模型包括移植肿瘤模型、化学诱导模型、基因编辑模型等。
其次，肿瘤动物模型的应用范围非常广泛。
一方面，肿瘤动物模型可以用于研究肿瘤的发生机制和发展过程。
比如，利用肿瘤动物模型可以深入探究各种致癌物质或致癌基因对肿瘤发生的影响，分析肿瘤细胞的生物学特性和转移能力等。
通过模拟肿瘤的生长形态，可以更好地了解肿瘤细胞的生理活动和分子机制，为探寻肿瘤治疗策略提供理论依据。
另一方面，肿瘤动物模型还可以用于筛选和评估抗肿瘤药物。
通过向肿瘤动物模型中输入肿瘤细胞或移植肿瘤组织，可以评估新药物对肿瘤生长的抑制效果，了解药物的毒副作用、适应症等。
这种通过体内实验评估药物疗效和安全性的方法，大大提高了新药物研发的效率和成功率。
此外，肿瘤动物模型还被广泛用于研究肿瘤的诊断和预后指标、肿瘤免疫治疗、基因治疗等领域。
通过模拟肿瘤动物模型，可以更好地理解和验证这些新技术和新疗法在肿瘤治疗中的应用。
动物实验的基本技术和方法
动物实验的基本技术和方法动物实验是科学研究中常用的一种手段，通过对动物进行实验，可以了解生物体的生理、病理、药理等信息，对人类疾病的预防和治疗起到重要作用。
下面将介绍动物实验的基本技术和方法。
1.动物选择：选择适合进行实验的动物是进行动物实验的首要任务。
常用的实验动物有小鼠、大鼠、兔子、猪、狗等。
根据研究目的的不同，可以选择不同品种、不同年龄、不同性别的动物进行实验。
2.动物养护：对于实验动物的养护是确保实验结果可靠的重要环节。
动物应在适宜的温度、湿度和光照条件下饲养，并提供适宜的饲料和水源。
为了防止交叉感染，需要实施严格的无菌操作和动物消毒。
3.动物注射：动物注射是常用的动物实验技术之一、通过针筒和注射器将药物或其他物质注射到动物体内，以研究其作用机制。
常见的注射方式有皮下注射、肌肉注射和静脉注射。
4.动物手术：动物手术是进行生理、病理研究的重要手段。
常见的动物手术包括造模手术、器官移植手术和腹腔镜手术等。
在进行动物手术时，需要注意术前麻醉、手术操作的细节和术后的护理。
5.动物观察：动物观察是动物实验中重要的实验方法之一、通过观察动物行为、体征和疾病发展等，了解其生理和病理状态。
动物观察可以采用直接观察和间接观察的方法，比如记录动物的活动情况、进食量、体重变化等。
6.动物取样和检测：在动物实验中，需要采集动物的组织、血液、尿液等样本进行检测。
常用的动物取样方式有穿刺、切片、摘取组织等。
取样后，可以进行生化分析、免疫表型分析等检测方法进行进一步研究。
7.数据统计和分析：对于动物实验的结果，需要进行数据统计和分析，以得出科学的结论。
常用的统计分析方法有t检验、方差分析、回归分析等。
通过数据的处理和分析，可以确定实验结果的可靠性和显著性。
8.动物伦理：在进行动物实验时，需要遵循动物伦理原则，确保动物的福利和权益。
包括动物的合理饲养和管理、注重动物的生理和心理健康、减少动物的痛苦和不适等。
同时，需要通过伦理审查机构的审批，确保实验符合伦理要求。
肿瘤种植的概念
肿瘤种植的概念肿瘤种植是指将肿瘤细胞或组织人工种植到动物体内或体外的一种实验技术。
肿瘤种植能够模拟人体肿瘤的发生、生长和转移过程，为肿瘤的研究提供了重要的平台。
肿瘤种植通常可以分为体内种植和体外种植两种方式。
体内种植是将肿瘤细胞或组织移植到活体动物体内，体外种植则是将肿瘤细胞或组织培养在体外的培养基中。
这两种方式都具有各自的优缺点和适用范围。
体内种植是目前较为常用的一种肿瘤种植技术，它能够在活体动物模型中研究肿瘤的发展过程和治疗效果。
通过将肿瘤细胞或组织移植到小鼠等动物的皮下或内脏器官中，可以观察和分析肿瘤生长的速度、形态、浸润性以及转移能力等特征。
这种方式能够模拟肿瘤在体内生长发展的复杂过程，更贴近真实情况。
相比之下，体外种植可以更加方便、快捷地进行实验，并且能够获得大量的肿瘤组织供研究使用。
体外种植通常是通过将肿瘤细胞或组织培养在含有营养物和生长因子的培养基中，使其继续生长和繁殖。
这种方法适用于许多肿瘤细胞系的培养和扩增，减少了对活体动物的依赖，更加便于实验操作和数据收集。
肿瘤种植在肿瘤研究和抗肿瘤药物筛选方面有着重要的应用。
通过体内种植可以研究肿瘤的遗传变异、细胞增殖、凋亡、转移以及与宿主免疫系统的相互作用等，有助于深入理解肿瘤的发生机制。
而通过体外种植可以进行药物敏感性试验、药物剂量反应试验、细胞毒性筛选等，为抗肿瘤药物的研发和治疗方案的制定提供有力的支持。
肿瘤种植技术虽然具有许多优点，但也存在一些限制和挑战。
首先，由于肿瘤的异质性和复杂性，将肿瘤细胞或组织从患者中分离出来进行种植时，会有一定的选择性和改变。
其次，体内种植虽然能够模拟肿瘤的生长和转移过程，但由于模型动物个体差异的存在，种植结果可能会有一定的差异性。
此外，肿瘤种植技术仍然无法完全模拟肿瘤在人体内的复杂环境，因此在研究结果的解读和应用时需要谨慎。
总之，肿瘤种植是一种重要的肿瘤研究技术，能够模拟肿瘤的发生、生长和转移过程，为肿瘤的研究和治疗提供了有力的工具。
医学实验动物学06第九章 动物实验的基本技术和方法
• 经口给药 1. 拌入饲料或饮水中自由摄取
优点：省人力 缺点：因个体差异，摄入量不等 2. 灌胃
优点：能准确定量 缺点：给动物造成一定的痛苦，
需熟练掌握技术
大小鼠灌胃注意点
1. 用灌胃针。
2. 从嘴角处插入，到达咽部后改变灌胃针 的方向，使其与食管的走向一致，然后 顺利插入。
3. 成年大鼠由于体型较大，不易保定。办 法：
1）一人保定、灌胃
2）操作者抓取后，将大鼠尾部按 在自己的胸部，达到固定尾部的目的， 然后灌胃。
兔灌胃法
采用两人操作法。
操作者用左手拇指和中指挤压家 兔两颊，将下颌挤开使兔被动张口， 右手将开口器从一侧口角插入口腔 并固定，用泡在水中的14号细导尿 管，经开口器的孔插入，向前推进 约15cm，可达胃内，确认泡在水中 的导管另一端没有冒气泡，说明没 有误入气管，即可注入药液。灌胃 量为每只每次80-150mL。
4. 兔抓取的注意点 • 最好戴人造革围裙和袖套，以免爪子抓伤。 • 采用正确地抓取方法。 • 可采用兔固定器固定进行实验操作，或一人抓取固
定，一人实验操作。
5. 犬抓取注意点
• 实验用犬有专用的比格犬和农村收购来的随意 来源犬。
• 犬是通人性的，随意来源犬购入后，饲养人员 和实验人员要经常亲近它们，使它放松对你的 警惕，容易直接抓取它们。
障碍，引起呼吸、心跳停止。 抢救方法： 要针对具体情况，采取对症治疗的措施。
1.立即停止供给麻醉剂 2.人工呼吸，吸氧 3.苏醒剂 4.呼吸中枢兴奋剂如可拉明等和心脏和呼吸兴奋剂， 如0.1%肾上腺素适量作心内或静脉注射，静脉滴注 50%葡萄糖溶液等。 （half）
五、实验动物的给药方法
• 一、经口给药法 • 二、注射法 • 三、其它途径给药方法 1. 呼吸道给药 2. 皮肤给药 3. 脊髓腔内给药 4. 脑内给药 5. 直肠内给药 6. 关节腔内给药
- 1、下载文档前请自行甄别文档内容的完整性，平台不提供额外的编辑、内容补充、找答案等附加服务。
- 2、"仅部分预览"的文档,不可在线预览部分如存在完整性等问题,可反馈申请退款(可完整预览的文档不适用该条件!)。
- 3、如文档侵犯您的权益，请联系客服反馈,我们会尽快为您处理(人工客服工作时间：9:00-18:30)。
注意事项:
实验时请不要戏弄动物、防止被动 物咬伤，防止动物逃逸
实验结束后请把器械清洗干净，整 理齐全
解剖观察
操作项目
小鼠：灌胃、尾静脉注射、眼底静 脉丛采血；心脏采血*、麻醉后解剖 观察*。
大鼠：灌胃* 、腹腔注射麻醉、心 脏采血、麻醉后解剖观察。
《医学实验动物学》 实验课
实验二
1.模拟肿瘤（组织块）移植 2.裸鼠与正常小鼠免疫器官的比较
一、实验目的
1.了解裸小鼠和KM小鼠的胸腔结构 了解正常的胸腺结构与不增殖胸腺基的形
待其麻醉后，仰卧位固定在解剖板上 胸骨左侧，腋窝平行线下2-3肋骨间，小鼠心
搏动最强处斜行刺入（1ml注射器） 缓慢抽动针管采血 取血量多时采用（同样适用于大鼠）
安全采血量：小鼠1ml;大鼠：8ml!
大鼠心脏采血
八、大体解剖观察及绘图
1.按0.1ml/10g体重，将SD大鼠用3.5% 水合氯醛腹腔注射麻醉。 2.腹部朝上固定于解剖板。 3. 用10cm剪刀从下腹部向上剪开皮肤， 打开腹腔，观察腹腔内脏器，观察大鼠肝 脏时特别注意大鼠无胆囊。 4. 用14cm剪刀打开胸腔，观察胸腔脏器。 5. 根据大体解剖所见，绘图。
《医学实验动物学》 实验课
实验一 大、小鼠给药、采血、
麻醉和解剖
实验目的
1.掌握大小鼠常用给药方法和采血技术 2.掌握大小鼠的麻醉方法和解剖步骤 3.熟悉大小鼠的解剖 结构
一、小鼠的抓取和固定
注意点
抓取小鼠时动作要迅速，要轻 防止被小鼠转过头咬，抓其颈后皮肤要多 如果被咬，应立即挤出血液，清水冲洗
态 2.掌握正确的胸腺摘除方式 3.掌握组织块（肿瘤）皮下移植的基本技
术
二、实验原理
•哺乳动物的胸腺是T淋巴细胞分化成熟的场所， 而T淋巴细胞是参与宿主对异体的组织或细胞排斥 的主要成分，裸鼠胸腺的原基从第三咽囊起不能 发育，因此，裸鼠囊状很小的胸腺残基保持终身。
•胸腺的不增殖导致成熟的T淋巴细胞数大量减少， 其结果是裸鼠机体不能排斥同种异体和异种间的 组织器官移植。
入盛有生理盐水的培养皿中。 用剪刀将肾脏分解为若干2×3mm组织
小块，取边缘整齐、色泽红润为佳。 将一小块肾组织放入套筒针内备用。
实验步骤 4（组织移植）
选取组织的目标区域，常用区域为肋侧 （近腋窝处 ）。
实验步骤 4（组织移植）
在离目标区域中心点1-2cm处，用眼科 小剪刀作一2-3mm切口。
五、实验步骤 1 (麻醉解剖小鼠）
按0.1ml/10g体重分别对裸鼠和KM小鼠腹腔 注射3.5%水合氯醛 。
待小鼠麻醉后，腹部朝上固定于小鼠固定板上。 以3%碘酒棉球和75%酒精棉球对KM小鼠进
行皮肤消毒；同时，对裸鼠腋部进行消毒。 用直头剪刀于KM小鼠生殖口上端切一小口，
沿腹部两侧作弧型切开，直至胸膈肌根部。
实验步骤 4（组织移植）
用套筒针在切口处刺入皮下直至目标中 心区域，将组织块推入，并迅速拔出。
实验步骤 5
麻醉、解剖裸鼠，与KM鼠比较胸腺的 区别
裸鼠胸腺只剩残基，基本上看不到
解剖观察
实验报告要求:
完成实验指导上第13、16页二份实验报 告
在实验报告的实验结果一项中完成小鼠 解剖图
另一人慢慢抽动针管采血 注意: 要将小鼠固定好，防止其头部晃动
六、大小鼠手术麻醉
腹腔麻醉：进针点为右下腹腔，进针角 度为与身体成45度，深度约1cm。
麻醉剂：麻醉药为3.5%水合氯醛，剂量 按Байду номын сангаас鼠体重0.1ml/10g，20g的小鼠为 0.2ml。
七、大、小鼠心脏采血
右下腹腔麻醉（麻醉药为3.5%水合氯醛，剂 量按0.1ml/10g)
固定器固定小鼠 消毒尾部，扩张血管，左右两侧的静脉 将尾巴成一个适宜注射的角度，1ml注射器
平行向心方向刺入静脉血管 干棉球压迫止血 注意排除气泡 注射点由尾部远端
五、小鼠眼底静脉丛采血
一人徒手固定小鼠于桌面上，使眼球充 分向外突出
将注射器针头从内眼角位置插入眼球和 眼眶之间，进针约0.5cm（1ml注射器）
•人类的肿瘤能在裸鼠的体内生长，使裸鼠作为一 种疾病模型的载体，广泛地运用于研究人类移植 性肿瘤生长和转移。
三、影响被移植的动物组织或细胞成 活的因素
•组织的相容性 •宿主对移植物的血供 •供体组织或细胞的活性 •其他因素
四、模拟移植物的选择
肾脏组织 ——是哺乳动物中血供较好、活力较强 的组织
小鼠的抓取和固定
实验步骤 2(观察胸腺)
观察膈肌形状后，于两侧根部分别切一 小口，将膈肌横向切开，绞断肋骨，直 至锁骨，然后掀起胸骨，暴露整个胸腔。
直视心脏，在心脏的上部，主动脉弓处， 有两片乳白色蝴蝶状的小片，即为胸腺。
实验步骤 3（取肾脏组织）
用圆头镊将肠道拨向对侧，暴露肾脏。 用眼科剪刀取下肾脏，剥去肾包膜，放
二、大鼠的抓取与固定
三、小鼠灌胃（给药方法之一）
将实验小鼠徒手固定 灌胃针从嘴角处插入口腔内，紧贴咽
后壁插入食道（1ml注射器，深度大 约为3cm） 推动针管给药（生理盐水） 注意不要插入气管，不要抓的太紧以 致小鼠窒息死亡
最大灌胃量：小鼠1ml;大鼠：8ml!
尾静脉
四、小鼠尾静脉注射（给药方法之二）