细胞电转染
细胞转染实验实验报告
细胞转染是基因工程、分子生物学研究等领域中常用的一种技术，用于将外源基因或RNA导入细胞内，研究基因表达、基因调控等功能。
本实验旨在利用脂质体介导的方法将目的基因转染入HEK293细胞，并观察转染效率及目的基因的表达情况。
二、实验材料1. 细胞：HEK293细胞2. 载体：pEGFP-C1（绿色荧光蛋白基因）3. 试剂：胎牛血清、DMEM培养基、转染试剂（如Lipofectamine 3000）、Trizol 试剂、PCR试剂盒、DNA marker等三、实验方法1. 细胞培养：将HEK293细胞接种于6孔板，培养于含10%胎牛血清的DMEM培养基中，置于37℃、5%CO2的培养箱中培养至对数生长期。
2. 转染：按照Lipofectamine 3000说明书进行操作，将pEGFP-C1质粒与转染试剂混合，室温孵育5分钟，然后加入细胞培养液中，将细胞培养板放入培养箱中继续培养。
3. 检测转染效率：转染后24小时，观察细胞绿色荧光表达情况，以判断转染效率。
4. RT-PCR检测目的基因表达：收集转染后的细胞，使用Trizol试剂提取细胞总RNA，进行RT-PCR扩增目的基因，以判断目的基因的表达情况。
5. Western blot检测目的蛋白表达：收集转染后的细胞，提取细胞总蛋白，进行SDS-PAGE电泳，转膜，加入一抗和二抗，进行Western blot检测目的蛋白表达。
四、实验结果1. 转染效率：转染后24小时，显微镜下观察细胞绿色荧光表达情况，结果显示大部分细胞呈现出绿色荧光，说明转染效率较高。
2. RT-PCR结果：RT-PCR扩增目的基因，结果显示目的基因扩增条带清晰，说明目的基因已成功转染入细胞。
3. Western blot结果：Western blot检测目的蛋白表达，结果显示目的蛋白条带清晰，说明目的蛋白已成功表达。
1. 脂质体介导的转染方法具有操作简单、转染效率高、安全性好等优点，适用于多种细胞类型的转染。
细胞电转染原理
细胞电转染原理
细胞电转染是一种常用的细胞遗传转化方法，利用外加电场介导DNA或其他分子的传递到细胞内。
其原理可以概括为以下几个步骤：
制备DNA或其他分子：首先需要制备目标DNA或其他分子，例如质粒DNA、siRNA、蛋白质等。
细胞预处理：将目标细胞进行预处理，通常包括细胞培养、收获、洗涤等步骤。
预处理的目的是使细胞在转染过程中更容易接受外源DNA或其他分子。
细胞电转染：将目标DNA或其他分子与转染试剂混合，并将混合物加入转染电池中，其中包含了目标细胞。
转染电池中的电极会产生一个外加电场，电场的方向和强度可以调节。
外加电场的作用是在细胞膜上形成暂时的孔隙，使外源DNA或其他分子能够进入细胞内。
恢复细胞状态：在电转染后，细胞需要一段时间来恢复并允许外源DNA或其他分子在细胞内进行表达或发挥功能。
这个过程可能涉及到细胞膜修复和内部信号传导的重建。
细胞电转染的效率受到多种因素的影响，包括电场强度、脉冲持续时间、细胞类型和转染试剂的选择等。
通过优化这些参数，可以提高细胞电转染的效率和成功率。
细胞转染操作方法
细胞转染操作方法一、细胞转染简介细胞转染是指将外源性DNA、RNA、蛋白质等分子通过物理或化学手段导入到细胞内，从而改变细胞的基因表达或功能。
常见的细胞转染方法包括病毒载体介导转染、电穿孔法、钙磷共沉淀法和化学转染法等。
其中，化学转染法是最为常用的方法之一，因为它具有操作简便、成本低廉和适用于多种类型的细胞等优点。
二、实验前准备1. 细胞培养：选择适当的培养基和培养条件，使得细胞处于生长状态。
2. 转染试剂：选择合适的化学转染试剂，如Lipofectamine 2000、PolyJet等。
3. 质粒DNA：准备所需的质粒DNA，并进行纯化和测定浓度。
4. 培养皿：准备适当大小和形状的培养皿，以满足实验需要。
5. 显微镜：准备显微镜以观察细胞转染效果。
三、实验步骤1. 细胞接种：将需要转染的细胞接种到培养皿中，使其达到适当的生长状态。
2. 质粒DNA和化学转染试剂混合：根据试剂说明书的建议，将质粒DNA和化学转染试剂混合，形成转染复合物。
3. 转染复合物与细胞接触：将转染复合物滴加到培养皿中，让其与细胞接触。
4. 培养：将培养皿放入恰当的培养箱中，并按照所选细胞类型的要求进行培养。
5. 观察效果：经过适当时间后，使用显微镜观察细胞转染效果。
若需要，可以通过Western blot、PCR等方法进行进一步验证。
四、注意事项1. 选择适当的化学转染试剂，并按照说明书建议操作。
2. 转染前需要保证质粒DNA纯度和浓度足够，并进行必要的测定。
3. 细胞密度和培养时间应根据所选细胞类型进行调整。
4. 转染复合物与细胞接触时间不宜过长或过短，一般在4-6小时左右。
5. 培养过程中需要注意细胞状态的变化，并根据需要进行适当的处理。
五、实验结果解读通过细胞转染操作，可以实现外源性DNA、RNA、蛋白质等分子的导入，从而改变细胞的基因表达或功能。
实验结果可以通过Western blot、PCR等方法进行进一步验证。
电转细胞实验转染细胞方法
电转细胞实验转染细胞方法
1) 细胞铺板，使细胞在电转当天有70~90% 汇合率；
2) 配置RNP 反应体系
3) 20 分钟之内，用胰酶消化细胞，并洗去迹量的胰酶（胰酶残留
会造成其对Cas9 蛋白的降解），重悬细胞到10 mL 培养基中，
并计数；
4) 取5 倍于0.2~1×10 6 细胞量到新的EP 管中，500×g 离心5 分钟收集细胞，并用PBS 清洗一次细胞，重新离心；
5) 使用5 倍于30 μL 电转液重悬细胞；
6) 准备预先在24 孔（0.5 mL）或6 孔（2 mL）板中加入适量培养基，用于后期电转细胞培养；
7) 将30 μL 电转液重悬细胞加入到各RNP 反应EP 管中，并轻轻混合；
8) 取60 μL RNP 和细胞混合液到吉玛电转仪（96 孔电转），使用300V，电击6 次；
9) 立即将电转后细胞转移到培养板中，在细胞培养箱中培养48~72小时。
细胞转染电转仪 电容
细胞转染电转仪电容
细胞转染是一种将外源基因引入细胞内的方式，电转染是其中一种常用的方法。
电转染通过使用电转仪施加电场力，使细胞膜通透性增加，从而实现外源基因进入细胞内。
电转仪的电容是一个重要参数，它影响到电转染的效果。
电容在电转染过程中的作用主要是储存电能，调节电压和电流。
合适的电容值可以确保电转染过程中电流稳定，从而提高转染效率。
电容的大小与电转染效果之间的关系需要通过实验来确定，因为不同细胞类型和实验条件可能需要不同的电容值。
在使用电转仪进行电转染时，电容的选择应注意以下几点：
1. 电容值不能过高，否则可能导致细胞膜过度通透，增加细胞死亡率。
2. 电容值也不能过低，否则可能无法有效增加膜的通透性，影响转染效果。
3. 实验前应根据所转染细胞系的特点，测定最佳电容值。
4. 电容值应根据实验需求和电转仪的性能进行调整，以获得最佳转染效果。
总之，电容是电转染过程中一个重要的参数，合适的电容值可以提高电转染效率。
在实验过程中，根据细胞类型、实验条件和电转仪性能选择合适的电容值，有助于获得更好的转染效果。
细胞转染实验报告结论(3篇)
一、实验背景细胞转染技术是现代分子生物学研究中的一种重要技术手段，它可以将外源DNA、RNA或其他生物大分子导入细胞内，从而实现对细胞功能的研究和调控。
本实验旨在通过细胞转染技术将目的基因导入细胞内，研究该基因在细胞中的表达情况和生物学功能。
二、实验目的1. 确保目的基因成功导入细胞内；2. 观察目的基因在细胞中的表达情况；3. 分析目的基因在细胞中的生物学功能。
三、实验方法1. 细胞培养：将HEK293细胞在含有10%胎牛血清的DMEM培养基中培养至对数生长期；2. 基因构建：通过PCR扩增目的基因，克隆至载体pEGFP-C1中；3. 转染：采用脂质体转染试剂将目的基因导入细胞内；4. 重组蛋白表达检测：通过Western blot检测目的蛋白的表达情况；5. 细胞功能分析：通过细胞实验（如细胞增殖、细胞凋亡等）分析目的基因在细胞中的生物学功能。
四、实验结果1. 成功构建目的基因表达载体：PCR扩增目的基因片段长度符合预期，测序结果与预期序列一致；2. 成功导入目的基因：转染后，细胞中绿色荧光蛋白（GFP）表达阳性；3. 目的蛋白表达：Western blot检测结果显示，转染细胞中目的蛋白表达水平显著高于未转染细胞；4. 细胞功能分析：通过细胞实验发现，目的基因的过表达对细胞增殖、细胞凋亡等生物学功能有显著影响。
1. 本实验成功构建了目的基因表达载体，并通过脂质体转染技术将目的基因导入细胞内；2. 目的基因在细胞内得到了有效表达，且表达水平显著高于未转染细胞；3. 目的基因的过表达对细胞增殖、细胞凋亡等生物学功能有显著影响，表明该基因在细胞中具有一定的生物学功能。
本实验结果表明，细胞转染技术是研究目的基因在细胞中表达和生物学功能的有效手段。
在今后的研究中，我们将进一步探讨目的基因在细胞中的具体作用机制，为相关疾病的诊断和治疗提供理论依据。
以下是对实验结果的详细分析：1. 成功构建目的基因表达载体：在实验过程中，我们通过PCR扩增目的基因，并克隆至载体pEGFP-C1中。
Neon 细胞电转仪中文说明书(MPK5000)
一，简单的3步骤程序。
1.将收集到的细胞和待转染的分子（例如DNA，RNA，siRNA）的混合物加入到提取物中。
2.将带专用枪头的移液器插入带有电极杯的移液器座中; 在设备上选择程序，然后按开始。
3.拔下移液器，将转染的细胞转移到含有适当培养基的培养容器中。
注：1.为了避免污染，强烈建议只使用电极杯10次。
建议在切换到不同质粒DNA / siRNA或细胞类型时更换电极杯和缓冲液2.为了确保重复性和排除转染条件的变化，建议不要使用枪头超过2次二，软件操作程序1.按下电源开关（位于设备背面，第vii页）打开Neon®设备。
本机检查确保Neon®移液器站已连接到设备，然后显示启动屏幕。
2.按Voltage启动数字键盘输入电压值。
按所需的电压值，然后按Done保存该值。
注意：如果任何输入值超出限制，则会显示错误信息，并自动设置最小的限制值。
3.按Width激活数字键盘输入宽度值。
按所需的宽度值，然后按Done保存该值。
4.按Pulses激活数字键盘以输入脉冲值。
按所需的脉冲值，然后按Done保存该值。
5.如果要保存这些电穿孔参数，请按主屏幕上的“Save”将程序保存在数据库中。
6.按所需的程序号码编辑程序。
选定的程序会突出显示。
7.显示“Edit”屏幕后，按键盘按钮输入用户名。
光标自动移动到下一个字段协议，并突出显示为红色。
继续输入Voltage，Width和Pulses信息。
8。
按Enter键将信息保存在数据库中。
9.继续准备细胞和DNA，并设置用于电穿孔的移液器座三，细胞与DNA混合物准备注意事项：1.将纯化的DNA重悬于1-5μg/μL浓度的去离子水或TE缓冲液（10mM TrisHCl，1mM EDTA，）中。
浓度可能因细胞类型而异。
2.DNA量不应超过使用总体积的10％。
3.通过测量A 260/280比例来检查纯化的DNA制剂的纯度。
电穿孔的比例应至少为。
4.该装置已经用4-7kb质粒进行常规测试，质粒高达约20kb不应该是问题。
各种转染方法比较
各种转染方法比较转染是将外源DNA或RNA导入体细胞的一种常用技术，用于研究基因功能、疾病机制、基因治疗等领域。
常用的转染方法包括化学法、电穿孔法、病毒载体介导转染和生物矢量直接注射法等。
下面将对这些转染方法进行详细比较。
1.化学法：化学法是最简单、最常用的转染方法之一，主要通过化学试剂与DNA或RNA形成复合物，进而被细胞摄取。
常用的化学试剂有钙磷酸盐、聚乙烯亚胺（PEI）、脂质体、高分子聚合物等。
化学法的优势在于易操作、适用于不同细胞类型，且无需特殊设备。
但其转染效率相对较低，引起细胞毒性的风险较高。
2.电穿孔法：电穿孔法又称为电转染法，通过利用电场作用使细胞膜发生瞬时通透性，使外源DNA或RNA进入细胞。
这种方法可使用电脉冲仪或特殊转染设备进行操作，适用于多种细胞类型。
相比于化学法，电穿孔法的转染效率更高，但对细胞的毒性稍高。
3.病毒载体介导转染：病毒载体介导转染是一种高效的转染方法，常用的病毒载体有腺病毒（Adenovirus）、腺相关病毒（Adeno-associated virus，AAV）、逆转录病毒（Retrovirus）和慢病毒（Lentivirus）等。
这些病毒载体不仅能将外源DNA或RNA导入细胞，还能使其在细胞内稳定表达。
病毒载体介导转染的优势在于高转染效率、稳定表达，适用于许多细胞类型。
然而，为了避免潜在的致病性和免疫反应，需要选择无毒性、无致病性的病毒载体。
4.生物矢量直接注射法：生物矢量直接注射法是将外源DNA或RNA直接注射到体内，让其进入目标细胞。
这种方法适用于许多动物模型研究，如小鼠、斑马鱼等。
生物矢量直接注射法的优势在于转染效率高、实验操作简单，但对于人体病理研究等实验要求较高的场景，其应用范围较窄。
根据以上比较，选择适合自己研究需求和细胞类型的转染方法非常重要。
需要考虑的因素包括转染效率、细胞毒性、操作难度、成本等。
在实际应用中，有时也可结合多种方法，例如将化学法与电穿孔法相结合，能够提高转染效率。
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细胞电转染电转的简介 (1)电穿孔转染的基本原理及过程 (1)电穿孔转染条件的选择 (1)1 电参数 (1)2脉冲时程 (2)3 脉冲次数 (2)4 细胞因素 (3)5 质粒因素 (3)6 温度 (4)7．缓冲液以及培养液的成 (4)仪器常用键区介绍 (5)Neon TM电转染一般流程 (7)电转的简介电穿孔转染，作为物理方法的一种，出现于20世纪80年代中。
这种方法不仅能够将DNA、RNA，还能将抗体、酶及其他生物活性分子转入细菌、酵母、动物细胞和植物细胞。
它是一种高效、简便的基因转移系统，具有其它转移方法无可比拟的优越性，如操作简便、快捷，可重复性强，臻染率高，适用谱广等。
尤其对目前一般认为难转染的悬浮培养细胞也能获得较高的转染。
电穿孔转染的基本原理及过程电穿孔法是通过电场作用于细胞几微秒到几毫秒之后，在细胞膜上暂时形成小孔或开口，把大分子如DNA等导入细胞并最终进入胞核的技术。
其过程简述如下：首先在电击过程中，细胞膜上出现穿孔，质粒在电泳力的作用下与细胞膜接触，并与细胞膜上电穿孔的区域形成一种可转移的复合物。
再次电击后，质粒脱离复合物并扩散至胞质内，开始瞬转；同时小部分质粒进入核内与染色体整合，开始稳转。
一旦DNA扩散进入细胞，细胞膜上的小孔可自动重新闭合。
电穿孔转染条件的选择1 电参数电场强度E与电压V有以下关系：V=E×d，在电穿孔实验中，d为两电极之间的距离，是一个定值，故本文所指的电场强度的选择即电压的选择。
对于动物细胞来说，电场强度通常选择1～1000V／cm，并遵循低电场长时程的原则。
电场强度的大小对DNA摄入量的影响主要有：在阈电场强度Ec (Ec=Uc／1．5R)以下无R)以下无DNA摄入；适中的场强下DNA的摄入呈电场依赖型，随场强的升高而增大；高场强下，DNA的摄入进入平台期，与电场的大小无关。
电场强度的大小对细胞存活率的影响主要有：在阈电场强度以下存活率无变化；在适中的场强下，存活率呈电场依赖型，随场强的升高而下降；存活率在高场强下降为0。
因此，要保证较高的转染效率，必须综合考虑DNA摄入量以及存活率两个方面。
不同的细胞系具有不同的最佳场强值，其确定方式除了实验直接测定比较不同场强下(对悬浮细胞来说，取1～3倍的阈电场强度，对贴壁细胞来说可升至5倍)转染率的高低之外，还可以采取较为简便的间接法。
文献显示存活率在50％左右的电场参数为较理想的参数，故可间接测定存活率来确定最佳场强值。
2脉冲时程时间常数为电容与电阻的乘积，是设定的电压呈指数衰减到37％的时间。
电脉冲的时间长短对电转染效率有较大的影响，太长、太短都会使转染效率下降。
最佳时间的确定主要取决于细胞的大小，细胞越大，穿透胞膜所需的脉冲时程越长。
电转染真核细胞的脉冲时程一般控制在ms级(不小于1 ms)。
电脉冲之前，DNA和细胞随机分布于电极之间；电脉冲早期，DNA和细胞向阳极运动；电脉冲后期DNA分子撞向细胞阴极面或末端，并且插入细胞外膜或者进一步进入细胞膜间隙，随后在孵育期间，DNA通过内膜渗透进入胞质。
因此电压脉冲有双重效应，即驱使DNA快速向阳极运动以及向受体细胞表面渗透。
电脉冲的时间太短，则不能使DNA分子有效进入细胞；而电脉冲时间过长，细胞局部过热可导致不可恢复的损伤，同时电泳所引起的细胞内外的物质进出(如Na+／K+浓度差的破坏)都可引起细胞存活率下降，转染效率的提高被抵消。
真核细胞基因转染一般遵循低电场长时程的原则。
长时程(一般20～60 ms)可使细胞上的穿孔更大，开放时间更长。
此外，适当地延长时程也能降低电穿孔的阈电场值，加大电场依赖性吸收的斜率，提高平台期电场值的放大作用。
3 脉冲次数脉冲次数的选择一般为1～10次，实验证明对于大多数细胞系较理想的脉冲次数为3～4次。
第1次脉冲后，外加的电场开始在细胞膜上穿孔，第2 次脉冲后，DNA在电泳力以及细胞膜蛋白运输的共同作用下转入细胞，当然脉冲也同样触发电渗透、扩散、内吞等运输方式。
理论上，2次脉冲足以使DNA转入绝大多数细胞，再增加脉冲次数，虽仍有助于提高转染效率，但如果次数多于5次，导致细胞损伤直至死亡的负面效应便抵消了对转染效率的提升。
两次脉冲之间一般有1 min的间隔时间(稍长也不影响结果)，在这段时间内，电穿孔的细胞可再生一些必需的细胞膜成分，以恢复部分功能，同时，细胞在这段恢复时期发生旋转(Brownian运动)，基本解除胞膜的同一位置被多次电击的危险。
4 细胞因素用于电转的细胞一般选取处于对数生长期的细胞(15代以内，传代后2 d)。
因为处于对数生长期的细胞分裂旺盛，表面结构致密度比稳定期的细胞差，电转后，细胞膜的恢复能力强，而且处于有丝分裂期的细胞更容易接受外源的DNA。
因此，处于对数期的细胞转染率和存活率都比衰老的细胞好。
当细胞生长到A600为0.72～0.78时，可获得更高的转染效率，故收集细胞的时间十分重要。
细胞悬液的密度一般为1×106／ml，当细胞生长密度>3×106／ml(A600>O．85)时，转染效率会骤然下降。
原因除了细胞老化之外，细胞过密会使相邻细胞相互作用增大，甚至使细胞相互融合，从而导致电场的局部微扰，使电场环境无法均一化。
细胞体积越大对电击越敏感，所需的电场强度也就越小。
5 质粒因素从质粒的浓度看，细胞密度为1×106／ml时，DNA用量在2～5ug／ml转染效率最高。
转染率在一定范围内随质粒浓度的上升呈线性增高，但到达一个峰值后，随DNA用量增加而转染率逐渐下降。
其原因可能为细胞吸纳DNA有一个饱和度，过量便会产生毒性，使存活率降低，不利于转染率的提高。
从质粒的大小、构象、序列看，一般说来，转染效率随着质粒的碱基对数的增多而上升，同时，线状的DNA比环状DNA的转染效率更高，而且更容易进入核内整合到染色体上，得到稳定表达。
所以在电转前一般选择合适的限制性内切酶，将质粒线性化，以期得到较高的转染效率。
此外，如CMV、SV40等病毒启动子有助于基因在真核细胞内的高效表达。
从质粒的纯度看，用高纯度的DNA才能提高电转的效率，且应注意以下几点：首先DNA／RNA应该超纯(A260／A280>1．8)，其次应不含内毒素，同时质粒应溶于双蒸水而不是TE缓冲溶液，因为当DNA样品中存在EDTA或缓冲盐类(如Tri时，转染效率会急剧下降。
6 温度一般情况下，电转的过程是在室温下进行，但在电击前后可对细胞进行冰浴处理。
电击前冰浴的时间对转染率影响不大，但低温环境能够防止DNA被外源性DNA酶降解，并限制在电击中因Joule作用而产生的不良反应，因此，实验一般选择电击前冰浴5min。
电击后冰浴，会影响DNA摄入，因为电击后冰浴可增强细胞收缩，细胞膜上的电穿孔封闭较慢，延长外源性DNA摄入时间，从而提高其摄入量。
在室温环境下，虽然细胞膜上的孔封闭速度快，但在随后2h，质粒还可通过电内化进入细胞，因此摄人量不一定比4℃环境下低。
而且，室温下细胞在5 min内即闭孔，在4℃的环境下穿孔状态可保持4h，穿孔封闭缓慢降低了存活率，同时细胞在低温下更容易受到损伤，因此，综合考虑摄人量和存活率，大部分文献倾向于电击后细胞仍在室温或37℃下保存。
7．缓冲液以及培养液的成①电转前培养液的选择：真核细胞常用RPMI 1640+10％FCS(胎牛血清)培养。
②电转培养液选择：细胞受电击后产生孔洞使细胞质与电转缓冲液直接接触，因此细胞对渗透压和缓冲液离子组成十分敏感。
从渗透压来说，低渗缓冲液比等渗或高渗缓冲液更利于获得较高转染率，因为低渗的环境可降低电导并限制Joule作用，利于质粒的转染。
对于不同的细胞系也可将等渗和低渗的缓冲液按不同的比例混合使用。
最佳的混合物是使细胞在达到最大程度肿胀(达到最大细胞直径)的同时，细胞裂解死亡率又小于10％。
从组成来说，常用的电转缓冲液分3类：第1类为细胞培养液，如RPMI 1640，DMEM，DMEM／F12等；第2类为磷酸缓冲液，如K—PBS，HBS，HeBs，PBS等；第3类为Cytomix缓冲液，Cytomix配方如下：120 mmol／L KCI，0.15 mmol／L CaCl2，10 mmol／L K2HP04(pH=7．6)，25 mmol／L HEPES(pH=7．6)，2 mmol／L EGTA (pH=7．6)，5 mmol／L MgCl2，2 mmol／L ATP，5 mmol／L谷胱苷肽。
相比之下，Cytomix 的转染率最高，特别是对难以转染的半贴壁细胞和悬浮细胞，而且死亡率较低。
Cytomix缓冲液组成与细胞内离子成份非常相似。
有助于细胞保持其通透性。
与常用的电转缓冲液PBS和完全培养液相比，Cytomix缓冲液中Ca2+、M92+、Na+浓度低，用EGTA 代替EDTA，pH值、K+浓度高。
该缓冲液最大程度上模拟了真核细胞内离子环境，同时Cytomix中的ATP和谷氨酰胺可阻止细胞质成分渗漏，加强细胞膜抗氧化作用，有利于电穿孔的重新闭合凹。
③电转后培养液的选择：细胞在电击后十分脆弱，其培养液的选择应注重提高细胞的存活率，一般选择低渗的RPMI 1640+10％FCS。
除此之外，可参考加入50 mmol／L海藻糖+1.25％DMSO，因为海藻糖具有稳定DNA、蛋白质以及细胞膜的作用，并提高电转后细胞特别是淋巴细胞的存活率。
此外，有文献显示凋亡是细胞电击后死亡的主要原因，电击后的培养液还可加入Caspase抑制剂和SCF、GM-CSF等细胞因子。
仪器常用键区介绍Neon TM电转染一般流程1．电穿孔前一至两天，将细胞转移至装有新鲜培养基的培养皿中，保证实验当天细胞量达到70-90%。
2．加培养基（不含抗生素）到24孔板中，每孔500µl，放于37℃培养箱预热。
（注：使用其他孔数培养板或者100µl枪头时，加入培养基和质粒及细胞的数量见下表1）3．将培养细胞取出，悬浮细胞直接取部分培养的细胞计数，确定细胞密度；贴壁细胞用2ml 的PBS冲洗细胞，吸出PBS，加入约750µl胰酶消化3min，加入750µl培养基，终止消化，取部分细胞悬液进行细胞计数，确定细胞密度。
4．将悬浮细胞转到离心管，室温下100-400g离心力离心5min，倒掉上清。
5．向细胞中加入2ml PBS冲洗细胞，室温下100-400g离心力离心5min。
6．吸出PBS,用重悬缓冲液R重新悬浮细胞沉淀，最终使细胞密度为2.0×107个/ml。
轻轻吹打细胞，使其形成单细胞悬液。
（注：细胞悬液在室温时间不能超过15-30min,否则将导致细胞活性和转染效率降低）7．将适量质粒加到1.5ml离心管中，再加入细胞悬液，轻轻混匀。