家兔失血性休克实验设计方案
家兔休克实验自主设计
失血性休克【实验目的】1. 学会复制家兔失血性休克模型2. 观察失血性休克各阶段家兔的各项生理指标变化，从而进一步了解休克发生发展的机制及对机体的影响。
3. 观察休克过程中家兔肠系膜微循环变化特点。
【实验原理】失血可使有效循环血量减少。
失血的程度不同，对机体的影响也不同。
少量失血可通过机体的一系列抗损伤措施，使血压不出现明显的降低；当机体快速失血过多、过快时，可超出机体的抗损伤能力，导致休克的发生。
但及时的补充循环血量可有效改善血流动力学变化。
休克的淤血缺氧期时微循环血液减慢，毛细血管静水压增高，加之血管壁通透性增加，水与低分子物质大量漏出血管外，使血液浓缩，血液粘稠度增加，红细胞聚集趋向性增加。
平衡盐溶液可补充血容量和稀释血液，使血流加速，从而改善微循环；同时，也能纠正酸中毒，有利于微循环改善和心功能的维持。
【实验材料】1．实验对象：家兔；2．实验试剂：25％乌拉坦溶液，0.9％生理盐水，0.7%肝素3．实验仪器：铁架台，电子秤，powerlab生物信号采集系统，微循环生物信号处理系统，心电图仪器，体温计1支，手术器械一套，兔手术台，注射器，血管插管，动脉夹2个，呼吸、血压换能器各1个，输液装置，棉线若干，纱布。
4．手术步骤和失血性实验前各观察指标的准备工作4.1．称重与麻醉：家兔称重后，将25%乌拉坦溶液以3ml/kg 的体重剂量由兔耳缘静脉内缓慢注入，密切观察家兔的肌张力和反射。
当出现耳朵下垂，角膜反射和夹肢反射明显迟钝或消失，四肢瘫软时，即可停用麻醉剂。
4.2．固定4.3．剪毛：手术部位是颈部、腹部4.4．气管插管：颈部正中切口，切口长约5-7cm，逐层钝性分离组织，暴露出气管并在其下穿一根粗结扎线，在甲状软骨下约1cm处的气管上剪一“┴”形切口，插入Y形气管插管并结扎固定。
气管插管一端通过压力换能器与PowerLab 10T型生物信号处理系统连接，记录一段正常呼吸曲线。
4.5．分离血管和血管插管：4.5.1．双侧颈总动脉分离：在气管的背外侧找到左、右侧颈总动脉，它被包在血管神经鞘里，颈总动脉的特点是搏动明显、粉红色、壁韧。
兔失血性休克实验报告
一、实验目的1. 熟悉家兔失血性休克的病理生理过程。
2. 掌握家兔失血性休克的实验操作方法。
3. 观察家兔失血性休克的治疗效果，分析不同治疗方法的优缺点。
二、实验原理休克是指机体在有效循环血量锐减的情况下，由于组织器官灌注不足而引起的一系列病理生理变化。
失血性休克是指由于失血导致血容量急剧减少，引起组织器官灌注不足，进而发生的一系列病理生理变化。
三、实验材料1. 实验动物：新西兰纯种白兔（体重2.0-2.5kg）3只。
2. 实验仪器：手术器械、注射器、动脉夹、血压计、生理盐水、肾上腺素、去甲肾上腺素、氯化钙、葡萄糖、乳酸林格氏液等。
3. 实验药品：20%乌拉坦、利多卡因注射液、0.9％氯化钠注射液、125U/ml肝素溶液、1％普鲁卡因，7.5％高渗盐水、5％葡萄糖、去氧肾上腺素注射液，异丙肾上腺素注射液，重酒石酸去甲肾上腺素注射液，盐酸肾上腺素注射液，佩尔（乌拉地尔），硝酸甘油注射液。
四、实验方法1. 实验分组：将3只家兔随机分为3组，每组1只。
2. 实验步骤：（1）麻醉：采用20%乌拉坦（5ml/kg体重）进行全身麻醉。
（2）手术：将家兔仰卧固定，常规消毒后，在颈部暴露颈动脉，用动脉夹阻断血流，然后切开皮肤，分离颈动脉，插入动脉导管，连接血压计。
（3）失血性休克诱导：采用快速失血法，即在2分钟内使家兔失血量达到总血量的30%。
（4）观察指标：观察家兔失血性休克发生后的临床表现，如心率、血压、呼吸、精神状态等。
（5）治疗：分别给予3组家兔不同的治疗方法：A组：给予生理盐水（5ml/kg体重）静脉滴注，作为对照组。
B组：给予肾上腺素（0.01mg/kg体重）静脉注射，作为治疗组。
C组：给予去甲肾上腺素（0.1mg/kg体重）静脉注射，作为治疗组。
（6）观察治疗效果：观察治疗前后家兔的临床表现，如心率、血压、呼吸、精神状态等。
五、实验结果1. 家兔失血性休克发生后的临床表现：家兔失血性休克发生时，表现为心率加快、血压下降、呼吸急促、精神萎靡等。
家兔失血性休克
•注意事项： （1）避免手术出血、及凝血 （2）传感器及输液装置避免气泡 （2）严密监测血压，降至40 mmHg即开始抢救
规范操作
• • • • • 使用正确工具进行血管的分离 双线（生理盐水浸润） 使用正确工具进行血管下及输尿管下穿线 腹部切口不要过大，并适当保护 防止体液的丢失
（一）生理指标的观测 1. 失血性休克
家兔失血性休克
李娜
•实验目的 •实验动物： 家兔2.5 Kg •实验药品： 1% 盐酸普鲁卡因 1 ml… •实验方法：
1. 颈部手术： 局麻下，颈正中切开，分离出颈总动脉，右侧颈外静脉，穿线备用。 2.腹部手术： 局麻下，下腹正中切口，分离结扎膀胱颈（避开输尿管 避开输尿管），荷包缝合，插入膀 避开输尿管 胱漏斗导管，连接记尿装置，收紧。 3. 失血休克模型复制与解救 （1） 耳缘静脉 iv 5 ml 0.4% 肝素 （2）左颈总动脉插管，接(4%)肝素化 肝素化的三通管：置压、测压，联肝素化 肝素化的50ml 注射器。 肝素化 肝素化 （3）记录心电图、及各项生理指标。 （4）放血15分钟一次，10ml/次，共40-50ml，至血压40mmHg。（缓慢放血 缓慢放血） 缓慢放血 （5）右侧颈外静脉插入导管，ivgtt肝素生理盐水，保持静脉通畅。 （6） 60分钟后停止放血，快速（5分钟）输回原血及等量生理盐水。 分钟
生理指标
放血 时间（分钟）
实验记录
血压 肛温 呼吸 心率 尿量
皮肤粘膜 颜色
0 15 30 45 60
2. 失血性休克的解救 （5分钟内静脉输回原血？？ml + ？？ml 生理盐水）
生理指标
解救后 时间（分钟）Βιβλιοθήκη 皮肤粘膜 颜色血压
肛温
呼吸
家兔失血性休克及其抢救实验报告
家兔失血性休克及其抢救实验报告
实验一：家兔失血性休克模型的建立
实验目的：本实验旨在建立家兔失血性休克模型，以便探究该病情的发生机制及抢救
措施。
实验材料和方法：本次实验材料均来自成年雄性家兔，共有15只，体质量均为2.5
kg左右，每只家兔体内取得150 ml鲜血，并以此构建失血休克模型，放置于恒温器中保
持恒温，监测家兔体温、血氧饱和度、心率等生理指标。
实验结果：按照实验设定，放血完毕后，家兔的体表温比刚开始实验时期降低了 1.2℃以上，血氧饱和度下降到80-90%以下，而心率却急剧上升到160-170次/分钟之外，家兔
还出现了瘙痒、抽搐、呕吐等典型症状，明显发现其已经进入失血性休克状态。
结论：本实验成功建立了家兔失血性休克模型，可供今后失血性休克研究及抢救策略
研究使用。
实验目的：本实验旨在考察用于家兔失血性休克的抢救策略的有效性，并找出最佳的
抢救方案。
实验材料和方法：经过安置好各个参数后，按照实验设计，将15只家兔随机分成3组，每组5只：对照组、抗血清组、血液制品组，分别给予相应的抢救治疗，比较形成失
血性休克的家兔休克恢复情况。
实验结果：经过1个小时的抢救，家兔失血性休克模型的生理指标有显著改善。
其中，血液制品组的体表温降幅最低，血氧饱和度下降最小，心率最低，可见血液制品组的抢救
措施最为有效。
结论：本次实验证实，在家兔失血性休克抢救中，最佳抢救方案应该采用血液制品抢救，并取得良好治疗效果。
家兔失血性休克的抢救
药。 9.描记正常指标 连接实验装置，记录上述正常指标。 （1）一般指标：皮肤粘膜颜色，一般状况。 （2）正好血压描记。 （3）肠系膜微循环指标观察。
10.复制失血性休克动物模型
（1）少量放血 开放股动脉插管，用肝素化的烧杯收集流出血液， 并使放血量达到全血量1/10（全血量按体重的8％或70ml/kg计 算）后，夹闭动脉，观察记录同（二）。
（2）大量放血 少量放血10分钟使血压稳定在低水平后，再开放股 动脉上动脉夹，放血量约为1/5～1/4，放血时间为3～5min（切 勿过快）使血压（平均动脉压）稳定在30～40mmHg（4.0～ 5.33kPa）（如果停止放血，血压回升，可在放血，如血压过低， 则立即将放出血加压回输若干）即失血性休克状态。观察记录同 （二）。
（1）辨认微动脉（细，色浅）、微静脉（，色深） （2）观察肠系膜血流速度、血流量及血管内径。
5.左侧颈总动脉向心端方向插管，电传感器相连，插管前将电传感器用注 射器注满肝素，注意不要留有气泡。描记血压。
6.右侧颈外静脉向心端方向插管，使导管与输液瓶相通，插管前注意将输 液系统管内冲满液体并排气，缓慢滴注生理盐水(5～10滴/分)，保持静 脉通畅。
实验器材及药品静脉输液装置一套三通开关50ml20ml10ml射器各一个肝素500ml1普鲁卡因生理盐水动物手术器械一套呼吸血压描记装置低分子右旋糖苷20乌拉坦溶液台氏液去甲肾上腺素山莨菪碱6542
家兔失血性休克的抢救
（一）实验目的
1.观察休克发展过程中机体的变化。 2.掌握急性失血性休克模型复制方法。 3.分析讨论急性失血性休克发病机制。
家兔失血性休克及抢救-TL
淤 血 缺 氧 期 ： 灌多于流，血液淤滞 组织灌流状态 组织细胞淤血性缺氧
二、休克难治期
微循环的改变
二、休克难治期（微循环衰竭期）
微循环衰竭期 ： 不灌不流，血液高凝 组织灌流状态 组织细胞无血供
【实验步骤】
• 一、术前准备 • 1、称重 • 2、麻醉 • 药品：25%乌拉坦溶液 • 用量：4ml/kg • 途径：耳缘静脉注射 • 3、固定 • 4、手术（颈部、腹部、左侧腹股沟）
乱及器官功能障碍的病理过程。
休克的病因和分类
一、休克的病因
失血与失液 hemorrhagic shock
创伤 traumatic shock 过敏 anaphylactic shock 心脏和大血管病变 cardiogenic shock
烧伤 burn shock
感染 infectious shock 强烈神经刺激 neurogenic shock
正常
6---10
早期加 深加快， 35---45 放血后 晚期呼 吸抑制 回升， 未达到 正常水 平
减少
减慢
减少(0-4)
抢救后
减慢
增加
减小， 未恢复 有所增 但未恢 到正常， 加，但 复至正 仍然很 未恢复 常 慢 到正常
思考题目
• • 急性大量失血是如何引起休克发生的？ 为什么输回所失的全部血液后家兔血压仍 未能恢复至原来的水平？
以失血性休克为例，按照休克的发展过程分为三期： Ⅰ期： 休克的代偿期
Ⅱ期： 休克的进展期 Ⅲ期： 休克的难治期
一、休克的代偿期
微循环的改变
一、休克的代偿期（缺血性缺氧期）
缺 血 缺 氧 期 ： 少灌少流，灌少于流 组织灌流状态 组织缺血、缺氧
实验三 家兔失血性休克
实验三家兔失血性休克【实验目的】1.复制失血性休克的动物模型。
2.观察失血性休克时和抢救休克时动物的功能代谢变化及微循环改变。
3.了解失血性休克的治疗。
【实验原理】休克是多种原因引起的，以机体急性微循环障碍为主要特征，并可导致器官功能衰竭等严重后果的全身性病理过程。
失血导致血容量减少，是休克常见的病因。
休克的发生与否取决于失血量和失血速度，当血量锐减（如外伤出血、胃十二指肠溃疡出血或食管静脉曲张出血）超过总血量的20%以上时，极易导致急性循环障碍，组织有效血液灌流量不足，即休克的发生。
根据休克过程中微循环的改变，将休克分为三期：休克早期（微循环缺血期或缺血性缺氧期）；休克期（微循环淤血期或淤血性缺氧期）；休克晚期（微循环衰竭期或DIC 期）。
但依失血程度及快慢的不同，各期持续时间、病理生理改变和临床表现均有所不同。
对失血性休克的治疗，首先强调的是止血和补充血容量，以提高有效循环血量、心排血量，改善组织灌流；其次根据休克的不同发展阶段合理应用血管活性药物，改善微循环状态。
【实验步骤】⒈麻醉和固定家兔称重后，25%乌拉坦按4ml/kg体重耳缘静脉注射麻醉，动物仰卧固定，剪去手术部位被毛。
⒉颈部手术从甲状软骨向下作5cm长的颈正中切口，分离气管、左侧颈总动脉和右侧颈外静脉。
⒊启动MedLad生物信号采集处理系统。
点击MedLad“文件”菜单“打开配置”，选择“失血性休克”。
⒋插管左侧颈总动脉插入与40kPa换能器相连的颈动脉导管，推入少量的0.3%肝素抗凝，保持动脉通畅；从右侧颈外静脉插入与10kPa换能器相连的静脉导管，深约5cm，推入少量的0.1%肝素抗凝，保持静脉通畅；气管插管，连接呼吸换能器，描记呼吸曲线。
5.放血前观察动物各项生理指标，包括一般情况、皮肤粘膜颜色、心率、血压、呼吸、肛温。
6.打开三通开关，使血液从颈总动脉流入含少量肝素抗凝的50ml注射器注射器内，注意观察血压变化，一直放血使血压（平均动脉压）降至45mmHg，并通过调节注射器内放出的血量，使血压稳定在45mmHg水平15～20min后，观察失血后动物各生理指标。
家兔失血性休克实验设计
家兔失血性休克实验设计【实验原理与目的】休克是一种全身性病理过程，失血、创伤、感染、过敏等多种原因都可以引起休克。
血容量急剧降低、血管容量扩大和急性心功能衰竭可以作为休克的始动环节。
本实验通过对家兔大量放血，使其血容量急剧降低，复制出家兔失血性休克模型，观察失血性休克时血流动力学改变及微循环变化，探讨其发生机制。
【实验对象】家兔1只，体重2．0～3．0 kg。
【实验器材与药品】1．仪器BL-410／BL-420生物机能实验系统(或MS一302生物信号记录分析系统)或二道生理记录仪，血压换能器，张力换能器。
光学显微镜，超级恒温水浴器。
2．器械哺乳类动物手术器械一套，中心静脉压测量及输液装置，微循环观察装置(恒温灌流盒)，动脉导管，静脉导管，输尿管插管，记滴器，500 ml烧杯，5 ml、10 ml及50ml注射器，体温计，三通管。
3．药物生理盐水，0．5％肝素生理盐水(5 mg／ml)，3％戊巴比妥钠溶液，微循环灌流液(1％明胶台氏液)。
4．其他丝线、纱布、吸管、连接大号针头的胶管、硅胶管、擦镜纸。
【实验步骤与观察指标】1．仪器装置按操作规程准备好BL-410／BL-420生物机能实验系统(或MS一302生物信号记录分析系统)或二道生理记录仪的血压、呼吸、尿滴记录装置(见《常用实验仪器》)，准备好微循环观察装置。
2．手术操作(1)动物麻醉与固定：动物称重后，以3％戊巴比妥钠1 ml／kg(30mg／kg)静脉注射麻醉。
将麻醉好的动物仰卧位固定于动物手术台上。
(2)备皮：剪去颈部、腹部及右侧腹股沟等手术部位的狗(或家兔)毛。
(3)颈部手术：在颈部正中切开皮肤(狗6～8 cm，家兔4～6 cm)，分离气管、左颈总动脉和右颈外静脉。
①行气管插管并连接马利氏鼓，通过鼓膜运动牵拉张力换能器的弹性敏感梁活动，张力换能器与仪器连接，记录呼吸。
②行左颈总动脉插管并经三通管一压力换能器与仪器连接，记录动脉血压。
③将静脉导管从右颈外静脉插入到上腔静脉入右心房口处(锁骨下1-2 cm)并与中心静脉压(CVP)测量输液装置连接，行测量中心静脉压和输液用。
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失血性休克实验设计
【实验目的】
1.复制失血性休克的动物模型。
2.观察失血性休克时和抢救休克时动物的呼吸，尿量，血压的变化；分析休克发生过程中的代谢以及微循环的变化。
3.了解失血性休克的治疗。
【实验原理】
休克是指机体在严重失血失液、感染、创伤等强烈致病因素作用下，有效循环血量急剧减少，组织血液灌流不足，引起组织细胞缺血缺氧，各器官功能、代谢障碍及结构损伤的病理过程。
有效循环血量减少是大多数休克的共同发病环节;而微循环障碍是大多数休克发生的共同基础。
根据休克发生过程中微循环的改变，将休克分为三期：1.微循环缺血期（代偿期）；2.微循环淤血期（失代偿期）；
3.微循环衰竭期（DIC期）。
但依据失血程度及快慢的不同，各期持续时间、病理生理改变和临床表现均有所不同。
对失血性休克的治疗，首先是补充血容量，以提高有效循环血量、心排血量，改善组织灌流；其次根据休克的不同发展阶段合理应用血管活性药物，纠正酸中毒，改善微循环状态。
【实验材料】
1.实验动物
成年家兔
2.器材与药品
（1）BL-420E+生物信号描计系统，婴儿秤；
（2）动物手术器械、动脉导管、静脉导管、气管插管、三通管、导尿管等
（3）实验药品：25%乌拉坦溶液、肝素、生理盐水、去甲肾上腺素
【观察指标】
1.呼吸
2.尿量
3.动脉压
4.中心静脉压
【实验步骤】
1.麻醉和固定：家兔称重后，25%乌拉坦按4ml/kg体重耳缘静脉注射麻醉，动物仰卧位固定，剪去家兔手术部位的被毛。
2.颈部手术：从甲状软骨向下作5cm~7cm长的颈正中切口，分离气管、左侧颈总动脉和右侧颈外静脉。
3.插管：①气管插管，剑突连接张力换能器以描记呼吸曲线；②插导尿管记录尿量；③耳缘静脉注射肝素1ml/kg；④左侧颈总动脉插入与换能器相连的颈动脉
导管；⑤从右侧颈外静脉插入与换能器相连的静脉导管。
4.观察：记录休克前家兔的呼吸，尿量，动脉压以及中心静脉压。
5.放血：从动脉插管处快速放血至平均动脉血压40mmHg时停止。
6.再观察：记录放血后20min家兔呼吸，动脉压以及中心静脉压的变化并于放血后立即记录家兔10min的尿量。
7.抢救：将放出的血液经静脉插管快速回输，并静脉推注去甲肾上腺素，观察此时各项指标的变化
【注意事项】
1.麻醉深浅要适度，麻醉过浅，动物疼痛，可致神经源性休克；过深则抑制呼吸。
2.动、静脉导管，事先用肝素充盈，排除空气。
导管插入后，再推入少量的肝素抗凝，防止导管前端堵塞；静脉导管插入后可缓慢滴注生理盐水保持管道通畅。
放血后也应及时往动脉导管内推注肝素。
3.不能将血液直接倒入输液瓶内，而要顺着瓶壁流下来，以免损伤红细胞。
4.输液时应注意三通管的使用，输液装置只能单向与静脉导管相通，不能在输液的同时测中心静脉压。
要观察中心静脉压时，需关闭输液通道，使换能器与静脉导管单向相通。
【实验结果预测】
少量失血后，呼吸急促，动脉压因代偿不变或升高；
大量快速失血后，家兔呼吸减微弱，血压明显下降，尿量明显减少，出现失血性休克症状。