实验一 药理学实验的基本技能
药理学实验指导
药理学实验指导（供自学助考班用）实验一药理学实验基础知识与常用动物捉拿、给药【目的】1、学习药理学实验基础知识；2、掌握药理学实验常用动物捉拿、给药方法。
【器材】1ml、5ml、20ml注射器，大、小鼠灌胃针头，4号、6号注射针头，250ml烧杯、鼠笼(或铁丝笼)，天平秤、砝码。
【药品】0.9%生理盐水。
【动物】小白鼠、大鼠、家兔。
【内容】一、实验动物的捉拿方法1、蛙和蟾蜍左手握持蛙或蟾蜍，食指和中指夹住左前肢，拇指压住右前肢；右手将双下肢拉直，左手无名指及小指将其压住而固定。
此法用于淋巴囊注射。
毁脑和毁脊髓则用左手食指和中指夹持蛙或蟾蜍的头部，拇指和无名指小指握持双下肢，右手持刺针进行操作。
2、小白鼠可采取双手法和单手法两种形式。
双手法：右手提起鼠尾，放在鼠笼盖或其他粗糙面上，向后方轻拉，小白鼠则将前肢固定于粗糙面上。
此时迅速用左手拇指和食指捏住小白鼠颈背部皮肤，并以小指与手掌尺侧夹持其尾根部，固定于手中。
单手法：小白鼠置于笼盖上，先用左手食指与拇指抓住鼠尾，手掌尺侧及小指夹住尾根部，然后用左手拇指与食指捏住颈部皮肤。
3、大白鼠大白鼠容易激怒咬人，捉持时左手应戴防护手套或用厚布盖住大鼠，先用右手抓住鼠尾，再用左手拇指和食指握住头部，其余手指与手掌握住背部和腹部。
不要用力过大，切勿捏其颈部，以免窒息致死。
4、家兔用左手抓住颈背部皮肤(抓的面积越大，其吃重点越分散)。
将兔提起，以左手托住其臀部，使兔呈坐位。
二、实验动物的给药途径与方法1、小白鼠给药途径与方法灌胃(ig)：左手固定小鼠，右手持灌胃器，灌胃针头自口角进入口腔，紧贴上腭插入食道。
如遇阻力，将灌胃针头抽回重插，以防损伤。
常用灌胃量为0.1～0.2ml/10g。
皮下注射(ih)：可用腹部、背部、腹股沟的皮下，此处皮肤比较松弛，也可由助手协助。
注药量一般为0.1～0.2ml/10g。
肌肉注射(im)：一人抓住小鼠头部皮肤和尾巴，另一人持连4号针头的注射器，将针头刺入后腿外侧肌肉。
药理学实验基本操作实验报告
药理学实验基本操作实验报告实验名称：药理学实验基本操作实验目的：通过学习药理学实验基本操作，掌握常用的药理学实验设计、实验操作、数据分析和实验结果的解释等方面的知识，提高实验操作技能。
实验内容：1. 药效学实验：构建药效学曲线和计算药效学参数。
2. 毒性学实验：测定毒剂的毒性。
3. 药代动力学实验：测定药物吸收、分布、代谢和排泄等动力学参数。
4. 药物作用机制实验：测定药物在体内的受体作用、酶促反应和细胞信号转导等方面的作用机制。
实验步骤：1. 药效学实验：选定药物和实验动物，将药物以不同剂量注射或口服给实验动物，记录实验动物的反应和症状等数据，以此构建药效学曲线，并根据曲线计算药效学参数。
2. 毒性学实验：选定毒剂和实验动物，将毒剂以不同剂量注射或口服给实验动物，记录实验动物的反应和症状等数据，以此测定毒剂的毒性。
3. 药代动力学实验：选定药物和实验动物，将药物以不同途径给实验动物，收集实验动物的血液、尿液、粪便等样本，测定药物的浓度并绘制药代动力学曲线，根据曲线计算药物的吸收、分布、代谢和排泄等动力学参数。
4. 药物作用机制实验：选定药物和实验动物，将药物以不同途径给实验动物，通过生化学、免疫学、分子生物学等技术手段测定药物的作用机制，如受体结合、酶促反应和细胞信号转导等方面的作用机制。
实验结果：1. 药效学实验：根据药效学曲线计算药效学参数，如EC50、ED50、TD50等。
2. 毒性学实验：根据实验动物的反应和症状等数据，测定毒剂的毒性，并评估毒剂的安全性。
3. 药代动力学实验：根据药代动力学曲线计算药物的吸收、分布、代谢和排泄等动力学参数，如AUC、t1/2、Cl等。
4. 药物作用机制实验：测定药物在体内的受体作用、酶促反应和细胞信号转导等方面的作用机制，以揭示药物的作用方式和作用机理。
实验结论：通过药理学实验基本操作的学习和实验操作的实践，掌握了常用的药理学实验设计、实验操作、数据分析和实验结果的解释等方面的知识和技能，有助于提高实验操作技能并深入了解药物的药效学、毒性学、药代动力学和作用机制等方面的知识。
药理学实验
药理学实验一药理学实验基础及基本技能训练【实验目的】熟悉注射器、灌胃针头的构造、规格和主要用途。
学会正确使用注射器及灌胃针头；学常用实验动物的捉持和给药方法；学会实验动物给药量的计算。
【实验对象】小白鼠【实验器材】注射器、灌胃针头、鼠笼、棉签。
【实验药品】生理盐水、碘伏。
【实验步骤】1．多媒体示教实验动物的捉持及给药方法：（实验原理1）（1）捉持法用右手提起鼠尾，将其放于粗糙面（如鼠笼）上。
右手向后拉鼠尾，使其固定在粗糙面上。
此时应趁其不备迅速用左手拇指和食指捏住小鼠双耳及头颈部皮肤。
然后，翻转小鼠使其腹部向上平卧于掌心中，用无名指和小指压住鼠尾并固定于手中（2）给药法①灌胃法（ig）：左手捉持小鼠，头部向上，颈部拉直。
右手持配有灌胃针头的注射器，自口角插入口腔，与食管成一直线，然后沿上颚轻轻插入食管，如插入无阻力、小鼠无挣扎、呼吸无异常、口唇无发绀等现象，即可注入药液。
若遇阻力，应退回重插，以免插入气管引起小鼠死亡。
药液量一般为0.1～0.3ml/10g体重，每只不超过0.5ml （图1）。
②腹腔注射法（ip）：左手捉持小鼠，右手持注射器（选用5或6号注射针头），与腹壁呈45°角，自下腹部一侧向头端刺入腹腔。
进针时角度不宜太小，部位不能太高，刺入不能太深，否则会损伤内脏。
药液量一般为0.1～0.2ml/10g体重，每只不超过0.5ml（图2）。
③皮下注射法（sc）：可两人合作，一人用左手捏住小鼠头部皮肤、右手拉住鼠尾固定小鼠；另一人左手捏起小鼠背部皮肤，右手持注射器，将针头刺入背部皮下注入药液。
也可单人操作，按前法捉持小鼠，右手持注射器，针头沿右侧肋缘上穿入皮下，向前推至右前肢腋下部位，推入药液即可。
药液量一般为0.05～0.2ml/10g体重，每只不超过0.3ml。
④肌内注射法（im）：两人合作，一人固定小鼠，另一人将注射器针头刺入小鼠后肢外侧肌肉内注入药液。
药液量每腿不超过0.1ml。
药理学实验的基本知识
大鼠皮下注射
注射部位可在背部或后肢外侧皮下，操作 时轻轻提起注射部位皮肤，将注射针头刺 入皮下后推注药液。 一次注射量不超过1ml/100g体重。
2．腹腔注射法
（1）小鼠腹腔注射 左手固定动物，使腹部向上，头呈低位。 右手持注射器，在小鼠下腹部腹白线稍向 左或右的位置，从下腹部朝头方向刺入皮 肤，针头到达皮下后， 沿皮下向前推进3～ 5mm，然后使注射器针头与皮肤呈45°角刺 入腹膜。 针头刺入腹膜后感抵抗力消失， 此时在保持针头不动的状态下回抽针栓， 如无回血或尿液，则可推入药液。 一次可注射量为0.1～0.2ml/10g体重。
双色涂染法是采用两种颜色同时进行染色标记的 方法。双色法色法可标记100位以内的号码。 例如用苦味酸（黄色）染色标记作为个位数，用 品红（红色）染色标记作为十位数。个位数的染 色标记方法同单色涂染法；十位数的染色标记方 法参照单色涂染法， 即左前肢为10号、左侧腹部20号、左后肢30号、 头部4 0号、背部50号、尾根部60号、右前肢70号、 右侧腹部80号、右后肢90号，第100号不作染色标 记。 比如标记第12号实验动物，在其左前肢涂染品红 （红色），在其左侧腹部涂上苦味酸（黄色）即 可。
实验报告的书写
每次实验，均要求写出实验报告。实验报 告应注意文字简练，通顺，书写清楚，整 洁，正确使用标点符号。
动物实验的基本操作技术
实验动物是指人工饲养，对其携带的微生 物实行控制，遗传背景明确或者来源清楚 的动物。 这些个体具有较好的遗传均一性、对外来 刺激的敏感性和较好的重复性。
动物的抓取
大鼠的抓取固定方法
大鼠的抓取斯基本同小鼠，只不过大鼠比小鼠牙尖 性猛，不易用袭击方式抓取，否则会被咬伤手指， 抓取时为避免咬伤，可带上帆布手套。
药理学实验基本操作方法
药理学实验基本操作方法药理学实验基本操作方法是指在药理学研究中进行药物活性、毒性、代谢及药效评价等方面的实验操作方法。
下面将详细介绍药理学实验的基本操作方法。
1. 药物制备：首先需要准备所需的药物溶液。
根据实验需要，药物可以是天然的、合成的或者已经商业化的。
药物溶液的配制方法包括溶于溶剂中、配制不同浓度的药物溶液等。
药物在实验前需要进行精确称量，确保药物剂量的准确性。
2. 动物实验模型：选择合适的动物模型是进行药理学实验的关键。
常用的动物模型包括小鼠、大鼠、猪、猴等。
通过选用适合的动物模型可以更好地模拟人体的生理和病理状态，从而评价药物的疗效和安全性。
在动物实验前，需要进行动物的饲养和培养。
3. 药物给药方式：药物给药方式的选择取决于药物的性质和实验的目的。
常用的给药方式包括经口给药、静脉注射、皮下注射、直肠给药等。
给药时需要注意用药剂量、次数和给药时间的准确控制。
4. 临床观察和测量指标：在药理学实验中，需要对动物进行临床观察和测量，以评价药物的药效和毒性。
常见的观察指标包括体温、心率、呼吸频率、血压等。
另外，还可以通过采集血液、尿液等样本，进行对药物代谢、药物浓度的测定。
5. 数据处理和统计分析：药理学实验结束后，需要对实验数据进行处理和统计分析。
数据处理通常包括数据整理、计算药物的半数抑制浓度（IC50）、最大效应等指标，绘制药效曲线等。
统计分析可以通过方差分析、t检验、相关性分析等方法进行。
6. 实验设备消毒和废弃物处理：在药理学实验过程中，需要定期对实验设备进行消毒，以防止交叉感染。
实验结束后，需要按照相关规定安全处理药物残余和废弃物，确保实验环境的安全和卫生。
总结起来，药理学实验的基本操作包括药物制备、动物实验模型选择、药物给药方式、临床观察和测量指标、数据处理和统计分析以及实验设备消毒和废弃物处理。
这些基本操作方法是进行药理学实验的基础，通过合理的操作方法可以提高实验的准确性和可靠性，为药物的研发和临床应用提供科学依据。
药理学实验
针对药理学有关知识容与实验课的要求，拟开设以下几个方面的实验：实验一:药理学实验的基本知识及基本技能训练（4学时）实验目的与要求：通过实验使学生掌握药理实验有关的动物选择、应用、捉拿、给药、采血等基本知识及基本技能的训练。
要点：一、常用动物捉持方法⑴小鼠捉持⑵家兔捉持二、常用动物给药方法⑴小鼠灌胃——；皮下注射——；腹腔注射——；肌肉注射——；尾静脉注射——；⑵家兔灌胃——；耳缘静脉给药——；三、常用动物取血方法⑴小鼠后眼眶静脉丛取血——用拇指和食,中指捏住鼠颈部,利用捏紧的压力,使静脉丛淤血.将一特制硬玻璃吸管(约长15cm,前端拉成管壁略厚的毛细管),从眼角插入眼睑和眼球之间,轻轻香眼底方向移动，并略加捻转，血即自然顺便玻璃管流出。
⑵眼眶动脉、静脉取血——左手抓住小鼠，拇指和食指尽量将头部皮肤捏紧，使眼球突出，用无钩弯镊将眼球摘除，将鼠倒置，血即流出1. 小鼠捉持法以右手捉小鼠尾，将小鼠放于粗糙面上，向后轻拉小鼠尾部，使小鼠固定于粗糙面上。
用左手的拇指、食指和中指捏住小鼠两耳及头部皮肤，无名指、小指和掌心夹住背部皮肤和尾部，使头部朝上，颈部拉直但不宜过紧，以免窒息（见图1—1）。
另一种捉持方法是只用左手，先用食指和拇指抓住小鼠尾巴，后用手掌及小指和无名指夹住其尾部，再以拇指及食指抓住两耳和头部皮肤（见图1—2）。
前者易学，后者便与快速捉拿给药。
图1—1 小鼠的捉拿方法1 图1—2 小鼠的捉拿方法22. 小鼠灌胃以左手捉持小鼠，头部朝上，使其头颈充分拉直。
右手拿起装有灌胃针头的注射器，自口角插入口腔，再从舌面紧沿上腭进入食道（见图1—3）如插入正确，灌胃针头容易进入，如遇阻力，可能插入气管，应退出再插。
灌胃液最多不超过0.1ml。
图1—3小鼠的灌胃法图1—4小鼠的皮下注射法3. 小鼠皮下注射将小鼠至于铁丝网上，左手抓住小鼠，以拇指扣食指捏起背部皮肤，右手持注射器刺入背部皮下注射药液。
（见图1—4）。
药理学实验
动情况，比较两只小鼠有何不同？
[记录]
组别 正 常 损坏 肾功 鼠号 1 2 3 4 体重(g) 药量（ml) 注射时间 产生作用时间 表 现 备 注
实验结束后可将小鼠处死，比较二组动物肾脏的差别。氯化高汞中毒小鼠的 肾脏常明显肿大。如用小刀纵切，可见到皮质部较为苍白，髓质部有充血现象。 ［讨论题］ 为什么两组小白鼠的表现不同？有何意义？
攻击肝细胞膜上的磷脂分子， 使脂质过氧化
三氯甲基自由基 (· Cl3 ) 与微粒体Pr发生共价结合，损伤细胞 膜的结构功能，使可溶性酶活性↑
四氯化碳
功能氧化酶系统
(活性代谢产物）
直接溶解 肝细胞膜
抑制钙泵，使Ca 2+↑, 使肝细胞内Ca堆积
↓
死亡
戊巴比妥钠属巴比妥类药物，具有镇静催眠抗惊厥的 作用。随用量的增加而出现镇静、催眠、麻醉的作用。主要 在肝脏代谢失活。
2、组距、组数的确定
在预备实验所获得的0%和100%的致死量范围内确定组距、组数。 组距：指相邻两组剂量对数之差。用“ⅰ”表示。 ⅰ＝ＤK-ＤL／G-1 ＤK、ＤL分别为最大剂量、最小剂量的对数值；Ｇ为预计组数。 一般组距在0.08－0.1之间（ⅰ值过小则分组过多，各组间死亡率重叠；ⅰ值过 大则分组过少，使标准误增大）。 ⅰ的大小取决于实验动物对被试因素的敏感性。敏感性大，组距可小，敏感性小 则组距大。
小叶比正常肝脏更清楚。 ［讨论题］
为什么损坏肝组织的小白鼠在注射戊巴比妥钠后作用时间长？有何意义？
实验方法
• 2、肾功能对药物作用的影响 取正常小白鼠和肾功能已被破坏的小白鼠（实验前 24小时腹腔注射０.1%氯化高氯化汞 )各2只，称其体重， 分别腹腔注射3%的硫酸链霉素 0.15ml/10g，观察小鼠的 活动情况，比较两只小鼠有何不同？
药理学实验的基本知识和基本技术
药理学实验的基本知识和基本技术一、实验动物的种类选择药理学实验常用的动物有小白鼠、大白鼠、豚鼠、家兔、猫、犬、蛙、蟾蜍等。
常根据实验目的和要求选用不同的实验动物。
由于不同的动物具有不同的特点，故所选用的动物应能较好地反映试验药物的选择性作用，并符合节约的原则。
小白鼠：系实验室最常用的一种动物。
易于大量繁殖，且价廉，适用需要大量动物的实验，如药物筛选、半数致死量测定、药物效价比较、抗感染、抗肿瘤药物及避孕药物的研究等。
大白鼠：与小白鼠相似。
一些在小白鼠身上不便进行的实验可选用大白鼠，如药物抗炎作用的实验常选用大白鼠踝关节制备关节炎的模型。
此外也可用大白鼠直接记录血压、作胆管插管，或用大白鼠观察药物的亚急性或慢性毒性。
大白鼠的血压和人相近，且稳定，现常用于抗高血压药物实验。
豚鼠：是实验室常用动物之一。
对组织胺很敏感，容易致敏，常用于平喘药和抗组胺药的实验。
对结核菌亦敏感，故也用于抗结核药的研究。
此外还用于离体心脏及平滑肌实验，其乳头肌和心房常用于电生理特性及心肌细胞动作电位实验，研究抗心律失常药物的机理。
家兔：温顺、易饲养，常用于观察药物对心脏、呼吸的影响及农药中毒和解救的实验。
亦用于研究药物对中枢神经系统的作用、体温实验、热原检查及避孕药实验。
猫：与家兔比较，猫对外科手术的耐受性强，血压较稳定，故常用于血压实验。
但价格较贵。
此外，猫也常用于心血管药物及中枢神经系统药物的研究。
犬：药理实验需大动物时常用犬。
常用于观察药物对心脏泵功能和血流动力学的影响，心肌细胞电生理研究，降压药及抗休克药的研究等。
犬还可以通过训练，用于慢性实验研究，如条件反射、高血压的实验治疗、胃肠蠕动和分泌实验、慢性毒性实验。
蛙和蟾蜍离体心脏能较持久地有节律地搏动，常用于观察药物对心脏的作用；坐骨神经和腓肠肌标本可用来观察药物对周围神经、神经肌肉或横纹肌的作用；蛙的腹直肌还可以用于鉴定胆碱能药物的作用。
须注意：由于动物对外界刺激的反应存在个体差异，在选择实验动物时，还应注意动物的年龄、体重、性别、生理状态、健康状况及其品系、等级等因素对实验的影响。
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实验一药理学实验的基本技能一、实验动物的基本技能和实验技术基础1.实验动物的标记大、小鼠和白色家兔的标记常用3～5％黄色苦味酸溶液涂于皮毛上标号。
常用的方法：1号 ---左前腿2号 ---左腰部3号 ---左后腿4号 ---头部5号 ---正中6号 ---尾根部7号 ---右前腿8号 ---右腰部9号 ---右后腿10号 ---不标记2.实验动物的捉持（大、小鼠）(1)小鼠的捉持用右手提起鼠尾，放在粗糙物（如鼠笼盖）上面，向后轻拉鼠尾；用左手拇指和食指捏住其两耳颈背部皮肤，将小鼠固定在掌中，使其腹部朝上，然后以无名指和小指夹住鼠尾或小鼠的左后肢。
（2）大鼠的捉持捉持和固定方法基本同小鼠，无经验者可戴上防护手套，并应动作轻柔。
用右手捉住鼠尾，放在鼠笼盖上，向后轻拉鼠尾；左手掌面向鼠背，食指和中指压住鼠的头顶，拇指和无名指分别从鼠的两腋下插入，将鼠的两前肢卡住；或拽紧鼠后颈及后背皮肤即可。
图 1 小白鼠捉持法3、实验动物的给药方法（大、小鼠）（1）小鼠的给药方法灌胃（ig）：将小鼠固定后，使颈部拉直，右手持装有灌胃针头的注射器，自口角插入口腔，压其头部，使口腔与食道成一直线，沿上腭壁向鼠口腔的后下方轻轻插入食道。
如遇阻力，可将针头抽出再插，以免刺破食管或误入气管。
一般给药量为0.1～0.3ml/10g（体重）。
图 2 小白鼠灌胃法实验图 3 小白鼠腹腔注射法皮下注射（H或sc）：常在背部皮下。
轻轻捏起背部皮肤，将注射针头刺入皮下，稍稍摆动针头，若容易摆动则表明针尖位于皮下。
然后注入药液。
一般给药量为0.1～0.20ml/10g （体重）。
图 4 小白鼠皮下注射法腹腔注射（ip）：左手固定动物，右手持注射器，从下腹部外侧，呈45度角刺入腹腔，进针约3～5mm，一般给药量为0.1～0.3ml/10g（体重）。
肌内注射(im)：多注射于后肢股部肌肉，一般每侧不超过0.1ml。
尾静脉注射（iv）：将小鼠置于固定筒内，使尾部露在外面，用70％～75％的乙醇棉球擦尾部，或将鼠尾浸入45～59ºC温水中，待尾部左右侧静脉扩张后，左手拉尾，右手进针。
一般给药量为0.1～0.2ml/10g（2）大鼠的给药方法均同小鼠。
一般情况下，灌胃剂量为1～2ml/100g，皮下注射、尾静脉注射<1ml /只，腹腔注射为1.5ml /只，肌内注射为0.1～0.2ml/只。
此外大鼠尚有舌下静脉给药的方法。
图 5 家兔耳部血管分布图 6 家兔耳静脉注射法4、实验动物给药量的计算（1）药物浓度的表示方法溶液的质量（g）百分浓度（％）=—————————×100%溶液的体积（ml）（2）实验动物给药剂量一般按mg/kg(或g/kg)计算。
为了方便，大鼠和豚鼠可按每100g 计算，小鼠可按每10g计算。
给药剂量=药物浓度×给药体积（3）给药容量的计算：从已知药的浓度和已知给药剂量算出相当于每1kg体重应给药的毫升数（ml）。
例：小鼠体重22g，腹腔注射盐酸吗啡10mg/kg,药物浓度为0.1%,应注射多少毫升?药物浓度：0.1%=0.1g/100ml=100mg/100ml=1mg/ml给药剂量：10mg/kg=10ml/kg小鼠体重：22g=0.022kg10ml/kg×0.022kg=0.22ml或换算成ml/10g来计算较为方便：10ml/kg=0.1ml/10g。
这样再计算其他小鼠的给药量就很方便。
5、实验动物的处死方法（1）颈椎脱臼法此法常用于小鼠。
用左手拇指、食指或镊子用力压住小鼠的后头部，同时用右手抓住鼠尾用力向后上方牵拉，使之颈椎脱臼，鼠立即死亡。
（2）空气栓塞法此法常用于家兔的处死。
用注射器将空气快速注入静脉，可使动物立即死亡。
（3）击打法适用于较小的动物，如家兔、大鼠和小鼠等。
提起动物的尾部，用力敲击动物头部，或用要木锤打击头部，致使动物死亡。
（4）断头法此法适用于蛙、蟾蜍、小鼠和大鼠。
用剪刀将动物头部剪断，由于脊髓娄离且大量出血，动物很快死亡。
二、实验记录的内容和实验报告的写作1、实验记录实验记录是将实验内容如实地记录下来，长期保存备用。
其基本原则是真实、及时、准确、完整，实验过程中应认真做好实验记录。
内容一般应包括：（1）时间、天气、温度；（2）实验标本：动物的种类、体重、标记和标号及如何分组等。
（3）实验药物：药物的来源、批号、剂型、浓度、剂量及给药途径。
（4）实验进程、步骤和方法的详细记录。
（5）观测指标的变化和原始的描记图纸。
2、实验报告的写作实验报告要实事求事地反映实验的基本过程，并要对实际所得结果进行整理、计算、统计学处理，然后进行科学地分析讨论，进一步阐明实验的目的和意义。
一般包括以下内容：[实验目的][实验材料] 包括仪器、药品和动物。
要尽可能详细、具体、明确。
[实验方法] 可简明扼要地叙述，但关键环节或步骤必须写清楚。
[实验结果] 应根据实验获得的数据进行整理，并可对一个教学实验小组或全实验室的数据进行整理、归纳、分析和对比，尽量总结出图表。
尤其有观察时效关系的，描出时效曲线，一目了然。
数据须进行统计学处理，选择的统计学方法要恰如，检验效率要高。
[讨论]和[结论] 讨论与结论是报告的核心，应包括对实验结果的分析、思考题的探讨、实验、实验方法及实验中出现异常现象的分析、认识、体会和建议等。
实验二不同给药途径对药物作用的影响【目的和原理】观察给药途径不同，动物对药物反应有何不同。
【实验动物】小白鼠，体重18-24g，雌雄兼用【实验器材和药品】小鼠笼、天平、注射器（1ml）、大烧杯、小鼠灌胃器、10%硫酸镁、0.5%戊巴比妥钠【实验步骤和观察项目】1．硫酸镁不同给药途径对药物作用的影响取体重相近的小白鼠2只，编号并称重。
1号小白鼠腹腔注射10%硫酸镁溶液0.3ml，2号小白鼠经口灌胃10%硫酸镁0.6ml。
观察并比较两鼠有何不同现象发生，为什么？鼠号给药途径剂量（ml/只）呼吸肌张力大便1号2号2．戊巴比妥钠不同给药途径对药物作用的影响取体重相近的小白鼠3只，编号并称重。
观察小鼠正常活动情况及翻正反射，然后用0.5%戊巴比妥钠，分别从不同途径（灌胃、皮下注射、腹腔注射）给药0.1ml/10g，观察小鼠反应，记录小白鼠腹腔注射0.5%戊巴比妥钠的时间、翻正反射消失及恢复时间，计算睡眠潜伏期和睡眠持续时间。
鼠号给药途径剂量（ml/10g）睡眠潜伏期（min）睡眠时间（min）1号2号3号【思考题】同一药物、同等剂量以不同途径给药将会出现哪些不同反应？实验三急性毒性（LD50）的测定【目的】通过实验学习测定药物LD50的方法、步骤及计算过程，观察受试药品一次给予动物后所产生的急性毒性反应和死亡情况。
【原理】药物给药剂量与动物死亡率间呈正态分布，以对数剂量为横坐标、死亡率为纵坐标作图，可得到一对称S型曲线，其两端较平坦，中间较陡，说明两端处剂量稍有变化时死亡率的改变不易表现出来，在50%死亡率处斜率最大，该处剂量稍有变动时，其死亡率变动最明显，即最灵敏，在技术上也最容易测得准确，所以人们常选用LD50值作为反映药物的指标。
若将死亡率换算成机率单位，则对数剂量与机率单位呈直线关系，用数学方法可拟合其回归方程式，可精确地计算LD50及引起任何死亡率的剂量及相关数据。
【器材和药品】注射器（1ml）、天平、小鼠笼、苦味酸；盐酸普鲁卡因。
【动物】18～22g健康小鼠50只(正式试验)，雌雄各半（雌鼠应无孕），实验前禁食12h，不禁水。
【方法】1.预试验目的是寻找引起0%和100%动物死亡的剂量范围，以便正式实验时确定各组剂量。
一般是取小鼠9～12只，分3～4组，选择组距较大的一系列剂量腹腔注射给药，观察出现的症状并记录死亡数，找出引起0%及100%死亡率，至少应找出引起20%～80%死亡率的剂量范围，以保证量-效曲线跨越足够的范围。
普鲁卡因小鼠腹腔注射（ip）引起0%和100%动物死亡的剂量范围的参考值为：最小剂量（Dmin）121.3mg/kg，最大剂量（Dmax）290mg/kg。
2.剂量计算及药液配制(1)剂量计算根据预试结果找出Dmax及Dmin，设正式实验的剂量组数为n，剂量公比为r，则各组剂量为Dmax·rk-1，k为第几组，一般选用4～5组动物，r为0.6～0.85为宜。
例已知普鲁卡因Dmin=121.3mg/kg，Dmax=290mg/kg当n=6时，r=0.84, 各组剂量为：1. 290 mg/kg2. 290 mg/kg×0.84 = 243.6mg/kg3. 290 mg/kg×0.842= 204.6mg/kg4. 290 mg/kg×0.843= 171.9mg/kg5. 290 mg/kg×0.844= 144.4mg/kg6. 290 mg/kg×0.845= 121.3mg/kg（2）药液配制①药源充足时的配药方法最高浓度药液（母液）的配制小鼠腹腔注射体积为0.2ml/10g= 20ml/kg，每组药液量为4ml左右，为留有余地，各组动物所需药液体积定为6ml。
求出所需母液体积（V）及母液所需药量（M）V=各组动物所需药液体积/ (1-r)= 6 / (1-0.84)=37.5mlM = V ´ Dmax/(20ml/kg)=37.5´(290/kg) /(20ml/kg)=543.75mg各剂量组药液按下法稀释：543.75mg+生理盐水至37.5ml，混匀→第一组取6ml↓31.5ml+生理盐水6ml，混匀→第二组取6ml↓31.5ml+生理盐水6ml，混匀→第三组取6ml↓31.5ml+生理盐水6ml，混匀→第四组取6ml↓31.5ml+生量盐水6ml，混匀→第五组取6ml↓31.5ml+生理盐水6ml，混匀，为第六组药液②药源紧张时的配药法各组所需母液的体积（ml）为：第一组6 第二组6*r第三组6*r2 第四组6*r3第五组6*r4 第六组6*r5母液总体积(V)=6´(1+ r+ r2+ r3+ r4+ r5)总药量(M)=母液总体积´Dmax/（20ml/kg）计算出V、M后，取药量M，用生理盐水稀释至Vml，用移液管精密吸取各组所需的母液量，加生理盐水稀释至6ml，即为各组试验药液。
3．动物分组：将小鼠雌、雄分开。
分别称重，同一重量段（如18.0—18.9g）小鼠放入一个笼内，标记小鼠。
雌、雄小鼠分别按重量顺序分层随机分为6组，使不同性别和体重的小鼠能均匀分配于各组，每组10只。
4．给药：各组动物分别腹腔注射相应浓度的药液0.2ml/10g，立即详细观察，记录动物反应情况、死亡时间和数目。