大(小)鼠脑缺血再灌注模具体步骤及方法
大鼠脑缺血再灌注损伤模型造模方法
大鼠脑缺血再灌注损伤模型造模方法
方法简述：
体重230-260g雄性SD大鼠，禁食，自由饮水，麻醉，颈部去皮，仰卧位固定，颈正中线切口，沿胸锁乳突肌内缘分离肌肉和筋膜，分离左侧颈总动脉(CCA)、颈外动脉(ECA) 和颈内动脉(ICA)，在CCA 远心端和近心端及ECA处挂线备用。
用微动脉夹暂时夹闭ICA，然后近心端结扎CCA、ECA。
然后在距CCA分叉部4mm处剪一小口，将栓线插入到ICA, CCA远心端的细线轻轻系牢栓线，用眼科镊轻推栓线，从血管分叉处开始算距离，当插入深度在18mm时，结扎固定好栓线及ECA血管，后拔除栓线至ECA，再次扎紧ECA，缝合，术后给予青霉素抗炎。
注意事项：
1. 保温:60W白炽灯高度为37cm，直接照射能使肛温保持在37℃。
2. 推栓线时，要将血管放松至原来状态,且保证标记点在分叉处。
3. 栓线事先剪好。
4. 栓线不能在血管里反复进退，否则极容易造成蛛网膜下腔出血。
5. 插入线栓要轻柔熟练，速度尽可能快，以避免时间长了血管内血栓形成。
小鼠灌注取脑
成年小鼠心脏灌流及取脑组织步骤实验步骤：1、小鼠麻醉后立即将其用针头固定在泡沫板上（用针头插住四肢）。
用镊子扯起胸部皮肤，另一只手用剪刀剪开胸腔的皮肤和肋骨，暴露出心脏和肝脏。
2、将注射针头插入小鼠左心室，同时将小鼠肝脏减掉，以使血液流出。
灌注生理盐水，时间维持在1min （10~20ml ）灌注液左右，血液排除后四肢、肝脏和舌头会变白。
3、待小鼠四肢、肝脏和舌头变白之后，用4%PFA灌流固定，当PFA 流至大脑处可能会使小鼠尾巴略有反射现象（有时可能没有），此时可将灌流速度下调，以使固定更加充分。
整个PFA灌流时间约为5min。
（固定原理：多聚甲醛可以使蛋白质交联）4、将导管始端从PFA中拿出，待管中液体流尽后，将心脏上的针头拔下，如果固定的较好，可发现小鼠眼球呈现白色。
将托盘中的血液倒至废液桶内，并准备下一步的取脑操作。
取脑及脱水:1、剪开头部皮肤，露出白色头盖骨。
将延髓上包被的软骨剪开，除去多余的结缔组织。
需要注意的时，眼睛要由剪刀剪下，不能够直接扯下来，因为眼睛后部连着视神经，如果扯的话有可能会损坏视交叉上核等其他脑部组织。
2、将头盖骨小心剥开，露出白色的脑部，在剥嗅球部位时要格外小心，必要的话可以先将嗅球前部的碎骨留着待进一步固定之后再去除。
3、将头盖骨剥开后，将脑下部连接的神经逐条剪短（可看到视神经交叉），待全部剪断后将脑整个剥离出来。
4、将剥离出来的脑浸泡在4%PFA中，过夜固定。
5、将PFA液换为30%蔗糖进行脱水（防止冷冻切片时形成冰晶和孔洞），初始脱水时脑会浮在蔗糖上面，待完全脱水后脑会沉底。
此时可将脑取出进行冷冻切片。
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大鼠脑缺血模型制作
大鼠脑缺血模型制作大鼠脑缺血是一种神经病理学状态，常用于研究脑缺血和再灌注相关的疾病，如中风和心脑血管疾病。
制作大鼠脑缺血模型可以帮助研究者深入了解脑缺血的机制，并探索治疗方法。
下面将介绍一种常用的大鼠脑缺血模型制作方法。
材料准备：1.正常健康的大鼠（约250-300g）2.异氟醚（用于麻醉大鼠）3.氧化氮（用于麻醉大鼠）4.0.9%氯化钠溶液（生理盐水，用于预先裂解血栓）5.弹簧夹（用于阻断大脑供血）6.血管夹（用于再灌注）7.生理盐水或PBS（用于清洗伤口和冲洗大脑）操作步骤：1.麻醉大鼠-以适当的浓度向氧化氮罩中送气，让大鼠吸入异氟醚麻醉。
-确定大鼠是否处于麻醉状态，如失去帕金森反射。
-为了确保大鼠的安全性和麻醉质量，要定期监测大鼠的许多生理参数，如呼吸频率、血氧饱和度和体温。
2.颅窗手术-将大鼠固定在手术台上，用5%碘伏消毒实验区域的皮肤。
-在头部进行剃发和消毒。
- 用手术刀在头部切开皮肤，在颅骨上切开一个直径约 1 cm的圆洞。
-清除头骨上的组织，暴露出颅骨。
-用电动开骨钻在颅骨上进行微抖动，直到打开一个圆洞。
通过控制速度和钻头的压力来避免损伤脑组织。
-用细钳将头皮撕开，暴露出脑膜。
3.制作脑缺血-用生理盐水或PBS洗涤脑膜，以确保大脑的清洁。
-用弹簧夹仔细阻断大脑的供血。
通常选择大脑的前动脉（MCA）或双侧MCA，使大脑区域发生缺血。
-检查大鼠是否出现神经功能缺陷，如软瘫、不对称性和意识丧失等。
-记录缺血时间，通常在20-30分钟之间。
-选择再灌注时间，通常是60分钟。
4.再灌注-在再灌注前，用生理盐水或PBS冲洗大脑。
通过防止缺血时间和再灌注时间的太长，以减少实验操作引起的伤害。
-用血管夹将阻断的血管解除，实现再灌注。
-观察大鼠是否恢复神经功能，例如排尿、动作和体位等。
-保持大鼠体温适宜，定期监测大鼠身体参数。
5.实验后处理-在实验结束后，用生理盐水或PBS冲洗伤口。
-给大鼠提供足够的水和食物，让其恢复。
大鼠脑干缺血再灌注模型制备—脑干缺血再灌注损伤病理和脑干血流变化
大鼠脑干缺血再灌注模型制备—脑干缺血再灌注损伤病理和脑干血流变化目的：脑干缺血再灌注模型的建立对于脑干缺血损伤及再灌注损伤的病理，病生理及药理学研究具有重要意义。
目前国内外文献对此模型的研究鲜有报道，以往对于脑干缺血的研究只停留在脑干持续缺血后一系列病生理，电生理及生化等方面，并且多集中于犬、猴等大型动物。
因此我们尝试应用大鼠制作脑干缺血再灌注模型，对再灌注后早期的病理，病生理进行了观察，并且观察了夹闭前后和再灌注前后脑干血流的变化。
方法：雄性wistar大鼠，分为再灌注组，夹闭组和假手术组。
于大鼠基底动脉(BA)第一无分支区和第二无分支区分别应用微型动脉夹夹闭若干时间后再行开放来制作缺血再灌注模型；缺血组只夹闭BA不予开放；而假手术组只暴露BA。
观察大鼠BA夹闭再通后的神经症状。
应用TTC(2，3，5-氯化三苯基四氮唑)染色确定缺血范围及程度。
分别在BA 夹闭后0.5h，1h，2h，3h，6h及再灌注1h后取脑干组织进行光镜观察。
应用激光多普勒技术测量基底动脉夹闭前后以及再通后的血流值。
应用统计软件SPSS(10.0版)对相关数据进行统计学处理及分析。
结果：两点夹闭基底动脉后大鼠出现不同程度的呼吸不规则、抽搐、呃逆、瞳孔扩大或缩小、对光反应减弱、肢体瘫痪及昏睡等症状，随着血管的再通，这些症状并没有减轻。
TTC染色显示于第一、第二无分支区夹闭基底动脉后，缺血范围主要集中在脑桥和延髓上部。
基底动脉闭塞后，脑干组织血流量较闭塞前明显减少，再通后血流量与闭塞前基线值并不一致，夹闭时间0.5h、1h和1.5h组的血流量较基线值高，而2h和3h组的再通后血流量较基线值低。
光镜结果：夹闭0.5h未见组织缺血，可见组织出血，再灌注后可见明显的血管扩张充血及血管周围出血；夹闭1h未见组织缺血损伤；夹闭2h，可见缺血分界区，缺血区可见组织水肿，染色浅淡，部分神经元胞膜增厚、皱缩、核仁浓染，轻度髓鞘脱失，再灌注后，浅染区较闭塞组减少，髓鞘脱失不明显，但有明显的血管扩张出血和少量组织出血；夹闭3h，可见明显的缺血分界区，缺血中心区组织水肿、浅染、间隙增大，神经元有明显的缺血损伤，胞体出现空泡现象，尼氏体减少或消失，细胞皱缩等，可见轻度髓鞘脱失，再灌注后缺血损伤程度减轻，可见明显的出血现象；夹闭6h，缺血区明显扩大，有时可由腹侧延伸至背侧，缺血中心区出现神经元固缩和变性坏死，边缘区可见神经元胞体皱缩、尼氏体减少，髓鞘脱失严重，再灌注后缺血范围未见明显减小，并可见组织出血，髓鞘脱失严重，部分缺血区内可见白细胞浸润。
小鼠缺血再灌注
小鼠缺血再灌注（实用版）目录1.小鼠缺血再灌注的背景和意义2.小鼠缺血再灌注的实验方法和操作步骤3.小鼠缺血再灌注的实验结果和分析4.小鼠缺血再灌注的结论和展望正文一、小鼠缺血再灌注的背景和意义小鼠缺血再灌注是指在小鼠体内某一部位发生缺血后，再通过灌注使其恢复血流。
这一过程在生物医学研究中具有重要意义，因为它可以模拟人类某些疾病的发生过程，如心肌梗死、脑卒中等。
通过研究小鼠缺血再灌注，可以深入了解缺血后再灌注对组织和器官的影响，为临床治疗提供理论依据。
二、小鼠缺血再灌注的实验方法和操作步骤1.实验动物选择：选用健康成年小鼠，分为实验组和对照组。
2.制备缺血模型：将实验组小鼠放入灌注装置中，通过调整灌注流量和时间，使小鼠某一部位（如心肌、脑组织等）发生缺血。
3.观察缺血程度：通过检测相关生理指标（如心率、血压、血氧饱和度等），评估小鼠缺血程度。
4.再灌注操作：在观察到缺血程度达到预设值后，恢复灌注流量，使缺血部位重新获得血流。
5.观察再灌注效果：通过检测生理指标，评估再灌注对小鼠的影响。
三、小鼠缺血再灌注的实验结果和分析实验结果显示，在缺血发生后，小鼠的心率、血压、血氧饱和度等指标会发生明显变化。
再灌注后，这些指标会逐渐恢复到正常水平。
但不同缺血时间和程度的小鼠，再灌注后的恢复情况有所不同。
通过对实验结果的分析，可以得出以下结论：1.缺血再灌注对小鼠的组织和器官具有一定的保护作用，能够减轻缺血带来的损伤。
2.缺血时间和程度的不同，再灌注的效果有所差异，提示再灌注治疗需要个体化。
四、小鼠缺血再灌注的结论和展望总之，小鼠缺血再灌注实验为研究缺血后再灌注的生物学效应提供了一个有效模型。
通过对这一模型的深入研究，可以为临床治疗缺血性疾病提供理论依据和技术支持。
全脑缺血再灌注动物模型建立方法
全脑缺血再灌注动物模型建立方法引言全脑缺血再灌注是一种临床上常见的危重症，常见于心脏骤停、溺水等情况下，出现全脑缺血缺氧，随后通过复苏措施进行再灌注。
建立全脑缺血再灌注动物模型对于深入研究相关疾病的发病机制，评估治疗方法具有重要意义。
本文将介绍一种常用的全脑缺血再灌注动物模型的建立方法。
动物模型选择建立全脑缺血再灌注模型时，主要选择小鼠或大鼠作为实验动物。
一般情况下，小鼠更为常用，因其易于操作、成本较低，且其脑血管结构与人类相似，因此具有较高的可比性。
对于大鼠，其相对较大的体积能够更好地模拟人体情况，但操作相对较为复杂。
手术操作准备在进行全脑缺血再灌注动物模型的建立前，需要进行手术操作的准备工作。
首先需要进行动物的麻醉和固定，确保手术操作的安全性。
其次需要准备全脑缺血再灌注模型所需的仪器和设备，包括导管、监测仪器等。
在手术操作前，还需要对实验动物进行术前处理，包括禁食、定时给予抗生素等。
手术操作步骤1. 麻醉和固定：将实验动物置于麻醉箱内，使用合适的麻醉药物使其达到麻醉状态。
随后将其固定在手术台上，以确保手术操作的稳定性。
2. 手术部位暴露：在麻醉状态下，对实验动物进行皮肤消毒，随后进行手术部位的切开，暴露出颅骨表面。
3. 血管结扎：通过显微外科手术操作，对实验动物的颅骨表面的动脉和静脉进行结扎，以模拟全脑缺血的状态。
4. 缺血时间控制：根据实验设计的需要，控制全脑缺血的时间，一般为15至20分钟。
5. 再灌注：在全脑缺血一定时间后，通过解开血管结扎，使血液重新灌注至大脑。
6. 术后处理：对实验动物进行术后处理，包括给予液体、保暖、饲养等。
检测指标和评价方法建立全脑缺血再灌注模型后，需要对实验动物进行一系列的检测和评价，以评估其神经功能恢复情况。
常用的评价指标包括神经行为学评分、脑组织病理学检测、神经元凋亡检测、脑组织炎症因子检测等。
通过对这些指标的检测和评价，可以全面地评估全脑缺血再灌注模型的建立效果，为后续的实验研究提供可靠的依据。
小鼠脑缺血再灌注损伤药理实验研究技术路线图
Western blot 检测
Bax 、 Bcl-2 、
CytC
、
Caspase-9 、
Caspase-3 、
PARP-1 蛋白表达
小鼠脑缺血ቤተ መጻሕፍቲ ባይዱ灌注损伤药理实验研究技术路线图
ICR 小 鼠 (雄 ) 性 ） (xuxing
空白对照 组：假 手术组
局灶性脑缺血损 伤模型组
模型+阳 性药物 （×××）组
模型+ ×× ×（ 高、 中、低剂量）组
连续给予受试药物 5天
线栓法复制大脑中动脉阻塞（MCAO）局灶性脑缺血损伤模型：缺血 2h，再灌注 24h（缺血前 1h 给药一次，再灌注后 12h 再给药一次） 依 Bederson 法进行神经功能缺陷评分
取缺血区脑组织检测
1、T TC 染色 法测 定 脑梗死 面积 2、干湿 重法 检测 脑 水肿程 度 3、 HE 染 色 法进 行组织病理 学观 察
1 、 分光 光 度法 检 测 Caspase-3 活性 2 、 原 位末 端 标 记 （TUNEL）法检测细 胞凋亡 3 、 免疫 荧 光法 测 定 Bax 、 Bcl-2 、 Caspase-3、Cyt C 阳 性细胞数目
线栓法制备不同体重KM小鼠局灶性脑缺血再灌注模型的建立及评价
二、材料与方法
1、实验材料
1、实验材料
成年雄性SD大鼠，体重250-300g；线栓（直径0.27mm，长度4-6cm）；显微 镜；手术器械等。
2、实验方法
2、实验方法
（1）大鼠术前处理：SD大鼠术前禁食12小时，自由饮水。10%水合氯醛 （0.3ml/100g）腹腔注射麻醉，固定于脑立体定位仪上。
四、结论
四、结论
线栓法制备SD大鼠局灶性脑缺血再灌注损伤模型是一种操作简便、可重复性 好的方法，为研究脑缺血再灌注损伤的机制提供了良好的实验基础。然而，该模 型也存在一定的局限性，如不能完全模拟临床上的脑缺血再灌注损伤情况。因此， 在未来的研究中需要进一步改进和完善该模型，提高其模拟真实情况的能力。
摘要
结果：造模后，各组小鼠神经功能评分较造模前显著降低（P<0.05），脑梗 死体积较造模前显著增加（P<0.05），血清炎症因子水平均较造模前显著升高 （P<0.05）。与对照组比较，轻组和重组小鼠神经功能评分、脑梗死体积和血清 炎症因子水平均存在显著差异（P<0.05）。与轻组比较，重组小鼠神经功能评分、 脑梗死体积和血清炎症因子水平均存在显著差异（P<0.05）。
2、实验方法
（5）缺血和再灌注：缺血时间一般为90分钟。在缺血期间，密切观察大鼠的 行为表现及心电图的变化。缺血结束后，拔出线栓，实现再灌注。
2、实验方法
（6）术后处理：术后给予抗生素预防感染，并观察大鼠的行为表现及心电图 的变化。
三、结果与讨论
三、结果与讨论
通过线栓法成功制备SD大鼠局灶性脑缺血再灌注损伤模型。在缺血期间，大 鼠的行为表现及心电图的变化显示脑组织缺血的迹象；而再灌注期间，脑组织的 血液供应恢复脑组 织的损伤加重。这种模型为研究脑缺血再灌注损伤的机制提供了良好的实验基础。