组织病理切片的制作过程
组织切片制作
一、取 材 取材应注意事项： 取材应注意事项：
1 切取组织应根据需要观察的部位进行选择。 切取组织应根据需要观察的部位进行选择。 所取组织应包括脏器或组织的重要结构或全层， 所取组织应包括脏器或组织的重要结构或全层，同时考虑 好切面方向。 好切面方向。 病理组织除切取病变部位外， 病理组织除切取病变部位外，还要切取病变和正常组织交 界区域，以利观察分析。 界区域，以利观察分析。 2 切取的组织必须新鲜。 切取的组织必须新鲜。 取材后立即投入固定液中，否则组织会收缩变形， 取材后立即投入固定液中，否则组织会收缩变形，发生自 溶现象。 溶现象。
1
固定液的用量 应充足，一般为组织块体积的 倍左右 倍左右。 应充足，一般为组织块体积的10倍左右。
2
固定时间 应根据组织的种类、性质、大小，固定液的种类、性质、 应根据组织的种类、性质、大小，固定液的种类、性质、 种类 渗透力的强弱而定 而定。 渗透力的强弱而定。
一般组织， 左右， 如：一般组织，以10％福尔马林固定 ％福尔马林固定24h左右，波音 左右 波音(Bouin)氏固定液 氏固定液 12至24h，卡诺氏 固定液1h内 至 ，卡诺氏(Carnoy)固定液 内。 固定液
酒精固定液： 酒精固定液： 无水乙醇（纯酒精） 无水乙醇（纯酒精）85ml（或95ml） （ ） 15ml（或5ml） 蒸馏水 （ ） 优点：有固定兼脱水作用，固定后可直接放入 ％－ ％－95 优点：有固定兼脱水作用，固定后可直接放入85％－ 酒精中脱水。对糖原、 ％酒精中脱水。对糖原、纤维蛋白和弹性纤维等固定效 果好。 果好。 缺点：但固定速度较慢，易使组织变脆。一般先用 ％ 缺点：但固定速度较慢，易使组织变脆。一般先用85％ 酒精固定数小时再放入95％酒精继续固定。 酒精固定数小时再放入 ％酒精继续固定。 除此之外，还有重铬酸钾、苦味酸、升汞、醋酸、 除此之外，还有重铬酸钾、苦味酸、升汞、醋酸、丙酮 重铬酸钾 等单纯固定液。 等单纯固定液。
组织病理切片步骤
组织病理切片步骤全文共四篇示例，供读者参考第一篇示例：组织病理切片是临床病理学中一项非常重要的操作步骤，通过对组织标本进行切片、染色和观察，可以帮助医生准确诊断患者的疾病。
下面我们将介绍一下组织病理切片的具体步骤。
1. 标本采集：在进行组织病理切片之前，首先需要进行标本采集。
医生会根据患者的临床症状和检查结果，决定需要进行组织切片检查的部位，并采集相应的组织标本。
常见的标本包括活检标本、手术标本等。
2. 标本固定：采集到的组织标本需要进行固定处理，以保持细胞和组织的形态结构。
常用的固定剂包括福尔马林、4%的中性缓冲福尔马林等。
3. 标本包埋：固定后的组织标本需要进行包埋处理，即将组织标本置于蜡块中，以便进行切片。
包埋可以帮助维持组织的完整性和形态结构。
4. 组织切片：将包埋好的组织标本切割成薄片，即组织切片。
组织切片的厚度通常为3-5微米，切片时需要使用显微镜预先调整刀片角度和大小。
5. 组织染色：切割好的组织切片需要进行染色处理，以凸显组织细胞的形态和特征。
常用的染色剂包括伊红染、嗜酸性粒染、埃曼若染、普鲁斯染等。
6. 组织观察：染色后的组织切片可以放置于显微镜下观察，通过观察组织细胞的形态、核的大小和形态等特征，医生可以进行病理诊断。
7. 病理诊断：最终根据对组织切片的观察和分析，医生可以进行病理诊断，明确患者疾病的类型、程度和预后。
第二篇示例：组织病理切片是病理学检查中的重要步骤之一，通过组织切片的制备，医生可以观察组织的形态结构，从而对疾病进行准确的诊断和鉴别。
下面将介绍一下组织病理切片的步骤。
第一步：标本采集组织病理切片的第一步是采集标本。
医生会根据患者的症状和临床表现，选择合适的部位进行组织采集，通常是通过手术或活检的方式获取组织标本。
采集的标本要求完整、清晰，以确保后续的切片制备质量。
第二步：固定采集到的组织标本需要进行固定处理，以保持组织的结构和形态。
固定的目的是使细胞和组织中的蛋白质、核酸等不能再发生变性、氧化或降解，防止组织腐败和细胞溶解。
病理组织切片制作技术
病理组织切片制作技术病理组织切片制作技术病理组织切片常用的制作方法有三种。
即石蜡切片法，冰冻切片法和火棉胶切片法。
以石蜡切片法为代表，切片的基本制作过程是：组织取材→固定→冲洗→脱水→透明→浸蜡→组织包埋→组织切片→展片附贴→切片脱蜡→染色→脱水→染片透明→封固。
以上基本过程是互相联系的，任何一环节出现问题，都将使整个切片制作归于失败。
因此应细致、耐心、认真负责，并事先做好计划安排。
一、取材采取病料，要刀剪锐利，剪切时不可挤压，扯拉病料，以防人为损伤。
切取的工具要清洁。
采取病料越新鲜越好，一般不超过死后24小时。
应选择病变部与可疑病变部切取，切取时要由表及里，有浅入深并包括周围正常组织一部分。
特殊病料应根据器官的结构特点切取。
管状，囊状和皮肤组织应注意垂直切取（横切）。
带有薄膜的组织，要防止切时薄膜分离和脱落。
切取组织块大小，以1.5×1.5×0.3厘米为宜，最厚不宜超过0.5厘米。
组织块病变一面应平整光滑，另一面可不平整，以便包埋时辨认。
切取后，放入事先准备好的装有固定液的磨口玻璃广口瓶中，并做好标记。
二、固定固定的目的是迅速将组织细胞杀死，使细胞中的蛋白质，糖，脂肪等凝固，从而保持与活组织相似的结构状态。
材料取下后，应迅速固定。
固定液数量应为病理组织块的5到20倍。
由于一般把组织块浸入固定液后数小时，固定液渗入组织液的深度只达2到3厘米。
因此，可以放置冰箱内固定，使组织内酶失去作用，细菌也能停止滋生。
最常用的固定液是10%的福尔马林溶液：使用时，用40%的甲醛饱和水溶液10毫升，加水90毫升配成。
三、冲洗固定后的组织块，应将固定液洗去。
一般均用流水（自来水）冲洗12到24小时左右。
及时冲洗尚有停止固定的作用，防止固定过度，有利于制片染色。
冲洗时如不方便用流水冲洗，也可用较大容器盛装水浸洗，每隔相当时间换水一次。
整个浸洗时间比流水冲洗应稍长一些。
酒精固定的组织材料不需冲洗。
组织病理切片制备
组织病理切片制备
组织病理切片的制作，首先医生取下组织病理标本，放在10%的中性福尔马林里进行固定，固定完之后标本送到病理科。
小标本需要固定4-6个小时，大标本需要固定6-12个小时，固定完之后由病理医生进行取材。
所谓的取材指把标本取出放在标本盒里，置于全自动脱水机中脱水16个小时处理标本。
处理过程包括组织进行固定、透明、脱水、浸蜡，处理完16个小时之后，病理技师把标本拿到包埋机上进行包埋，把病变组织放在蜡里，包埋成病理蜡块。
蜡块包埋完之后，病理技师把蜡块放在切片机上进行切片，切片大约需要切3-4μm的切片。
切完片子需要捞在病理玻片上，玻片再进行脱蜡，放在二甲苯中需要透明，之后放在全自动染色机中进行染色，再放在封片机里进行封片，这样才能制成病理切片，这个过程一般需要2-3天的时间。
《病理检验技术》课件——石蜡包埋组织切片
石蜡包埋组织切片
7.若天气太冷，切片时组织蜡片容易碎裂，对着组织蜡块面 呵一口气后进行切片，可改善组织蜡片容易碎裂的情况，但 所切出的第一、二张组织蜡片厚度会比原来设定的切片厚度 稍厚一些，因此，前一、二张切出的组织蜡片不要。
石蜡包埋组织切片
6.调节切片刀的切片角度：切片机刀座上都有标 示切片刀切片角度的刻度，切片前需调节切片刀 至合适的切片角度，才能切好片。通常切片机上 刀座刻度范围为0°～10°，一般设定切片刀的 角度在8°左右为宜。但真正的切片角度是余隙 角。 所谓余隙角是指切片刀下刀锋倾斜面与组织蜡块 面的夹角。余隙角避免了切片时切片刀往返过程 中刀与组织蜡块面之间的摩擦。最理想的余隙角 是2°～4°，太大或太小都不能切好片。
3.如用金属框包埋组织蜡块，必须把四边修整平行，否 则在切片时会切出弯曲的组织蜡片带。
4.切片用毛笔应选用松软毛的水彩画笔，清扫切片刀上 的蜡屑时应顺着刀背往刀锋扫，避免刀锋切割笔毛，损 坏刀锋。
石蜡包埋组织切片
5.切片时转动切片手轮或推拉切片刀的动作要轻， 用力均匀。若用力太猛和速度太快，将会引起切片 压缩，也易导致轮转式切片机齿轮的磨损。
病理检验技术
石蜡包埋组织切片
石蜡包埋组织切片
组织石蜡切片 石蜡包埋组织切片
石蜡包埋组织切片
送检组织经过固定、 脱水、透明、浸蜡和 石蜡包埋制成组织蜡 块后即可马上进行切 片，称石蜡包埋组织 切片，简称石蜡切片。
石蜡包埋组织切片
一、石蜡切片操作过程
1.组织蜡块排序、冷冻：按病理号排序，先切在 前；蜡块组织面朝下放在一盘平整的冰块或冷冻 台上冷冻（-4～0℃）几分种后开始切片。
组织切片制作步骤
如何做出一张合格的组织切片？一般要先取材→固定→透明→包埋→切片，最后进行染色组化等操作。
本文着重叙述取材以后如何进行包埋和切片。
包埋可分为OCT包埋（冰冻切片）与石蜡包埋。
.冰冻切片对于组织的抗原性保留比较好，但是形态保留比较差，一般用来做原位杂交ISH，免疫荧光IF。
冰冻切片较厚一般厚度8~15μm。
冰冻包埋步骤较为简洁，固定之后，直接用镊子将样品放置到样品托上，挤压OCT完全包裹组织，放入冷冻机待OCT凝固即可。
凝固后就可以直接切片。
如果不能及时切片，用锡箔纸包装好，放入-80℃存放。
.石蜡切片，一般用来做HE染色或者免疫组织化学IHC。
厚度更薄，一般为4um，工艺较为复杂并且制作样本的好坏取决于不同组织的种类和组成，更加依赖制作者的经验，需要在实验过程中不断优化才能得到最佳的实验条件。
下面是石蜡包埋和切片的具体步骤：一、实验材料动物组织，4%多聚甲醛（PFA），PBS，ddH2O，二甲苯，梯度乙醇，石蜡，石蜡包埋机。
二、实验步骤1、取材：针对各组织部位规范化取新鲜组织，并用刀片单向切割成约3-4mm大小组织块，不要超过5mm。
2、固定：将切好的组织块放入4%多聚甲醛（PFA）中固定，以组织块与4%多聚甲醛体积比1：7为宜。
PFA最好现用现配，一般在4度固定24~48h即可，固定时间因组织而异。
冰冻切片可以直接用丙酮固定。
其他固定液比如缓冲福尔马林PBS配的福尔马林含有K+和Na+，PH=7.4。
固定的原理是采用蛋白质凝固剂，使细胞内的物质尽量接近其生活状态时的形态结构、位置和除水以外的物质的过程。
固定的目的是为了防止组织细胞自溶与腐败，防止细胞内的酶对蛋白质的分解作用，使细胞内的各种成分如蛋白质、脂肪、碳水化合物、酶类转变为不溶性物质，以保持原有的结构和生活时相仿。
关于固定液的选择可以参考这篇文章[1]。
3、洗去PFA：固定完毕后，流水冲洗3次，每次5分钟。
4、脱水透明：此步骤应根据不同组织设置合适时间，基本流程如下脱水：30%乙醇→50%乙醇→70%乙醇（关键步骤：可当日2H也可过夜）→95%乙醇1→95%乙醇2→无水乙醇根据不同组织大小和类型调整脱水时间，对于小鼠肝组织95%乙醇控制在30min-1H，100%乙醇5min-30min。
组织病理切片步骤
组织病理切片步骤全文共四篇示例，供读者参考第一篇示例：组织病理学是一门研究疾病的科学，通过对组织和细胞的形态结构进行分析，可以帮助医生做出正确的诊断和治疗方案。
而组织病理切片是组织病理学的重要步骤之一，通过切割组织标本并染色，可以观察组织和细胞的形态结构，进而帮助医生做出诊断。
组织病理切片的步骤是一个繁琐而精细的过程，需要经过多个环节的处理才能得到准确的结果。
下面我们就来了解一下组织病理切片的具体步骤。
1. 标本获取：组织病理学的切片首先需要获得病理标本，这通常通过组织活检或手术取材来完成。
医生会根据患者的病情和需要进行相应的标本获取。
2. 组织固定：标本获取后，需要立即将组织标本放入10%的甲醛或其他固定剂中进行固定，以保持组织形态的完整性。
固定后的组织标本可以长期保存，并且能够在病理切片的过程中保持组织的形态结构。
3. 组织处理：固定后的组织标本需要进行脱水、清洁和浸蜡等处理，以使组织标本透明并且易于切割。
这一步通常需要用到甲醇和乙醇等有机溶剂，以及蜡浸渍处理。
4. 组织包埋：处理完的组织标本需要放入蜡液中进行包埋，以便于切割。
在包埋过程中，需要正确定位组织标本，并使其固定在蜡块中。
5. 组织切割：包埋后的组织标本需要用微切片机切成薄片，厚度通常在3-5微米左右。
切片时需要保持切割的准确性和统一性，以便后续的染色和观察。
6. 组织染色：切割后的组织标本需要进行染色，以显示组织和细胞的形态结构。
常用的染色方法包括赖氏染色、简单染色和特异性染色等。
7. 组织固定：染色后的组织切片需要进行固定，以保持染色的效果。
通常用乙醇和甲醇进行脱水和抗褪色处理。
8. 组织观察：固定后的组织切片可以放入显微镜下进行观察，医生可以通过观察组织和细胞的形态结构来做出诊断。
组织病理切片是一项非常重要的组织病理学技术，通过对组织标本的切割和染色，可以帮助医生做出准确的诊断，并为治疗提供参考。
希望通过以上介绍，您对组织病理切片的步骤有更深入的了解。
病理石蜡切片的加工工艺
病理石蜡切片的加工工艺病理石蜡切片是在病理学领域中的一项重要工艺，用于制备病理组织切片，以便进行病理诊断和研究。
下面将详细介绍石蜡切片的加工工艺。
石蜡切片加工的主要步骤包括：组织固定、脱水、清洁、浸蜡、包埋、切片和染色。
首先，组织固定是将被检组织样本收集后，用适当的固定液浸泡一段时间，以保护组织的结构和形态。
目前常用的固定液有福尔马林、乙酸、甲醛等。
固定时间的长短根据组织的大小、浓度和固定液的选择来决定。
固定完后，需要对组织进行脱水处理。
脱水的目的是去除固定液中的水分，使组织细胞的水分含量降到一定的程度，以便后续处理。
脱水的过程中通常采用逐渐增加浓度的酒精溶液浸泡，以逐渐置换水分，最后用绝对酒精进行终-stage脱水。
脱水后，需要对组织进行清洁。
清洁的目的是去除组织表面的杂质，使组织表面干净整洁。
常见的清洁方法有使用稀释的亚硫酸氢钠、酒精、去离子水等溶液，将组织浸泡一段时间后再进行清洗。
清洁完毕后，组织需要进行浸蜡处理。
浸蜡是将组织浸泡在石蜡溶液中，使其渗透而替换组织内的酒精，同时增加组织的硬度，以便于后续切片。
在浸蜡过程中，通常使用石蜡混合液，其主要成分包括石蜡和其他添加剂。
浸蜡的时间根据组织的大小和硬度来决定。
浸蜡完毕后，组织需要进行包埋处理。
包埋是将浸蜡的组织置于石蜡模具中，使其定位并固定在适当的位置。
包埋过程中需要将浸蜡组织置于模具中的液态石蜡中，然后进行冷却和固化。
通常需要将模具放置在冷却板上冷却并固化。
包埋完成后，石蜡块需要进行切片。
切片是将包埋的石蜡块用切片机切割成非常薄的切片，通常为3-5微米。
切片机会将石蜡块切割成连续的组织切片，然后将切片收集并固定在载玻片上。
最后，切片需要进行染色处理，以便于观察和分析组织结构和细胞特征。
常见的染色方法有常规荧光染色、特殊染色和免疫组化染色等。
染色完成后，切片即可送往病理科进行观察和诊断。
总的来说，病理石蜡切片的加工工艺是一个复杂而精细的过程，需要严格控制每个步骤的时间和操作条件，以确保切片的质量和准确性。
- 1、下载文档前请自行甄别文档内容的完整性，平台不提供额外的编辑、内容补充、找答案等附加服务。
- 2、"仅部分预览"的文档,不可在线预览部分如存在完整性等问题,可反馈申请退款(可完整预览的文档不适用该条件!)。
- 3、如文档侵犯您的权益，请联系客服反馈,我们会尽快为您处理(人工客服工作时间：9:00-18:30)。
组织病理切片的制作过程1．取材组织取材的方法是制作切片的一个重要程序，根据教学、科研及外检的具体要求取自人体（外科手术切除标本、活检标本、尸检标本）或动物，并确定取材的部位和方法。
取材者需要掌握解剖学、组织学、病理学的基本理论知识，还要掌握实际操作技术，每个组织器官的取材都有一定的部位和方法，不能任意切取组织作为制片材料，不然，无法达到教学、科研和临床诊断的目的，具体要求如下：(1)材料新鲜：取材组织愈新鲜愈好，人体组织一般在离体后，动物组织在处死后迅速固定，以保证原有的形态学结构。
(2)组织块的大小：所取组织块较理想的体积为2.0cm×2.0cm×0.3cm，以使固定液能迅速而均匀地渗入组织内部，但根据制片材料和目的不同，组织块的较理想体积也不同，如制作病理外检、科研切片，其组织块可以薄取0.1～0.2cm即可，这样可以缩短固定脱水透明的时间，若制作教学切片厚取0.3 ～0.5cm，这样可以同一蜡块制作出较多的教学切片。
(3)勿挤压组织块: 切取组织块用的刀剪要锋利，切割时不可来回锉动。
夹取组织时切勿过紧，以免因挤压而使组织、细胞变形。
(4)规范取材部位: 要准确地按解剖部位取材，病理标本取材按照各病变部位、性质的不同，根据要求规范化取材。
(5)选好组织块的切面:根据各器官的组织结构，决定其切面的走向。
纵切或横切往往是显示组织形态结构的关键，如长管状器官以横切为好。
(6)保持材料的清洁:组织块上如有血液、污物、粘液、食物、粪便等，可用水冲洗干净后再放入固定液中。
(7)保持组织的原有形态:新鲜组织固定后，或多或少会产生收缩现象，有时甚至完全变形。
为此可将组织展平，以尽可能维持原形。
2．固定(1)小块组织固定法：这是最常用的方法，从人体或动物体取下的小块组织，须立即置入液态固定剂中进行固定，通常，标本与固定液的比例为1:4～20，但组织块不宜过大过厚，否则固定液不能迅速渗透。
故取组织块的大小一般为2.0cm×2.0cm×0.3cm。
(2)注射、灌注固定法：某些组织块由于体积过大或固定液极难渗入内部，或需要对整个脏器或整个动物体进行固定。
这时宜采用注射固定或灌注固定法。
将固定液注入血管，经血管分支到达整个组织和全身，从而得到充分的固定。
(3)蒸汽固定法：比较小而厚的标本，可采用锇酸或甲醛蒸汽固定法。
如血液涂片，则应在血片未干燥前采用锇酸或甲醛蒸汽接触固定。
最常用的固定液有10%甲醛固定液和95%乙醇固定液。
3．脱水透明标本经过固定和冲洗后，组织中含有较多的水分，必须将组织块内的水分置换出来，这一过程叫做脱水。
无论是用石蜡切片，还是用火棉胶切片，都必须除去组织中所含水分，因含水组织与石蜡、火棉胶等包埋材料不相容，常用的脱水剂为一系列不同浓度的乙醇。
脱水的步骤是：80%、90%、95%、100%各种浓度乙醇2小时，此过程可用脱水机自控完成。
丙酮也是一种脱水能力很强的脱水剂，但因其脱水能力很强，对组织有剧烈收缩作用，在制作科研、教学切片时一般不用该试剂。
因乙醇、丙酮等不溶于石蜡，还要经过一个能溶于石蜡的溶剂替代过程称为透明。
常用的透明剂有二甲苯、三氯甲烷、水杨酸甲酯等。
4．浸蜡、包埋(1)使石蜡浸入组织中，取代组织中含有的透明剂。
(2)包埋：将浸蜡后的组织置于融化的固体石蜡中，石蜡凝固后，组织即被包在其中，称蜡块，此过程称为包埋。
5．切片和贴片(1)修整蜡块：可视其组织的大小，在组织边缘约0.1～0.2cm处，切去余蜡部分，否则易造成组织皱缩不平。
(2)准备好切片用具：切片刀、毛笔、眼科镊子（弯）、漂烘温控仪(3)安装蜡块：将修好的蜡块安装在金属或木制持蜡器上。
(4)安装切片刀：将切片刀安装在切片机的刀台上，把刀台上的紧固螺丝旋紧，使切片时不产生振动，能保持一定的切片厚度。
(5)切片的厚度：切片机的厚度调节器上刻有0～50μm或0～25μm，可任意选择其厚度，石蜡切片的厚度一般在4～6μm。
(6)切片(7)铺片：用眼科镊子镊起蜡带轻轻平铺在40～45℃的水面上，借水的张力和水的温度，将略皱的蜡带自然展平。
(8)贴片、烘片：待切片在恒温水面上充分展平后，将蜡片捞到载玻片的中段处倾去载玻片上的余水，置入60～65℃恒温箱内或切片漂烘温控仪的烘箱内烤片15～30分钟，脱去溶化组织间隙的石蜡。
6．染色和封片常用的染色方法是苏木素-伊红（Hematoxylin-Eosin）染色法，简称H.E染色法。
这种方法对任何固定液固定的组织和应用各种包埋法的切片均可使用。
苏木素是一种碱性染料,可使组织中的嗜碱性物质染成蓝色，如细胞核中的染色质等；伊红是一种酸性染料，可使组织中的嗜酸性物质染成红色，如多数细胞的胞质、核仁等在H.E染色的切片中均呈红色。
H.E染色程序如下:脱蜡、脱苯、复水、染色、脱水、透明、封固常规苏木素染色中的对比染色是用伊红,近年来在英、美国家的一些实验室则采用焰红（phloxine）,此外也有用桔黄G（OrangeG）、比布里希猩红(Biebrich scarlet)、波尔多红(Bordeaux red)等作为对比染色。
伊红为染胞质、胶原纤维、肌纤维、嗜酸性颗粒等常用的染料。
1 . 取材取材的好坏，直接影响切片的质量。
医生在取材时，首先要有一把锋利的取材刀，在切割组织时要避免取材刀来回拖拉，切取的组织块厚薄要均匀，一般厚度以0.2 ～0.3cm为适，较容易发脆的组织如甲状腺、肝脏、血块、淋巴结、大块癌组织等可适当厚一点，而脂肪组织、肺组织、纤维性肿瘤、平滑肌瘤等致密的或试剂不易渗入的组织应取薄一些；淋巴结应修掉两侧球冠，并尽量剔除周围的脂肪组织。
在取材中还应十分注意组织内是否有缝线或骨组织，如碰到不可避免的钙化组织，应与技术室讲明，在切取纤维组织、肌肉、组织、胃肠道时，应注意纤维及肌肉的走向，取材时尽可能按与纤维平行走向切取为佳。
2 . 固定固定是技术室工作的第一步，也是在整个制片过程中无法补救的一步。
所谓“固定”，就是组织离体后，用各种办法使其细胞内的物质尽量接近其生活状态时的形态结构和位置的过程。
固定的目的是为了防止组织细胞自溶与腐败，防止了细胞内的酶对蛋白质的分解作用，使细胞内的各和成分如蛋白质、脂肪、碳水化合物或酶类转变为不溶性物质，以保持原有的结构与生活时相仿。
另外，组织固定后，均呈一定的硬化状态，增加组织韧性，而且不易变形，有利于以后的组织处理。
所以组织一旦离体必需及时固定，固定液的量应为组织的5倍。
固定的关键主要与固定的及时性、固定液的选择、固定液的浓度、固定的温度和时间有关。
最常用的固定液为10％福尔马林。
笔者认为，10％福尔马林由于受到福尔马林的质量、使用时的挥发和取材时带入的水分影响，浓度被降低致组织固定不足，而高浓度的福尔马林，降低了对组织的穿透性，形成周围固定好而中央固定不到的现象。
通过实践，本人认为以酸性12～15％的福尔马林最佳。
大标本（2cm厚）一般需要6～12个小时，小标本一般需要3～6个小时；当室温低18℃时，可在37℃以下的温箱内加温4～6个小时。
由于HE染色最佳着色PH为3.5～4.5, 中性福尔马林对苏木素染色有一定影响,细胞核容易发灰,核染色质不佳。
所以, 尽管中性福尔马林对抗原有很好的保存作用，但酸性福尔马林对绝大多数抗原来说也有很好的保存作用，所以在没有特别处理的情况下常规HE用12～15％酸性福尔马林也可以（每100毫升12～15％福尔马林液内加5毫升冰醋酸）。
骨髓、结缔组织固定以Bouin液为佳，经Bouin液固定后的组织必须流水冲洗4小时以上。
有条件的单位可根据不同要求选用二种或二种以上的固定液；少数单位还可建立组织冷冻库，以便适应各种特殊的处理要求。
3. 水洗固定后水洗（10～20分钟），通常被很多人所忽视，而水洗不彻底，容易造成脱片和染色不鲜艳。
对需做免疫组织化学的组织，更不应当忽视。
福尔马林不利于组织块内抗原的保存4 . 脱水和透明所谓脱水就是利用脱水剂将组织内的水分置换出来，以利于有机溶剂的渗入，这一过程称为脱水。
脱水是否彻底，直接关系到组织是否能充分透明，而脱水过度（原因是组织在纯酒精内时间过久，发生组织质地发生变化）容易造成组织发脆。
造成组织发脆的原因还有加温（温度超过35℃）、脱水剂内加有丙酮、浸蜡用的石蜡中二甲苯过多等等。
一般我们总认为组织发脆跟高浓度酒精有关，而忽视了与低浓度的酒精关系，其实低浓度的酒精具有强大的穿透力，比纯酒精更容易渗透到组织块内部使之脱水，组织如果在低浓度酒精里充分脱水，在高浓度酒精里只需脱去从低浓度到高浓度之间的水份，因此，仅需短时间就可完成，如果这时不缩短纯酒精的时间，便会引起组织发脆；如果脱水时加温，使用丙酮，还可引起组织收缩，并影响免疫组织化学的标记。
为了使石蜡浸入到组织块内，必须经过一种既能与脱水剂混合，又能与石蜡相溶的媒介物质，这个过程称透明。
目前最好的透明剂是二甲苯。
很多人认为二甲苯极容易使组织发脆，这个观点很片面，在常温下，如果不是时间过长（超过２4小时以上）二甲苯并不会引起组织过份发脆，相反会使某些组织结构比较质韧的组织：比如子宫肌瘤等相当好切），但是当二甲苯温度超过35℃以后，极易引起组织发脆。
所以本人认为，大小标本最好分开脱水，一般情况下，大标本脱水时间（室温18℃）以80％酒精2小时、95％酒精（2道）各1个半小时至2小时、纯酒精（3道）各1个半小时至2小时，二甲苯（2道）各30-60分钟为宜；小标本脱水时间应相应缩短。
脱水时间长短，与室温高低有密切的相关。
我们在实践中发现，室温在12～15℃时，可作为一个临界温度范围。
当室温高于此温度范围时，组织容易脱水，可适当缩短脱水时间；而室温低于该温度范围时，应适当延长脱水时间（如能保证在一个恒定的温度下最佳）。
更换试剂，应以量为基础，定量更换，不能等到切片不好时再去更换。
否则，至少会有2～3批组织切片不好。
根据我科经验，如试剂用量为500ml，每500个蜡块更换一次为宜。
5. 浸蜡组织透明后，在熔化的石蜡内浸渍的过程称为浸蜡。
用其他浸透剂（如火棉胶、明胶等）渗入组织内部的过程可称为浸透或透入。
浸蜡温度过高（超过60℃），在蜡内加入二甲苯蜡或由于透明时带进的二甲苯过多，都会导致组织发硬，还会使组织内的抗原受到破坏；所以作者主张浸蜡用的石蜡熔点在56℃（三道），第一道：石蜡30分钟；第二道：石蜡90分钟；第三道：石蜡，90分钟。
浸蜡温度控制在56～58℃左右。
（第一道也可用硬脂酸石蜡1：3混合浸蜡，不仅可软化组织，特别适用于比较韧、硬的组织，而且由于硬脂酸是弱酸性的，对细胞核有媒染作用，核浆比鲜明，但容易脱片；同时对疏松组织容易散片）。
有条件的可以每天打开第一道石蜡的盖子，让二甲苯挥发。