CcdB分子生物学研究进展分析

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分子生物学研究的最新进展

分子生物学研究的最新进展

分子生物学研究的最新进展随着科技技术的飞速发展,分子生物学领域也在不断取得重大突破,促进了人类对生命的深刻理解。

本文将为大家介绍分子生物学研究的最新进展。

1、基因编辑技术基因编辑技术是近年来分子生物学领域的一大热门话题。

CRISPR-Cas9技术是目前最流行的工具之一,可以指定基因的特定部分进行编辑,从而修改遗传信息。

这种技术具有高效率、简便易行等优点,甚至被认为是有望治愈遗传性疾病的重要手段。

同时,基因编辑技术也可能带来一些风险,比如不可控制的副作用,对广泛应用也可能带来一定的道德风险。

因此,人们需要对这种技术进行更全面、深入的研究,推动其适当、规范性地应用。

2、单细胞测序技术单细胞测序技术是一种分析单个生命细胞的遗传信息的方法。

传统遗传学的研究对象是细胞群体,但往往掩盖了不同细胞之间的差异。

而单细胞测序不仅可以准确捕捉到细胞个体的基因表达变化,还能在细胞间寻找潜在的相互作用,并有利于对细胞类型的特定分子标记进行筛选和筛选。

目前,单细胞测序技术已广泛应用于肿瘤学、免疫学、神经科学等领域,为这些领域的研究提供了卓越的支持和丰富的数据。

3、合成生物学合成生物学是一种将基础生物学、生物化学和工程学相结合的新学科,旨在从头设计或合成新的生物系统,并使用响应特定环境条件的“生物开关”控制细胞行为。

这种技术给人们提供了用新生命形式替代工业生产传统化学和工程技术的可能性。

比如微生物合成乙醇或生物燃料等。

合成生物学的发展与应用还面临着许多挑战,如可以控制其在实际应用中受到的独特环境条件,并保证其安全性和可持续性。

然而,人们相信,随着技术的不断发展和探索,合成生物学将为生命科学和人类生产提供重要的突破性进展。

总体而言,分子生物学是一门复杂又丰富的学科。

它将基础科学、工程学和医学等重要领域紧密结合,在深入探索生命本质的同时,促进了人类对疾病的更好认识和治愈。

随着科学技术不断更新,我们相信,分子生物学领域还将在许多其他方面取得更深层次的突破,从而更好地开发、应用和推动这一科学领域的发展。

利用毒素蛋白基因ccdB构建高效低背景T-载体

利用毒素蛋白基因ccdB构建高效低背景T-载体

利用毒素蛋白基因ccdB构建高效低背景T-载体耿晓姗;刘秦;党会杰;武军政;罗丽娟【摘要】高效低背景T-载体的构建可显著提高克隆PCR产物的效率.笔者介绍1种在实验室常规条件下简单快捷制备高效低背景T载体的方法.将含有限制酶Xcm Ⅰ酶切位点的ccdB致死基因作为插入DNA片段连接到pMD19-T Simple Vector骨架上得到重组质粒,通过菌落PCR、酶切分析及测序验证正确的重组质粒经限制酶Xcm Ⅰ酶切即得到T-载体.该T-载体含有的ccdB致死基因可以降低载体自连的背景干扰,提高了T-A克隆效率,具有较高的阳性克隆率,继承了pMD19-T Simple Vector的优点,与普通T-载体相比,还具有高效、低背景的优越性.整个操作过程简易可行,具备一定的应用前景.【期刊名称】《热带生物学报》【年(卷),期】2016(007)002【总页数】5页(P232-236)【关键词】高效;低背景;ccdB基因;pMD19-T Simple Vector;T-载体【作者】耿晓姗;刘秦;党会杰;武军政;罗丽娟【作者单位】海南大学农学院,海口570228;海南大学农学院,海口570228;海南大学海南省热带生物资源可持续利用重点实验室/省部共建国家重点实验室培育基地,海口570228;海南大学海南省热带生物资源可持续利用重点实验室/省部共建国家重点实验室培育基地,海口570228;海南大学农学院,海口570228【正文语种】中文【中图分类】Q782分子克隆技术作为研究分子生物学的一种常规技术手段,应用范围广泛。

通过体外PCR扩增,获得目的片段,然后克隆至高拷贝载体上,通过特定的筛选标记,获取包含插入目的片段载体的宿主细胞,扩大培养后,提取质粒,最终获得大量拷贝的目的片段。

无论宿主细胞还是连接了外源基因的质粒,都可以长久保存,为下游的各种实验研究提供了便利条件。

T-A克隆利用Taq DNA聚合酶对DNA模板3′端的非依赖添加1个dA(脱氧腺苷)的特性[1],使得PCR产物可以直接连到3c末端突出1个dT(脱氧胸苷)的T-载体上。

蛋白ccd端-概述说明以及解释

蛋白ccd端-概述说明以及解释

蛋白ccd端-概述说明以及解释1.引言1.1 概述蛋白ccd端是一种关键的蛋白质结构,它在细胞中扮演着重要的角色。

CCD是Cysteine-Cysteine Disulfide的缩写,指的是两个半胱氨酸通过二硫键连接在一起的蛋白质区域。

蛋白ccd端具有多种功能和特性。

首先,它在蛋白的折叠和稳定性中起到了重要的作用。

蛋白质在细胞中要发挥正常的生物功能,必须具备正确的三维结构。

而ccd端的存在可以促使蛋白质正确地折叠成稳定的形状,从而保证其功能的正常发挥。

此外,ccd端还参与了细胞内的信号传导过程。

在细胞中,蛋白质与其他分子之间通过相互作用传递信号,从而调控细胞的生理活动。

ccd端的结构可以提供一个特定的结合位点,使得其与其他分子相互作用,介导信号传递的过程。

除了这些功能外,ccd端还具有一定的结构灵活性。

这种结构的可塑性使得ccd端可以适应各种细胞环境和功能需求。

从而,ccd端可以在不同的蛋白质中发挥多样化的生物学功能。

总之,蛋白ccd端作为蛋白质的重要组成部分,在细胞中扮演着关键的角色。

它参与了蛋白质的折叠和稳定性维持,参与了细胞内的信号传导,并具有结构灵活性。

对于深入了解蛋白质的功能和调控机制,研究ccd端的结构和功能具有重要的意义。

1.2文章结构文章结构是指文章的组织框架,它对于文章的逻辑性和连贯性有着重要的影响。

本文的文章结构主要包括三个部分:引言、正文和结论。

在引言部分,我们将概述本文的主题,并简要介绍本文的结构和目的。

概述部分将对蛋白CCD端进行概念性的解释和定义,为读者提供一个清晰的开端。

接着,我们会介绍文章的结构,告诉读者本文将涵盖哪些要点和内容。

最后,我们会明确本文的目的,即通过对蛋白CCD端的研究,探索其在生物学和医学领域的应用潜力。

接下来是正文部分,正文是论述文章主题的核心部分。

在第一个要点中,我们将详细介绍蛋白CCD端的特征和功能,包括其在细胞信号传导、蛋白质相互作用和基因调控等方面的作用机制。

gateway重组技术

gateway重组技术

Gateway 基因克隆Gateway 基因克隆是由Invitrogen公司在二十世纪九十年代末发明并应用于分子生物学基因克隆的一项专利技术。

该技术利用专有的重组序列使得DNA片段能够更有效地被转入质粒当中,可应用于大片段的基因克隆,并且在保持正确阅读框的前提下让不同表达载体间的DNA转移成为可能。

这一技术在插入的目的DNA片段两端整合att L1和att L2两个侧端重组序列,来构建一个类似通道的结构并称之为“入门克隆”(Gateway Entry Clone)。

据Invitrogen宣称Gateway技术使用99%有效且可逆的一小组重组反应,如此使得基因克隆不同于传统的限制性内切酶方法,避免了目的片段内存在切点的问题而使得大片段DNA保持其完整性,大大提高了克隆效率,常应用于大规模的DNA片段整合进同一种表达载体,因此又称之为高通量基因克隆技术(Gateway Cloning Technology)。

一、Gateway 基因克隆的原理及机制Gateway被视为一种克隆操作平台:把目的基因克隆到入门载体(Entry Vector)后,就不用依赖限制性内切酶,而靠载体上存在的特定重组位点和重组酶,高效、快速地将目的基因克隆到其它的受体载体(Destination Vector,目的载体)上。

Gateway的原理是建立在噬菌体DNA定点整合到细菌宿主基因组上。

在噬菌体和细菌的整合因子(INF、Int)的作用下,lambda的attP位点和大肠杆菌基因组的attB位点可以发生定点重组,lambda噬菌体DNA整合到大肠杆菌的基因组DNA中,两侧产生两个新位点:attL和attR。

这是一个可逆的过程,如果在一个噬菌体编码蛋白Xis和IHF、Int的共同介导下这两个新位点可以再次重组回复为attB和attP位点,噬菌体从细菌基因组上裂解下来(见图1)。

这一过程的方向是受控于两个重要因素:存在的介导蛋白和重组位点。

分子生物学检验技术在医学检验中的应用进展

分子生物学检验技术在医学检验中的应用进展

1引言分子生物学检验是分子生物学技术在临床检验诊断应用中发展起来的,以疾病为中心、以生物分子标志物为靶标的新一代临床检验诊断技术,可以实现对微量生物样本、微量生物分子及其微小变化的快速检验,成为疾病风险分析和早期诊断的重要手段[1]。

2分子生物学检验应用的主要技术①聚合酶链式反应(PCR)是一种在生物体细胞外通过酶促合成特异DNA片段的方法,又称多聚酶链反应。

该技术突破了以往在科学研究和检验诊断中不易获得丰富的样品靶DNA序列的缺陷。

在目前的临床分子生物学中,PCR技术已广泛应用于寄生虫学、微生物学、肿瘤学、遗传学、免疫学、基因治疗、食品检测、出入境检验检疫等诸多领域[2],并以PCR 技术为基础衍生出了其他技术,如PCR-限制性片段长度多态性分析法是检测与特定的酶切位点有关突变的方法;等位基因特异性PCR技术可以进行基因型鉴定;PCR-单链构象多态性技术可以揭示产物序列内的多态性;实时荧光“定量聚合酶链反应,定量PCR”可以对目的DNA进行定量,更加准确和方便。

②生物芯片技术代表高通量密集型的技术,主要依据芯片上固定的探针(基因芯片、蛋白质芯片、组织芯片)地不同,能够一次性地对大量的生物分子进行检测。

如基因表达谱、突变测定、多态性分析、基因组文库、杂交测序等[3]。

在临床诊断、科学研究和流行病学筛选中具有广泛的应用前景。

③分子生物传感器是一种对生物物质敏感并可以将其浓度转换为电信号进行检验的仪器,是以固定化的生物分子作为识别原件与适当的理化换能器以及信号放大器装置构成的一整套分析系统。

分子生物传感器可以广泛地应用于人体体液中一些小分子有机物、生物大分子等多种物质的检验检测中。

这些项目都为病情的诊断、职业环境的监测提供了可靠的分析数据[4]。

④DNA测序技术可以为临床疾病的分子诊断提供最精确的判定依据。

第一代测序以双脱氧末端终止法为主,缺点是费用高、速度慢。

第二代测序以焦磷酸测序、合成测序和芯片测序三大技术平台为代表,使DNA测序进入了通量高、成本低、规模大的时代。

寡核苷酸介导的重组工程法构建容纳毒性基因ccdB的新型菌株

寡核苷酸介导的重组工程法构建容纳毒性基因ccdB的新型菌株

寡核苷酸介导的重组工程法构建容纳毒性基因ccdB的新型菌株严振亚;柴美霞;张青;骆希;尚广东【摘要】毒性基因ccdB是最为常用的一种负筛选标记,ccdB基因和R6K复制子一起组成了高效的基因克隆和基因组修饰的遗传操作元件.为获得高转化效率的容纳ccdB基因的菌株,本研究采用重组工程手段,以经优化去除了错配修复的寡核苷酸与pUC骨架、含有ccdB基因的质粒pMK2010共转化,直接对含pir1 16基因型的大肠杆菌DH10B衍生菌株的基因组进行修饰.在筛选的10个菌株中,7个为预期的GyrA462基因型.为消除pMK2010,构建了一个pUC骨架、氨苄青霉素抗性的诱导自剪切质粒pLS2750.pLS2750通过质粒不相容性去除pMK2010后,经诱导I-SceI自剪切而消除.所得菌株LS027的电转化效率为6.9× 108/μg,是对照菌株的约100倍,R6K质粒呈现高拷贝.以LS027为宿主菌的构建了系列克隆载体,以只进行基因克隆可避免载体自连的干扰.新型ccdB基因容纳菌株LS027有着基因操作方面广泛运用的潜力.【期刊名称】《南京师大学报(自然科学版)》【年(卷),期】2016(039)002【总页数】7页(P66-72)【关键词】ccdB;R6K;寡核苷酸;重组工程【作者】严振亚;柴美霞;张青;骆希;尚广东【作者单位】南京师范大学生命科学学院,江苏省微生物工程技术研究中心,江苏省微生物与功能基因组学重点实验室,江苏南京210023;南京师范大学生命科学学院,江苏省微生物工程技术研究中心,江苏省微生物与功能基因组学重点实验室,江苏南京210023;南京师范大学生命科学学院,江苏省微生物工程技术研究中心,江苏省微生物与功能基因组学重点实验室,江苏南京210023;南京师范大学生命科学学院,江苏省微生物工程技术研究中心,江苏省微生物与功能基因组学重点实验室,江苏南京210023;南京师范大学生命科学学院,江苏省微生物工程技术研究中心,江苏省微生物与功能基因组学重点实验室,江苏南京210023【正文语种】中文【中图分类】Q819随着代谢工程、基因组工程和合成生物学的迅速发展,开发简便高效的基因操作工具越来越重要.负筛选标记是相对于抗生素的正筛选而言的、含有此基因时不能存活的一种基因类型,广泛运用于基因克隆和DNA修饰.与galK[1],thyA[2],sacB[3]和tolC[4]等负筛选标记相比,来源于F质粒、作用于DNA拓朴异构酶II而呈现毒性的ccdB基因(control of cell death gene B)最为高效和常用[5-7].大肠杆菌(Escherichia coli)编码DNA拓朴异构酶II的A亚单位的DNA螺旋酶GyrA462突变株(R462C,即GyrA蛋白的第462位精氨酸突变为半胱氨酸)可抵抗ccdB的毒性,因此成为质粒上或基因组上含ccdB基因的宿主菌[8].菌株存在着抵抗毒性基因的机制,在某些情况下可造成ccdB基因的缺失或终止突变.避免这个不足的方法之一是将ccdB基因和另一个常用于E.coli基因操作元件R6K复制子联合使用.R6K需要Pir蛋白才能复制,常用的大肠杆菌如MG1655、DH10B和BL21(DE3)等基因组上均不含pir基因,故含R6K复制子的质粒不在其中复制.在实际操作中,以R6K复制子的质粒为模板所扩增的片段转化这些菌株时,不会有残留的超螺旋构型质粒转化所引起的大量克隆背景,这就大大简化了实验操作步骤[9].House[6]等从美国Invitrogen公司含GyrA462 R462C位点的E.coliDB3.1出发,运用噬菌体溶原菌侵染法将E.coliS17-1 λpir中的pir基因整合至E.coliDB3.1获得了同时含有gyrA462和pir基因的菌株E.coliDB3.1 λpir.但E.coliDB3.1 λpir有一些不足:转化效率不高,制约了以之为克隆宿主菌;R6K质粒表现为低拷贝,难以获得大量的质粒或DNA片段.具高转化效率的E.coliDH10B衍生菌株E.coliBUN20的基因组中含有pir突变体pir116,pir116赋予R6K质粒高拷贝,拷贝数由pir基因时的每细胞15个拷贝增加至每细胞200个拷贝[10].本研究中,将优化设计的、可避免菌体错配修复的突变寡核苷酸和含ccdB基因的质粒pMK2010共转化至表达λ Red重组酶的BUN20中,高效地筛选得到了GyrA462突变株.随之运用质粒不相容原理,以诱导自剪切的载体消除了pMK2010.所得菌株LS027的转化效率约为E.coliDB3.1 λpir的100倍,同时R6K质粒表现出高拷贝.以LS027为宿主菌的构建了系列克隆载体并得到较好的应用.1.1 材料1.1.1 菌株与质粒E.coliDB3.1 λpir和pMK2010[6]由美国华盛顿州立大学Michael Kahn教授惠赠.E.coliDH10B,E.coliBUN20[10],pKD46[9],pKD4和pST98-AS [11]均为本研究组保存.1.1.2 试剂和仪器寡核苷酸、PCR引物、pfu聚合酶和抗生素霉素等购自上海生工公司;限制性内切酶、T4连接酶、质粒提取试剂盒、胶回收试剂盒和DNA分子量标准购自大连宝生物公司;其余试剂均为国产分析纯.PCR仪为Bio-Rad公司的S1000型热循环仪,电转化仪为Bio-Rad公司的Gene PulserII.1.1.3 DNA测序由南京赛因斯生物科技有限公司完成.1.2 方法1.2.1 分子生物学操作大肠杆菌的培养、电转化感受态细胞的制备和转化、质粒提取、酶切鉴定和PCR扩增等常规实验按分子克隆手册[12]进行.重组工程电转化感受态细胞的制备和转化按文献[9]操作.本研究所使用的寡核苷酸和PCR引物见表1.1.2.2 诱导自消除质粒的构建pST98-AS以SalI酶切,胶回收4.5 kb片段自连得到去除了多余位点的重组质粒pLS2031.以pMK2010为模板,C045和C046为引物扩增得到0.8 kb两侧带有18个碱基I-SceI识别位点的pUC复制子,0.8 kb以NotI和NcoI双酶切后和pLS2031以同样酶切的3.0 kb载体部分连接,转化DH10B的感受态细胞,筛选得到重组质粒pLS2750.pLS2750以I-SceI酶切、C047和C048为引物测序验证序列的正确性.2.1 寡核苷酸和pMK2010共转化实现GyrA462突变Sawitzke等[13]报道了除目的碱基突变位点之外,在其两侧各两个氨基酸密码子的第三位(即Wobble位点)引入额外的突变可有效地避免大肠杆菌体内的纠正碱基突变的错配修复机制.由于gyrA基因位于基因组的终止位点(ter)的后端,突变寡核苷酸的设计为基因组上序列的顺时针方向(即开放阅读框的反向互补序列)[14].遵循这些设计原则,设计了引入GyrA462的突变寡核苷酸GRYA3.从开放阅读框的方向来看,5个氨基酸的密码子为GATCTG.CGTTTGCAG突变为GACCTATGTTTACAA(突变位点以粗体表示),中间编码精氨酸(R)的CGT密码子突变为半胱氨酸(C)密码子TGT,两侧各两个密码子均为第三位碱基突变,不改变所编码的氨基酸.在5'最末端引入4个磷硫酰连接的寡核苷酸可有效地避免体内核酸酶的降解[14-15].将含λ重组酶基因的质粒pKD46转化E.coliBUN20,所得菌株在L-阿拉伯糖诱导之下制备重组酶表达的电转化感受态细胞,共转化5 pmol的GYRA3和10 ng 的pMK2010.pMK2010[6]为pUC骨架,含ccdB基因和卡那霉素抗性基因的质粒,在ccdB毒性基因的作用下,只有那些GyrA462突变菌株才能在卡那霉素筛选下存在.随机跳取10个卡那霉素抗性克隆,以R481和R482为引物菌落PCR 扩增得到340 bp的DNA片段,以R481为引物进行测序发现7个菌株均发生了目的突变.典型测序结果如图1所示.图1中,上方为原株BUN20测序对照,下方为GyrA462突变株.可见原株中的GATCTGCGTTTGCAG序列突变为变株中的GACCTATGTTTACAA(突变位点以粗体表示,中间编码精氨酸密码子CGT突变为半胱氨酸密码子TGT;序列在图中均以下划线表示).2.2 pMK2010的消除为将pMK2010自基因工程菌株中消除,首先尝试在无抗之下连续培养3代,稀释得到单菌落,影印观察,结果发现挑取的200个克隆全部保留卡那霉素抗性.继续延长至5代,质粒仍然存在.因为pMK2010为高拷贝(每个细胞中含500~700个拷贝),推测虽然没有抗生素压力,但仍然难以去除所有的DNA分子.其次,选择质粒不相容性原理(即相同复制子性质粒不能共存于一个细胞中)来驱除pMK2010.首先转化氨苄青霉素抗性质粒pKsacB[17],当培养中添加蔗糖时,sacB基因编码的果聚糖蔗糖酶,可转化蔗糖为细菌毒素聚蔗糖而表现对菌株的毒性,即含有sacB基因的菌株不能生存.因此当pMK2010被驱除后,可加蔗糖来消除pKsacB.但出乎意料的是,随机挑取200个氨苄青霉素抗性克隆,影印结果显示仍全部含有卡那霉素抗性,表明pMK2010和pKsacB共存于菌体中,质粒提取也验证了这一点.推测pKsacB和pMK2010大小相近(4761 bp对4892 bp),pKsacB不能完全驱除pMK2010,仍有少量pMK2010分子存在.在这种设想之下,构建了诱导自剪切载体pLS2750(3824bp).pLS2750的酶切图谱如图2所示. pLS2750含有与pMK2010相同的pUC复制子和tetR-ptetA-I-SceI元件.pUC复制子两侧设计18个碱基的I-SceI识别位点,此位点在大肠杆菌基因组中不存在,故不会干扰大肠杆菌的生存.四环素类化合物可解除TetR抑制,诱导基于质粒的I-SceI表达,I-SceI酶切自身质粒即可获得子代细胞群体中失去质粒的个体.pLS2750转化含pMK2010的GyrA462菌株,随机挑取50个克隆,影印发现其中4个表现为氨苄青霉素抗性和卡那霉素敏感性,表明在这4个菌株中,pLS2750驱除了pMK2010.随机挑取一个菌株转接至含25 μg/mL热诱导失活的四环素的3 ml LB中培养过夜,10-6稀释得到单菌落.以45个克隆影印发现其中3个表现出氨苄青霉素抗性敏感性,表明pLS2750失去,至此获得了最终的无质粒存在的基因工程菌株,命名为E.coliLS027,GyrA462区域的PCR扩增和测序验证了菌株的正确性.2.3 E.coliDB3.1λpir和E.coliLS027转化效率的比较平行培养E.coliDB3.1 λpir和E.coliLS027,制备电转化感受态细胞,分别以5 ng pMK2010电转化.3次平行试验,计算存活细胞数和卡那霉素抗性菌落数.结果显示,二者的存活细胞数相当.统一至每108细胞数,E.coliDB3.1 λpir的转化效率和LS027的转化效率分别为7.2×106/μg和6.9×108/μg,即后者约为前者的100倍.LS027的转化效率略低于DH10B(一般>109/μg),这与以4.9 kb的pMK2010检测E.coliLS027而以2.7 kb的pUC19检测DH10B有关,质粒越大,转化效率越低.可见GyrA462基因型维持了宿主菌的转化效率.2.4 E.coliDB3.1λpir和E.coliLS027中R6K复制子质粒的拷贝数的比较5 ng R6K复制子质粒pKD4分别转化E.coliDB3.1 λpir和E.coliLS027,转化子单克隆转接5 ml含50 μg/ml氨苄青霉素的LB培养基,提取质粒以凝胶电泳和紫外来测定所得质粒的量.结果显示,自E.coliDB3.1 λpir和E.coliLS027中所提取的质粒产量分别约为150 ng/ml和3 μg/ml,表明pir116使R6K质粒拷贝数增加约20倍,与预期相符.20 ng质粒和100 ng质粒酶切的电泳结果见图3,可见两个来源的质粒所得结果完全一致.泳道 M:DL2000分子量标准(2.0 kb,1.0 kb,0.75 kb,0.5 kb,0.25 kb,0.1 kb);泳道1,2,3分别为E.coliDB3.1 λpir中提取的pKD4,pKD4以SphI及XbaI酶切;泳道4,5,6分别为E.coliLS027中提取的pKD4,pKD4以SphI及XbaI酶切.SphI酶切获得1.0 kb和2.3 kb;XbaI酶切获得1.4 kb和1.9 kb.2.5 构建以E.coliLS027为宿主菌的系列克隆载体合成生物学和代谢工程研究常涉及构建大量的重组克隆.以蓝白筛选为代表的克隆方法的一个常见的问题是克隆效率不高(即可能有着较高的载体自连)且大量使用IPTG和X-Gal的价格不菲.而以ccdB克隆至多克隆位点所得载体方法进行克隆,由于宿主菌的不同,原质粒载体的背景将得以消除.首先构建了系列不同抗性的克隆载体,pKR为通过重组方法所构建的将pBluescript II KS(-)的氨苄青霉素抗性基因和f1(-)部分以卡那霉素抗性基因所取代的克隆载体[18].庆大霉素抗性克隆载体pKG是以pBluescript II KS(-)为模板,C053和C054为引物扩增的1.6 kb pUC-MCS的质粒骨架部分,以BglII酶切和C055-C056为引物扩增的0.8 kb庆大霉素抗性基因(设计引物以突变其中的EcoRV位点)以BamHI连接而获得.氯霉素抗性克隆载体pKC是BglII酶切的pUC-MCS和C073-C074为引物扩增的氯霉素抗性基因,经BamHI酶切连接而获得.其次,为克隆方便,以pMK2010为模板,R476F-R476R PCR扩增后克隆至pBluecript II KS(-)的ClaI和PstI位点,获得ccdB基因两侧分别引入BamHI和BglII位点的pLS2723.最后将0.7 kbBamHI-BglII和不同抗性的克隆载体连接,转化E.coliLS027,筛选得到系列克隆载体,结果如表2所示.重组质粒均经测序验证,部分质粒的凝胶电泳图谱如图4所示.多个抗性以及两个克隆方向有更多的克隆方式可供选择.ccdB基因同时用作填充片段,其可确保双酶切后所回收的载体均为酶切完全的,避免了如无填充片段时的不确定的问题.为验证所得质粒的使用性,使用pLS3123进行了系列的异源基因克隆,克隆宿主菌为DH10B,正确率高达100%,迄今未发现任何载体自连的现象,且筛选时无需IPTG和X-Gal.高效率和高通量的基因操作工具是合成生物学等研究的关键.ccdB基因由于其高效和易于操作等优点而广泛运用于基因克隆、质粒修饰以及E.coli基因组工程等研究.本研究针对现有的菌株或转化效率不高或R6K复制子表现低拷贝等问题,运用重组酶催化优化的寡核苷酸的同源重组构建了E.coliDH10B衍生的基因工程菌株E.coliLS027.重组工程是上世纪末兴起并得到迅速发展的一种基于λ噬菌体来源的或类似功能的重组酶所催化的DNA之间同源重组而实现DNA克隆和修饰的生物技术手段.重组工程已成为对DNA大片段、微生物基因组以及难以进行的DNA操作的必不可少的策略之一[9-10,15-16].以寡核苷酸实现基因突变近几年发展较快.本研究中使用避免细胞内的错配修饰机制的突变寡核苷酸对实验的成败至关重要.此前选择的单个碱基突变的寡核苷酸(无论5'-最末端含或不含4个磷硫酰寡核苷酸)均未获得GryA462突变.但菌株能够在卡那霉素筛选下存在,其机理可能是由于菌株的保护机制,破坏了pMK2010上的ccdB基因.本实验中另外3个未突变的菌株也属这种情形.在将ccdB基因克隆至DH10B时,发现ccdB缺失和截断等情形,这也是将ccdB基因和R6K复制子联合使用的依据.在系列稀释和转化相近大小但不同抗性质粒均未能实现质粒消除之后,诱导自剪切型质粒pLS2750表现出很好的质粒消除功能,将之抗性基因置换或复制子置换则可用于其他抗性或复制子类型的质粒消除.研究中发现大量的两种相同复制子但不同抗性的质粒共存,其机理有待深入研究.相对于基因组上含有重组酶基因的菌株而言[7],E.coliLS027的遗传背景更为清晰.LS027的高转化效率可作为良好的克隆宿主菌来使用,以E.coliLS027为宿主菌构建了系列克隆载体(部分载体以DB3.1 λpir为宿主菌所未能获得),以所得载体进行克隆实验可完全去除背景干扰,进一步表明了E.coliLS027的适用性.综上所述,具良好ccdB容纳性能和促进R6K质粒高拷贝复制的基因工程菌株LS027在基因操作以及合成生物学研究中有着良好的应用前景.[1] WARMING S,COSTANTINO N,COURT D L,et al.Simple and highly efficient BAC recombineering using galK selection[J]. 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【CN110305885A】利用ccdB致死基因快速构建重组质粒的试剂盒【专利】

【CN110305885A】利用ccdB致死基因快速构建重组质粒的试剂盒【专利】

(19)中华人民共和国国家知识产权局(12)发明专利申请(10)申请公布号 (43)申请公布日 (21)申请号 201910387486.1(22)申请日 2019.05.08(71)申请人 四川大学地址 610065 四川省成都市武侯区一环路南一段24号(72)发明人 苏丹 江华 卢德仁 (74)专利代理机构 成都高远知识产权代理事务所(普通合伙) 51222代理人 李高峡 张娟(51)Int.Cl.C12N 15/66(2006.01)C12N 15/70(2006.01)(54)发明名称利用ccdB致死基因快速构建重组质粒的试剂盒(57)摘要本发明涉及分子生物学领域,具体涉及利用ccdB致死基因快速构建重组质粒的方法和试剂盒。

本发明使用PCR和菌体内同源重组的机制相结合,摆脱了载体构建中对DNA酶切和连接的依赖;引入ccdB致死基因,简化了阳性克隆的筛选。

本发明可用于高通量的载体构建,具有省时、省力、低成本的优点。

权利要求书1页 说明书8页序列表5页 附图3页CN 110305885 A 2019.10.08C N 110305885A权 利 要 求 书1/1页CN 110305885 A1.一种利用ccdB致死基因快速构建重组质粒的试剂盒,其特征在于,包括:1)带ccdB基因表达盒子的环状载体:由ccdB基因表达盒子和表达载体构成;2)载体扩增引物HF和HR;所述载体扩增引物用于扩增表达载体;所述ccdB基因表达盒子是含有启动子、ccdB基因和抗生素A的抗性基因的DNA分子;所述表达载体不含抗生素A的抗性基因,而含有抗生素B的抗性基因。

2.如权利要求1所述的试剂盒,其特征在于,它还包括:耐受ccdB蛋白的感受态细胞。

3.如权利要求2所述的试剂盒,其特征在于,所述耐受ccdB蛋白的感受态细胞是大肠杆菌DB3.1的感受态细胞。

4.如权利要求1所述的试剂盒,其特征在于,所述抗生素A是氯霉素。

5.如权利要求1或4所述的试剂盒,其特征在于,所述ccdB基因表达盒子的序列如SEQ ID NO:14所示。

以质粒为基础的同源重组技术在葡萄球菌基因敲除中的应用

以质粒为基础的同源重组技术在葡萄球菌基因敲除中的应用

以质粒为基础的同源重组技术在葡萄球菌基因敲除中的应用武有聪;孟媛媛;丁百兴;韩海燕;瞿涤;白丽【摘要】葡萄球菌是医院内感染的重要病原菌,通过同源重组敲除葡萄球菌的靶基因是研究其功能的重要方法.以质粒为基础的重组系统是外源基因序列传递,发生同源重组的重要载体.近年来,葡萄球菌基因敲除所用的重组质粒的特性取得不断改进.结合本课题组工作,简要综述以质粒为基础的同源重组技术在葡萄球菌基因敲除中的应用及技巧,重点比较不同质粒的特点及使用条件,对于葡萄球菌致病机制研究具有借鉴意义.【期刊名称】《中国人兽共患病学报》【年(卷),期】2019(035)007【总页数】6页(P581-586)【关键词】质粒;同源重组;基因敲除;葡萄球菌【作者】武有聪;孟媛媛;丁百兴;韩海燕;瞿涤;白丽【作者单位】大理大学基础医学院病原生物学综合实验室,大理671000;复旦大学医学分子病毒学教育部/卫健委重点实验室,上海 200032;大理大学基础医学院病原生物学综合实验室,大理671000;复旦大学医学分子病毒学教育部/卫健委重点实验室,上海 200032;复旦大学医学分子病毒学教育部/卫健委重点实验室,上海 200032;复旦大学医学分子病毒学教育部/卫健委重点实验室,上海 200032;大理大学基础医学院病原生物学综合实验室,大理671000【正文语种】中文【中图分类】R382.5研究细菌基因功能的方法主要有基因敲除(基因组中直接去除某基因,位点特异)、反义RNA干扰(降低mRNA表达量,影响因素多)、转座子插入突变(插入位点随机,筛选繁琐,存在多位点插入突变)、基因过表达等技术,但最可靠而常用的方法仍是基因敲除[1-2],即选择合适的质粒,将靶基因两侧的同源序列克隆至载体上,转入宿主菌后通过同源重组实现对靶基因的置换敲除。

由于微生物的多样性,将外源DNA导入宿主菌并完成同源重组的策略也千差万别。

目前,未见有适合于多种宿主菌基因敲除的通用重组系统的报道。

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学号********** 昆明理工大学硕士研究生综述专业微生物学姓名贾卉入学时间2007年9月日期2009年1月8日CcdB分子生物学研究进展摘要:毒素-抗毒素系统广泛存在于质粒及大肠杆菌染色体中,在缺乏抗毒素的情况下,毒素通过作用于细胞内不同的酶,使细胞中毒,最终导致细胞死亡。

本文综述了ccd系统及自杀基因ccdB的作用原理和机制。

关键词:毒素-抗毒素系统、Ccd系统、CcdBKey words: Toxin-antitoxin system, Ccd system, CcdB毒素-抗毒素(Toxin-antitoxin,TA)系统是一种可能与细胞生长阻滞或是细胞凋亡有关的系统。

该系统最初发现存在于大肠杆菌F质粒上[1],典型的TA系统由两个基因构成。

两个基因分别编码一种稳定的毒素蛋白和一种不稳定的抗毒素蛋白,毒素对细菌有致死作用,而抗毒素通过与毒素形成复合体,中和毒素的毒性,使宿主菌能够存活。

TA系统主要存在于一些低拷贝质粒上,细菌分裂后,不稳定的抗毒素蛋白被迅速降解,不具有质粒的子代细菌就会被稳定的毒素蛋白杀死,这种作用称为分裂后致死效应(the post segregation killing effect,PSK),近一步研究发现在大肠杆菌的染色体上也存在TA系统,但染色体上的抗毒素蛋白对毒素蛋白并不能起到解毒的作用,只有依靠质粒上的抗毒素蛋白才能保证细菌存活,低拷贝质粒正是依靠TA系统的PSK效应,稳定在宿主中存在。

目前已知的TA系统包括7个质粒编码TA基因家族:ccd、mazEF、vapBC 、phd/doc、parDE、higBA和relBE[2, 3]。

虽然TA系统在基因结构和调控模式上十分相似,但是每种毒素的作用原理却存在很大差异。

CcdB和ParE通过使促旋酶失活抑制DNA复制,使细胞中毒。

RelE通过切割mRNA,抑制翻译过程导致细胞凋亡。

而HigB的作用机理目前尚不清楚。

1.Ccd系统Ccd(control of cell division or death)为F质粒小F复制子上的一个组件,F质粒共编码三种TA基因系统[4],Ccd系统[5]只是其中的一种,由CcdA和CcdB两个基因共同构成,也可以称为H、G或是letA、letB,分别编码两种小分子量蛋白:CcdA蛋白(8.7kDa)与CcdB蛋白(11.7 kDa)。

CcdA蛋白易被Lon蛋白酶降解,在系统中起到解毒剂的作用,CcdB蛋白较CcdA蛋白稳定,是一种细胞毒素,在没有解毒剂存在的条件下,可以导致细胞凋亡。

2.CcdBCcdB编码一个101个氨基酸的蛋白(图1),能使DNA促旋酶复合体中毒,并抑制促旋酶的活性。

图1 CcdB蛋白二聚体的二级结构拓扑图[6]红色的为5条反向平行的β—折叠,稍短的3条紫色的为翼型折叠,黄色为C端的α螺旋。

但是,当存在CcdA蛋白时,CcdB蛋白活性因为形成CcdA-CcdB紧密复合体而受到一定程度的抑制。

3. CcdB蛋白作用原理3.1 促旋酶促旋酶是一种在原核生物有机体中必须存在且高度保守的酶,属于拓扑异构酶II,大肠杆菌促旋酶作为一种罕有的拓扑异构酶,在ATP存在时,能够解除负超螺旋。

大肠杆菌促旋酶为四聚体,由两个GyrA亚基(97kDa)和两个GyrB亚基(90kDa)组成。

GyrA 亚基有两个功能不同的结构域[7],其中N-端结构域(59kDa)与DNA 断裂-修复有关,而C-端结构域(37kDa)为DNA结合结构域,与DNA折叠有关,整个GyrA亚基形成酶的催化中心,与DNA断裂—再接合反应有关。

GyrB亚基同样由两个结构域组成,N-端结构域(43kDa)决定着促旋酶的活性,其作用是结合和水解ATP,C-端结构域(47kDa)的功能目前还不清楚[8]。

3.2 CcdB蛋白与促旋酶的相互作用促旋酶通过GyrA亚基上的Tyr122共价结合DNA,并诱发DNA的断裂,断裂的DNA 称为G-segment ,同时,另一条称为T-segment的完整DNA穿过G-segment的断裂处,释放到DNA-促旋酶复合体以外,G-segment在原断裂处重新被修复。

正是通过这样的断裂—再接合反应,促旋酶不断地向DNA结构中引入负超螺旋,使基因的转录和复制能够顺利进行。

体外实验证明:CcdB蛋白存在时,促旋酶GyrA亚基和CcdB蛋白直接结合,形成复合体(α复合体),CcdB蛋白对促旋酶水解ATP和促发超螺旋的能力没有影响,即对促旋酶没有毒性。

但是,当GyrB亚基存在时,α复合体会缓慢转变为另一种复合体——β复合体。

β复合体能够水解ATP,但不产生超螺旋,对促旋酶存在毒性。

中毒后的促旋酶使DNA只发生断裂却不能修复,进而减少细胞DNA合成[9],激发SOS反应[10],形成无核细胞,最终导致细胞凋亡。

4. CcdB蛋白作用机制研究表明:大肠杆菌中的CcdB蛋白主要有两种作用:1、捕捉断裂的DNA—促旋酶复合体并使其中毒;2、造成大肠杆菌T7聚合酶通路的中断[11]。

因此,最初的研究者们认为:CcdB蛋白的作用机制可能与喹诺酮类药物类似[12],即与GyrA的N端区域相互作用,触发一个快速却不依赖ATP的,稳定的促旋酶—DNA复合体,诱发DNA损伤,导致双链断裂[13]。

但是,后来的研究表明CcdB蛋白作用机理较喹诺酮类药物更为复杂。

4.1对能量的依赖性:在从CcdB蛋白使DNA促旋酶中毒,到完成切割线性DNA的过程中,能量ATP是一个不可缺少的重要因素[14]。

研究表明:用非水解产物ATP类似物ADPNP 和ADPCP代替ATP,在CcdB蛋白存在的情况下,并不能促发CcdB蛋白对DNA的切割作用。

通过对促旋酶进行改造,得到能结合ATP,但不能使其水解的促旋酶突变体,当CcdB蛋白作用于该突变体时,即使存在ATP,也不能促发线性DNA的切割反应。

但是,以上现象仅出现在线性DNA和松弛型闭合环状DNA中,对于负超螺旋DNA 而言,不存在能量上的依赖现象[15]。

4.2 对DNA片段长度的要求在CcdB蛋白介导的DNA切割反应中,DNA片断长度对切割效率有着很大的影响,最小长度要求为160bp,而喹诺酮类药物可介导切割的双链DNA片断长度最小为20bp,但并不是只要大于160bp的DNA都能在CcdB蛋白存在的情况下被切开,相反,CcdB蛋白,对DNA的切割作用在DNA长度上要求非常严格,原理目前还没有明确的定论。

4.3 与促旋酶结合的区域喹诺酮类药物与促旋酶结合的区域为GyrA亚基第67个氨基酸至106个氨基酸之间的保守区域(QRDR)。

GyrA亚基与ccdB蛋白相互作用的位点为Arg462,GyrA亚基与DNA 共价结合的位点为Tyr122(图2)。

图2促旋酶GyrA亚基的结构[4]CcdB蛋白存在时,DNA的切割作用过程(图3)。

(a) 在缺乏DNA时,促旋酶处于静止状态,此时的GyrB夹子是开放的;(b) 第一段DNA( G segment) 能够与静止期的酶反向结合;(c) G片断(G segment)断裂,断裂的两部分仍然以共价键结合到GyrA亚基酪氨酸残基活性位点Tyr122上,形成所谓的切割复合体。

第二段DNA片断( T segment) 进入到GyrB夹子;(d) 一旦ATP与促旋酶结合,促旋酶的GyrB夹子立刻关闭。

这使得GyrA亚基二聚体的构象平衡达到其开放式构造。

T segment便可以通过G门,DNA增加两个负超螺旋;(e) 在T segment通过之前,CcdB蛋白可以与促旋酶结合,但结合之后,G 门便不再关闭,形成切割复合体;(f) 而在缺乏CcdB蛋白的条件下,GyrA亚基的主要出口会在瞬间开放来释放T segment,随即关闭;(g) 在T segment释放过程结束后,ATP被水解,酶又恢复到静止的状态。

开始新一轮超螺旋的形成,或者进行G segment的选择性连接,使酶释放超螺旋DNA。

图3 CcdB 使促旋酶中毒的机制[16]蓝色:GyrA亚基;绿色:GyrB亚基;红色:DNA链;黄色:CcdB蛋白5. 抗毒素CcdA与毒素ccdB间的相互作用作为Ccd系统抗毒素的CcdA蛋白有两个不同,相互独立的结构域组成:N-端结构域和C-端结构域。

N-端结构域结合DNA,对蛋白的结合不起任何作用,也不会因为蛋白在其它位点上的结合,而出现结构上的变化;C-端结构域则负责同毒素CcdB蛋白结合[17]。

CcdB与CcdA间的相互作用很复杂,依赖于两者间浓度的比例,产生不同的复合物。

当CcdA与CcdB间的比率大于或等于1时,CcdA二聚体会与CcdB二聚体形成复合体,在体外表现出很强的DNA结合能力,螺旋环绕在120bp的启动子区域,这时发挥抑制作用。

而当CcdA与CcdB的比例小于1时,就会形成一种由一个CcdA二聚体与两个CcdB二聚体形成的复合体,此时没有抑制作用。

正是由于CcdA可以高效地结合CcdB,所以,CcdA蛋白可以从无活性的CcdB-GyrA 复合体中夺取CcdB蛋白,从而使GyrA恢复原有的活力。

6. CcdB应用展望由于CcdB对大肠杆菌促旋酶的强毒性效应,ccdB基因可以被构建到表达载体上作为转化时的选择标记,如Invitrogen公司推出的Gateway® Vector Conversion System with One Shot® ccd B Survival TM Competent Cells,就是在Gateway原理的基础上,在中间载体两个重组位点序列间添加ccdB基因。

ccdB基因的表达产物能抑制普通E.coli 生长,在克隆时没有切开或者自身环化的载体在转化后不能生长。

ccdB的选择作用加上抗生素筛选,转化产物重组率可以高达90%以上。

需要特别注意的是在CcdB存在的条件下,表达载体只能被转化到非大肠杆菌宿主菌或是促旋酶发生突变的大肠杆菌中[18]。

由于TA系统对细胞的杀伤作用是通过自然选择产生的,较之抗生素的抗菌作用,其所产生的抗药性的突变率要小得多。

所以,通过对这些天然毒素作用方式的研究,可以更好的理解靶标酶的结构及作用机理,这为设计新的抗多重耐药细菌的治疗性药物提供了重要依据。

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